Name: Optogenetic Stimulation, Laser Ablation, and Imaging of Drosophila Embryos
Uploaded: 2023-04-14T14:50:00
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optogenetic stimulation, laser ablation, and imaging of drosophila embryos

Optogenetic Inhibition of Rho1-Mediated Actomyosin Contractility in Drosophila

Actomyosin contractility, the contractile force exerted by non-muscle myosin II (hereafter &#39;myosin&#39;) on the F-actin network, is one of the most important forces in changing cell shape and driving tissue-level morphogenesis1,2. For example, the activation of actomyosin contractility at the apical domain of the epithelial cells results in apical constriction, which facilitates a variety of morphogenetic processes, including epithelial folding, cell extrusion, delamination, and wound healing3,4,5,6,7. The activation of myosin requires phosphorylation of its regulatory light chain. This modification alleviates the inhibitory conformation of the myosin molecules, allowing them to form bipolar myosin filament bundles with multiple head domains on both ends. The bipolar myosin filaments drive the anti-parallel movement of actin filaments and result in the generation of contractile force1,8,9.
The evolutionarily conserved Rho family&#160;small GTPase RhoA (Rho1 in Drosophila)&#160;plays a central role in the activation of actomyosin contractility in various cellular contexts10,11. Rho1 functions as a bimolecular switch by binding either GTP (active form) or GDP (inactive form)12. The cycling between GTP- or GDP-bound Rho1 is regulated by its GTPase-activating proteins (GAPs) and guanine nucleotide-exchange factors (GEFs)13. GEFs function to facilitate the exchange of GDP for GTP and thus activate Rho1 activity. GAPs, on the other hand, enhance the GTPase activity of Rho1 and thus deactivate Rho1. Activated Rho1 promotes actomyosin contractility through interacting with and activating its downstream effectors, Rho-associated kinase (Rok) and Diaphanous14. Rok induces myosin activation and actomyosin contractility by phosphorylating the regulatory light chain of myosin15. In addition, Rok also inhibits the myosin regulatory light chain phosphatase, and hence further promotes myosin filament assembly16. Rok can also phosphorylate LIM kinases, which, when activated, prevent actin disassembly by phosphorylating and inhibiting the actin-depolymerization factor cofilin17,18. Diaphanous is a formin family actin nucleator that promotes actin polymerization, providing a base for myosin to interact with19,20,21.
While the cellular mechanisms that activate actomyosin contractility have been well elucidated, our understanding of its function in regulating dynamic tissue remodeling remains incomplete. Filling this knowledge gap requires approaches that can rapidly inactivate actomyosin at specific tissue regions in vivo and record the immediate impact on tissue behavior and properties. This protocol describes the use of an optogenetic approach to acutely inhibit actomyosin contractility during Drosophila mesoderm invagination, followed by measurement of epithelial tension using laser ablation. During Drosophila gastrulation, the ventrally localized mesoderm precursor cells undergo apical constriction and invaginate from the surface of the embryo by forming an anterior-posteriorly oriented furrow22,23. The formation of ventral furrows has long been used as a model for studying the mechanism of epithelial folding. Ventral furrow formation is administered by the dorsal-ventral patterning system in Drosophila24,25,26,27. The expression of two transcription factors, Twist and Snail, located at the ventral side of the embryo, controls ventral furrow formation and specifies mesodermal cell fate28. Twist and Snail activate the recruitment of the Rho1 GEF RhoGEF2 to the apex of the mesoderm precursor cells via a G-protein coupled receptor pathway and a RhoGEF2 adaptor protein, T4829,30,31,32,33. Next, RhoGEF2 activates myosin throughout the apical surface of the potential mesoderm through the Rho-Rho kinase pathway34,35,36,37,38,39. Activated myosin forms a supracellular actomyosin network throughout the apical surface of the mesoderm primordium, the contractions of which drive apical constriction and result in a rapid increase in apical tissue tension14,37,40.
