Name: Tail Vein Puncture Without Anesthesia
Uploaded: 2023-06-30T14:30:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Tail Vein Puncture Without Anesthesia at JoVE.com

tail vein puncture without anesthesia

מחקר השוואתי של טכניקות איסוף דם בחולדות

Blood sampling is necessary for most animal studies, both in vivo and in vitro. In rats, as the frequency and amount of blood sampling can be significant, it is helpful to have different alternatives for collection. Various methods have been described in previous studies.
The most commonly used techniques are tail vein puncture and saphenous vein blood draw. Tail vein sampling is suitable for all rat strains. With proper training, the procedure is simple to perform and causes minimal distress to the animal1. Similarly, the saphenous vein blood draw, provided it is done properly, is also a quick and simple collection method. Neither method requires anesthesia, and both allow for repeated draws of small amounts of blood. However, the saphenous vein puncture usually yields a lower blood volume1 and requires the presence of two people to leave one hindlimb exposed for puncture2.
If large amounts of blood need to be collected from a single animal, cardiac puncture or puncture of the vena cava may be used (up to 10 mL of blood can be drawn from a 150 g rat with cardiac puncture2). These techniques require anesthesia and are terminal procedures. The animal must be euthanized after any of these two techniques2. The jugular stick is an alternative that can be used if large amounts of blood need to be collected in a study that has not yet reached its endpoint. However, this technique also requires significant technical skills to avoid harm to the animal; hence, its use should be limited3.
Other techniques, such as the subclavian vein blood draw, do not need the use of anesthetics before blood collection and allow for repeated sampling of small volumes of blood. However, restrained handling and appropriate needle incision are required for this technique. An improper operation may result in animal pain or even mortality, and the training for this method may be fastidious4. 
Other anecdotal procedures include the orbital puncture and the sublingual vein puncture, both of which require an anesthetic, and neither are recommended nor widely used. Though previous studies have shown faster blood collection by orbital puncture than by tail vein puncture, it was found that orbital puncture under diethyl-ether anesthesia was less well tolerated than the latter method (based on the animals' excitation scores and urine production)5. Moreover, this method is highly influenced by the skill of the person who performs the procedure and is mainly performed by experienced veterinarians. Comparably, the sublingual vein puncture is less distressing and is recommended for repeated blood sampling6. However, this technique presents severe adverse effects such as reduced food and water intake, which can lead to the animal's death7. 
This study describes two methods used in our laboratory for repeated blood sampling. Tail vein puncture can be performed on a conscious animal, and the tissue damage and adverse effects are minimal. The modification of this technique in this study includes stabilizing the tail with the index and middle finger, which allows a single operator to perform the blood collection. The dorsal penile vein puncture has already been described for simple intravenous injections. This technique is performed under anesthesia and allows for a reliable blood source in case of difficulties with other methods (e.g., during the immediate postoperative period, with a small animal, when performing perioperative blood draw under anesthesia). Similar to tail vein sampling, the injury at the puncture site will have a minor overall effect on the animal compared to the techniques mentioned above8. The aim of this methods paper is to offer inexperienced researchers simple and reliable blood sampling alternatives according to the context (e.g., for procedures done under anesthesia, for studies including male rats, for animals with thin tail veins).

מחבר זרקור: שיטות איסוף דם תלויות הקשר בחולדות 

וריד זנב שונה וניקוב ורידים פין לדגימת דם במודל החולדה

The issue of repeated blood collection methods needs to be addressed since the majority of studies on rats require them. It's important to take into account that a sampling method can be very efficient in a certain context, but become unsuitable for another study. This protocol aims to offer simple and reliable blood sampling alternatives to researchers.Both methods can be done by a single operator and require no extensive prior training, which allows for standardized procedure. When an animal is under anesthesia, the effect of isoflurane can lead to vessel spasm and make the tail vein puncture unsuitable for blood collection. Our protocol offers an alternative in this situation, the penile vein puncture, which presents a better success rate and yields significantly more amounts of blood in less time.

Watch this Scientific Journal Video about Tail Vein Puncture Without Anesthesia at JoVE.com

Tail Vein Puncture Without Anesthesia  

ניקוב ורידים בזנב ללא הרדמה

כדי להתחיל, לאבטח את החולדה בחרוט ריסון פלסטיק, לתחום את הקצה הגדול של החרוט סביב בסיס הזנב. ודא כי בעל החיים נוח ונשימה היא בלתי מוגבלת לאורך כל ההליך. טובלים את הזנב במים חמים למשך כדקה כדי להרחיב את הווריד, ומייבשים את הזנב במגבת נייר.בריסון, מקם את בעל החיים עם הפנים כלפי מטה כשהזנב שוכב על כרית חימום. כדי לבחור את וריד הזנב המתאים לדגימה, סובב את החיה כולה לצד ימין או שמאל. השתמש בשליש הסופי של הזנב לניקוב כלי דם מכיוון שכלי הדם הופכים שטחיים יותר באזור זה.נגבו את הזנב במגבוני אתנול 70% באתר הניקוב והניחו אותו על קצה כרית החימום, תוך יצירת זווית בשליש הסופי של הזנב. זה מביא את הווריד אל פני השטח ויוצר יותר מקום ללקיחת הדגימה. לדגימת דם, הזיזו את הבוכנה קדימה ואחורה במזרק מספר פעמים כדי להחליק את הנסיגה ואז משכו את הבוכנה כדי ליצור לחץ שלילי במזרק.הדקו את הזנב שטוח על כרית החימום באמצעות האצבע המורה והאצבע האמצעית הלא דומיננטיות. הניחו את האצבע האמצעית בסמיכות ואת האצבע המורה באופן מרוחק עם אתר הניקוב בין שתי אצבעות אלה. החליקו את מזרק האינסולין כנגד האצבע המורה כאשר עין המחט מצביעה כלפי מעלה עד להחדרה לווריד.זה יוצר זווית של 35 מעלות בין המחט לזנב. ברגע שהמחט נכנסה לווריד, הדם יזרום לתוך המזרק. לאט למשוך את הבוכנה של מזרק בקצב קבוע כדי לאסוף את נפח הרצוי.מוציאים את המזרק מהזנב ומאפשרים לטיפת דם להיווצר בצד הנקב של הזנב. שאפו את הדם הזה לאסוף עוד כמה מיקרוליטרים של דם, במקרה של הליך לא סטרילי. יש להפעיל לחץ על אזור הניקוב כדי לעצור את הדימום ולנגב את האזור במגבון אלכוהול חדש.לאחר הוצאת החולדה מהחרוט, החזירו אותה לכלוב שלה. שיעורי ההצלחה בשיטות ניקוב וריד הזנב הושוו לאחוזי ההצלחה של שיטת ניקוב ורידים בפין בהרדמה. מעניין לציין כי תחת הרדמה, וריד הזנב הפך להיות מאוד לא אמין והיה לו שיעור הצלחה של 25% בלבדשיעורי ההצלחה הראו תוצאות כמעט דומות עבור ניקוב וריד הזנב בחולדות מודעות וניקוב ורידים הפין תחת הרדמה.דגימת הדם בוצעה תוך פחות משש דקות בניקור ורידים בזנב ללא הרדמה, ובשיטת ניקוב ורידים בפין בהרדמה, ואילו שיטת ניקוב ורידים בזנב בהרדמה ארכה יותר משמונה דקות עקב כשלים מרובים.

Research

JoVE Journal

Medicine

Tail Vein Puncture Without Anesthesia

Modified Tail Vein and Penile Vein Puncture for Blood Sampling in the Rat Model

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood ...