Name: Muskraniotomi för intracerebroventrikulär injektion på fri hand
Uploaded: 2024-01-12T12:45:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Mouse Craniotomy for Free-Hand Intracerebroventricular Injection at JoVE.com

mouse craniotomy for free-hand intracerebroventricular injection

Utföra intracerebroventrikulär injektion på möss med hjälp av en frihandsmetod

The delivery of experimental agents, such as drugs1, viruses2, or cells3, to the brain is often necessary for neuroendocrine research. If the agent does not readily cross the blood-brain barrier or the experimental objective is to specifically test the central effects of the agent, it is important to have a reliable method for delivering injections into the brain. Moreover, injection into the intracerebroventricular (ICV) space provides the opportunity to distribute the agent widely in the brain and provides a large target area, thus increasing the likelihood of successful injection2. 
A common method for making ICV injections involves the placement of a permanent indwelling cannula. In this approach, a stereotaxic frame is necessary to position the commercially available or custom-made cannula, as the cannula is glued or cemented in place. Often, upon recovery, a supraphysiological dose of angiotensin II is administered through the cannula, and if drinking behavior is immediately observed, then the cannula is considered correctly placed4. This approach has many advantages, including the ability to perform long-term infusion and the ability to inject the same animal multiple times; additionally, if angiotensin II is employed, correct placement can be confirmed prior to the administration of experimental compounds. However, there are some limitations to placing a permanent cannula, including the requirement for expensive equipment (stereotaxic frame), the possibility of damage to the cannula after placement (e.g., mice can chew on the cannula of a cage mate), and the possibility of infections around the permanent cannula. Single ICV injections can be made with the use of a stereotaxic frame3, which, although effective, requires substantial exposure to anesthesia and, thus, may obscure some acute physiological and behavioral effects of the treatment. Additionally, the placement of mice in a stereotaxic frame requires substantial training to achieve stable placement and prevent the rupturing of the ear canals.
Here, an established method for making free-hand injections in mice is described. This method is based on previous reports5,6. The advantages of this technique are that it is simple, rapid, and does not require specialized equipment such as a stereotaxic frame. As described below, this procedure involves manipulating a glass syringe relative to landmarks on the mouse head to make the injections, which can be done rapidly and, thus, requires only a few minutes of gas anesthesia on the experimental day.

Författare i fokus: Insikter, innovationer och framtida vägar inom reproduktiv neurokontroll 

Intracerebroventrikulära injektioner på fri hand hos möss

We are interested in the neural control of reproductive function, particularly how the brain regulates the release of hormones that control the gonads, both in healthy conditions and in response to stress. The main advantage of this technique is that it is relatively simple and rapid. Delivering drugs into the lateral ventricle is a great way to cast a wide net in testing a signaling pathway to support more detailed follow-up experiments.There's still much to be learned about the neuroendocrine control of reproduction, including the molecular mechanisms for luteinizing hormone pulse generation, mechanisms for modulating pulse frequency during stress, and generation of the preovulatory LH surge. In the future, we are particularly interested in integrating disparate findings into models.

Watch this Scientific Journal Video about Mouse Craniotomy for Free-Hand Intracerebroventricular Injection at JoVE.com

Muskraniotomi för intracerebroventrikulär injektion på fri hand

Börja med att förbereda dig för en kraniotomi genom att placera en ren bänkdyna på arbetsytan. Tejpa fast noskonen på en isofluranförångare på arbetsytan. Placera sedan silastisk slang på änden av en 18-gauge nål och se till att en millimeter av nålspetsen sticker ut.Öva nålens rörelse genom att markera ett pappersark med en startpunkt för bregma, ytterligare 0,2 millimeter i sidled, och gör en slutlig markering, en millimeter stjärtfena till den andra markeringen. Öva på att flytta nålen från startpunkten till den andra markeringen, sedan det slutliga märket, och se till att rörelsen kan upprepas utan guider. Raka sedan huvudet på det sövda djuret.Placera musen på arbetsytan, håll huvudet i näskonen för att bibehålla bedövning och applicera ögonsmörjmedel på båda ögonen. Skrubba nu injektionsstället med steril gasväv doppad i jodlösning. Torka sedan av området med en spritskrubbsvamp.Upprepa denna process tre gånger. Håll stadigt i huvudet med den icke-dominanta handen och lägg musen platt på arbetsytan. Dra den förberedda 18-gauge nålen över huvudhuden, längs mittlinjen i rostral, kaudal riktning för att identifiera bregma.Flytta nu nålen två millimeter i sidled och en millimeter stjärtfenan till injektionsstället. Håll nålen vertikalt och tryck den ordentligt genom huden och benet tills slangen är i jämnhöjd med huden. Dra tillbaka nålen, rotera och tryck genom huden och benet igen, upprepa processen för att skapa ett litet hål i benet.Använd den trubbiga nålen för att kontrollera om det finns ett tillräckligt hål i benet, tillräckligt stort för att nålen ska kunna passera igenom. Ta bort musen från noskonen. Fortsätt med att rensa bort eventuellt blod från injektionsstället med steril gasbinda.Placera musen i en bur, på en burvärmare, tills den är vaken.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Mouse Craniotomy for Free-Hand Intracerebroventricular Injection

Free-Hand Intracerebroventricular Injections in Mice

The investigation of neuroendocrine systems often requires the delivery of drugs, viruses, or other experimental agents directly into the brains of mice. ...