Name: Maus-Kraniotomie zur intrazerebroventrikulären Freihandinjektion
Uploaded: 2024-01-12T12:45:00
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mouse craniotomy for free-hand intracerebroventricular injection

Durchführung einer intrazerebroventrikulären Injektion bei Mäusen mit einem Freihandansatz

The delivery of experimental agents, such as drugs1, viruses2, or cells3, to the brain is often necessary for neuroendocrine research. If the agent does not readily cross the blood-brain barrier or the experimental objective is to specifically test the central effects of the agent, it is important to have a reliable method for delivering injections into the brain. Moreover, injection into the intracerebroventricular (ICV) space provides the opportunity to distribute the agent widely in the brain and provides a large target area, thus increasing the likelihood of successful injection2. 
A common method for making ICV injections involves the placement of a permanent indwelling cannula. In this approach, a stereotaxic frame is necessary to position the commercially available or custom-made cannula, as the cannula is glued or cemented in place. Often, upon recovery, a supraphysiological dose of angiotensin II is administered through the cannula, and if drinking behavior is immediately observed, then the cannula is considered correctly placed4. This approach has many advantages, including the ability to perform long-term infusion and the ability to inject the same animal multiple times; additionally, if angiotensin II is employed, correct placement can be confirmed prior to the administration of experimental compounds. However, there are some limitations to placing a permanent cannula, including the requirement for expensive equipment (stereotaxic frame), the possibility of damage to the cannula after placement (e.g., mice can chew on the cannula of a cage mate), and the possibility of infections around the permanent cannula. Single ICV injections can be made with the use of a stereotaxic frame3, which, although effective, requires substantial exposure to anesthesia and, thus, may obscure some acute physiological and behavioral effects of the treatment. Additionally, the placement of mice in a stereotaxic frame requires substantial training to achieve stable placement and prevent the rupturing of the ear canals.
Here, an established method for making free-hand injections in mice is described. This method is based on previous reports5,6. The advantages of this technique are that it is simple, rapid, and does not require specialized equipment such as a stereotaxic frame. As described below, this procedure involves manipulating a glass syringe relative to landmarks on the mouse head to make the injections, which can be done rapidly and, thus, requires only a few minutes of gas anesthesia on the experimental day.

Autor im Rampenlicht: Erkenntnisse, Innovationen und zukünftige Wege in der reproduktiven Neurokontrolle 

Intrazerebroventrikuläre Freihandinjektionen bei Mäusen

We are interested in the neural control of reproductive function, particularly how the brain regulates the release of hormones that control the gonads, both in healthy conditions and in response to stress. The main advantage of this technique is that it is relatively simple and rapid. Delivering drugs into the lateral ventricle is a great way to cast a wide net in testing a signaling pathway to support more detailed follow-up experiments.There's still much to be learned about the neuroendocrine control of reproduction, including the molecular mechanisms for luteinizing hormone pulse generation, mechanisms for modulating pulse frequency during stress, and generation of the preovulatory LH surge. In the future, we are particularly interested in integrating disparate findings into models.

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Maus-Kraniotomie zur intrazerebroventrikulären Freihandinjektion

Beginnen Sie mit der Vorbereitung auf eine Kraniotomie, indem Sie eine saubere Unterlage auf die Arbeitsfläche legen. Klebe den Nasenkonus eines Isofluran-Vaporizers auf die Arbeitsfläche. Legen Sie dann einen Silastic-Schlauch auf das Ende einer 18-Gauge-Nadel und achten Sie darauf, dass ein Millimeter der Nadelspitze herausragt.Üben Sie die Nadelbewegung, indem Sie ein Blatt Papier mit einem Startpunkt für Bregma markieren, weitere 0,2 Millimeter seitlich, und machen Sie eine letzte Markierung, einen Millimeter kaudal zur zweiten Markierung. Üben Sie, die Nadel vom Startpunkt zur zweiten Markierung und dann zur letzten Markierung zu bewegen, und stellen Sie sicher, dass die Bewegung ohne Führungen wiederholbar ist. Als nächstes rasieren Sie den Kopf des betäubten Tieres.Legen Sie die Maus auf die Arbeitsfläche, halten Sie den Kopf im Nasenkegel, um die Anästhesie aufrechtzuerhalten, und tragen Sie Augengleitmittel auf beide Augen auf. Schrubben Sie nun die Injektionsstelle mit steriler Gaze, die in Jodlösung getaucht ist. Wischen Sie den Bereich dann mit einem Alkohol-Peeling-Pad ab.Wiederholen Sie diesen Vorgang dreimal. Halten Sie den Kopf mit der nicht dominanten Hand fest und legen Sie die Maus flach auf die Arbeitsfläche. Ziehen Sie die vorbereitete 18-Gauge-Nadel über die Kopfhaut, entlang der Mittellinie in rostraler, kaudaler Richtung, um Bregma zu identifizieren.Bewegen Sie nun die Nadel zwei Millimeter seitlich und einen Millimeter kaudal zur Injektionsstelle. Halten Sie die Nadel senkrecht und stoßen Sie sie fest durch Haut und Knochen, bis der Schlauch bündig mit der Haut abschließt. Ziehen Sie die Nadel zurück, drehen Sie sie und drücken Sie erneut durch die Haut und den Knochen, wobei Sie den Vorgang wiederholen, um ein kleines Loch im Knochen zu erzeugen.Prüfen Sie mit der stumpfen Nadel, ob ein ausreichendes Loch im Knochen vorhanden ist, das groß genug ist, um die Nadel hindurchzulassen. Entfernen Sie die Maus vom Nasenkonus. Fahren Sie fort, um jegliches Blut von der Injektionsstelle mit steriler Gaze zu entfernen.Setze die Maus in einen Käfig, auf einen Käfigwärmer, bis sie wach ist.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Mouse Craniotomy for Free-Hand Intracerebroventricular Injection

Free-Hand Intracerebroventricular Injections in Mice

The investigation of neuroendocrine systems often requires the delivery of drugs, viruses, or other experimental agents directly into the brains of mice. ...