The optogenetic tool described in this protocol, Opto-Rho1DN, inhibits actomyosin contractility through blue-light dependent plasma membrane recruitment of a dominant negative form of Rho1 (Rho1DN)41. A T19N mutation in Rho1DN eliminates the ability of the mutant protein to exchange GDP for GTP and thus renders the protein perpetually inactive34. A subsequent mutation in Rho1DN, C189Y, eliminates its naive membrane targeting signal42,43. When Rho1DN is infused to the plasma membrane, it binds to and impounds Rho1 GEFs, thereby blocking the activation of Rho1 as well as Rho1-mediated activation of myosin and actin34,44. The plasma membrane recruitment of Rho1DN is achieved through a light-dependent dimerization module derived from Cryptochrome 2 and its binding partner CIB1. Cryptochrome 2 is a blue-light activated Cryptochrome photoreceptor in Arabidopsis thaliana45. Cryptochrome 2 binds to CIB1, a basic helix-loop-helix protein, only in its photoexcited state45. It was later found that the conserved N-terminal, photolyase homology region (PHR), from Cryptochrome 2 (CRY2PHR, hereafter referred to as CRY2) and the N-terminal domain (aa 1-170) of CIB1 (hereafter CIBN) are important for light-induced dimerization46. Opto-Rho1DN contains two components. The first component is the CIBN protein fused with a CAAX anchor, which localizes the protein to the plasma membrane47. The second component is mCherry-tagged CRY2 fused with Rho1DN41. In the absence of blue light, CRY2-Rho1DN remains in the cytoplasm. Upon blue light stimulation, CRY2-Rho1DN is targeted to the plasma membrane through the interaction between membrane-anchored CIBN and excited CRY2. Opto-Rho1DN can be activated by ultraviolet A (UVA) light and blue light (400-500 nm, peak activation at 450-488 nm), or by an 830-980 nm pulsed laser when performing two-photon stimulation41,46,47,48. Therefore, Opto-Rho1DN is stimulated by wavelengths normally used for exciting GFP (488 nm for single photon imaging and 920 nm for two-photon imaging). In contrast, wavelengths commonly used for exciting mCherry (561 nm for single photon imaging and 1,040 nm for two-photon imaging) do not stimulate the optogenetic module and therefore can be used for pre-stimulation imaging. The protocol describes the approaches used to minimize the risk of unwanted stimulation during sample manipulation.
Laser ablation has been extensively employed to detect and measure tension in cells and tissues49. Previous studies have shown that, when laser intensity is appropriately controlled, two-photon laser ablation employing a femtosecond near-infrared laser can physically impair some subcellular structures (e.g., cortical actomyosin networks) without causing plasma membrane rapture50,51. If the tissue is under tension, laser ablation of a region of interest within the tissue results in an immediate outward recoil of the cells adjacent to the ablated region. The recoil velocity is a function of the magnitude of the tension and the viscosity of the media (cytoplasm) surrounding the structures undergoing recoil49. Because of the superior penetration depth of the near-infrared lasers and the ability to achieve well-confined focal ablation, two-photon laser ablation is particularly useful for detecting tissue tension in vivo. As demonstrated in this protocol, this method can be easily combined with Opto-Rho1DN-mediated inactivation of actomyosin contractility to investigate the direct impact of Rho1-dependent cellular contractility on tissue mechanics during dynamic tissue remodeling.

Author Spotlight: Optogenetic Inhibition of Rho1-Mediated Actomyosin Contractility Coupled with Measurement of Epithelial Tension in Drosophila Embryos  

Inhibición optogenética de la contractilidad de la actomiosina mediada por Rho1 junto con la medición de la tensión epitelial en embriones de Drosophila

Our research studies tissue morphogenesis, the formation of complex three-dimensional tissue structures in development. We are interested in the genes and the molecules that regulate morphogenesis and seek to understand the physical principles underlying morphogenesis. For example, how mechanical forces are generated and how they drive tissue rehabilitation.Contractile forces generated by filamentous actin and non-muscle myosin II, also known as actomyosin contractility, is one of the most important forces that drive tissue morphogenesis. Our current research addresses how actomyosin contractility mediates the folding of blood epithelial cell sheets, a fundamental tissue construction mechanism in development. An in-depth understanding of the role of actomyosin contractility in epithelial folding and other morphogenetic processes requires approaches that can quickly inactivate actomyosin at designated time and location, and records the immediate impact of tissue behavior and properties.However, this is difficult to achieve using conventional genetic approaches. The approach described in this protocol is designed to address how cells and tissues respond to sudden changes in mechanical forces that normally drive tissue remodeling. This is an important question but has been difficult to tackle due to limited approaches that can quickly alter mechanical forces in intact tissues.In this study, we developed an optogenetic tool to inactivate actomyosin at specific tissue regions in Drosophila embryos quickly. We found that combining these two with laser ablation to investigate the direct impact of actomyosin contractility on tissue mechanics in epithelial folding. Our findings provide new insights into the mechanical mechanism apical constriction media to epithelial folding.With manual modifications, the protocol can be easily adapted to study the function of actomyosin contractility in a wide range of morphogenetic processes.

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Optogenetic Stimulation, Laser Ablation, and Imaging of Drosophila Embryos  

Estimulación optogenética, ablación con láser e imágenes de embriones de Drosophila

Para comenzar, apague la luz de la habitación. Seleccione Ocular debajo del panel ocular en el software FlowView. Cambie la torreta del cubo a cuatro TRITC y apague el controlador del panel táctil haciendo clic en apagado debajo de la luz de fondo del controlador del panel táctil en el software.A continuación, apague la pantalla del ordenador. Abra la parte frontal de la cubierta de tela negra del microscopio. Tome el plato de 35 milímetros con fondo de vidrio que contiene los embriones de la caja negra y colóquelo en la platina del microscopio.A continuación, encienda la unidad de iluminación de fluorescencia y utilice el ocular para identificar el embrión de interés. Enfócalo. Cierre la cubierta de tela negra para proteger la muestra de la luz.Encienda la pantalla de la computadora para acceder al software que controla el microscopio. Cambie el ocular a LSM en el software para la adquisición de imágenes. Realizar la ablación con láser en embriones de control no estimulados utilizando un objetivo de inmersión en agua de 25 aumentos.Haga clic en Bright Z, Sequence Manager y LSM stimulation en la ventana de herramientas. Establezca el tipo de escáner como Galvano y el tamaño de escaneo como 512 por 512. Encienda el canal uno y el canal tres debajo del panel de configuración PMT para permitir el uso del láser de 1040 nanómetros y haga clic en vivo cuatro veces la velocidad para visualizar el embrión.Gire el embrión usando la función de rotación para orientar verticalmente el eje anteroposterior y establezca el zoom en tres. Dibuje una región de interés o ROI con la herramienta de forma en la configuración de escaneo y establezca el tamaño de ROI en el panel de referencia. A continuación, establezca el ROI en 512 píxeles de ancho y 100 píxeles de alto.Para establecer los parámetros de adquisición de la pila Z previa a la ablación, registre la superficie del embrión como cero en la sección Z. Establezca el inicio en cero y el final en 100 micrómetros. Establezca el tamaño del paso en dos micrómetros y active el modo de adquisición Z marcando Z en la pestaña de la serie.Con la función Z brillante, establezca la intensidad del láser de 1040 nanómetros para aumentar linealmente del 3 % al 7 %Guarde la configuración de imagen actual como la primera tarea de la canalización haciendo clic en LSM en el Administrador de secuencias. Para establecer los parámetros de adquisición de la película previa a la ablación, establezca un ROI de 512 por 512 píxeles cerca de la superficie ventral del embrión, como se demostró anteriormente. Establezca la intensidad del láser de 1.040 nanómetros en 3%Compruebe el tiempo y desmarque Z en el panel de la serie.Mantenga el intervalo como ejecución libre debajo del panel de lapso de tiempo y establezca el ciclo como 10. Guarde la configuración actual como la siguiente tarea de la canalización haciendo clic en LSM en el Administrador de secuencias. Para establecer los parámetros de la ablación con láser, defina una región 3D inmediatamente debajo de la membrana vitelina.Establezca el inicio de la pila Z como el plano y el final como 20 micrómetros más profundos. Establezca el tamaño del paso en 1,5 micrómetros. Active el canal dos y el canal cuatro debajo del panel de configuración PMT para permitir el uso del láser de 920 nanómetros.Establezca la intensidad del láser en 30% y configure la adquisición de imágenes con el láser para una sola pila Z dentro de la región 3D definida. Guarde la configuración actual como la siguiente tarea de la canalización haciendo clic en LSM en el Administrador de secuencias. Para establecer los parámetros de adquisición para la película posterior a la ablación, configure la adquisición de imágenes para una película posterior a la ablación de un solo plano Z de 100 fotogramas utilizando los láseres de 1, 040 y 920 nanómetros.Establezca la intensidad de los láseres en 3% y 0.3%Guarde la configuración actual como la siguiente tarea de la canalización haciendo clic en LSM en el Administrador de secuencias. Seleccione la secuencia en adquirir. Cambie la ruta de guardado de datos y el nombre del archivo según sea necesario.Haga clic en listo y espere a que el software inicialice la canalización y, a continuación, haga clic en iniciar para ejecutar la canalización. para realizar la ablación con láser en embriones estimulados, establezca los parámetros de adquisición para la pila Z previa a la ablación como se demuestra para los embriones no estimulados. Guarde la configuración actual como la primera tarea de la canalización haciendo clic en LSM en el Administrador de secuencias.Para establecer parámetros para la estimulación optogenética dentro de un ROI definido, cambie el zoom a uno y seleccione un ROI que cubra la superficie ventral del embrión. Apague los detectores del canal uno al canal cuatro, haga clic en Estimulación LSM, desmarque continuo dentro de la duración y escriba 12 segundos. Guarde la configuración actual como la siguiente tarea de la canalización haciendo clic en estimulación en el Administrador de secuencias.Establezca un tiempo de espera de tres minutos después de la estimulación para garantizar la inactivación total de la miosina y el desmontaje apical de la F-actina y lograr una morfología tisular estática antes de la ablación con láser. A continuación, establezca los parámetros de adquisición para la película de preablación de un solo plano Z como se demuestra para los embriones no estimulados, excepto que los láseres de 1, 040 y 920 nanómetros se utilizan para la adquisición de imágenes. Encienda los detectores del canal uno al canal cuatro.Establezca la intensidad de los láseres en 3% y 0.3%Guarde la configuración actual como la siguiente tarea de la canalización haciendo clic en LSM en el Administrador de secuencias. Establecer parámetros para la ablación con láser como se demostró para los embriones no estimulados. Guarde la configuración actual como la siguiente tarea de la canalización haciendo clic en LSM en el Administrador de secuencias.Establezca los parámetros de adquisición para la película posterior a la ablación de un solo plano Z como se demostró para los embriones no estimulados. Guarde la configuración actual como la siguiente tarea de la canalización haciendo clic en LSM en el Administrador de secuencias. Seleccione la secuencia en adquirir.Cambie la ruta de guardado de datos y el nombre del archivo según sea necesario. Haga clic en listo y espere a que el software inicialice la canalización y, a continuación, haga clic en iniciar para ejecutar la canalización. En los embriones no estimulados sometidos a constricción apical, la mCherry de calabaza espagueti se enriqueció en la región apical medial, mientras que la mCherry negativa dominante de CRY2Rho fue citosólica.En los embriones estimulados, la señal negativa dominante de mCherry CRY2Rho se localizó en la membrana plasmática, mientras que la señal apical medial de la mCherry de calabaza espagueti desapareció por completo. La ablación con láser de los embriones no estimulados dentro del dominio de constricción condujo a un rápido retroceso del tejido a lo largo del eje anteroposterior, mientras que la ablación con láser en los embriones estimulados no dio lugar a un retroceso tisular notable. La ablación se cuantificó y se muestra aquí.

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Optogenetic Stimulation, Laser Ablation, and Imaging of Drosophila Embryos

Optogenetic Inhibition of Rho1-Mediated Actomyosin Contractility Coupled with Measurement of Epithelial Tension in Drosophila Embryos

Contractile forces generated by actin and non-muscle myosin II ("actomyosin contractility") are critical for morphological changes of cells and tissues at ...