Beginnen Sie damit, die 35-Millimeter-Deckglasschalen mit Poly-D-Lysin (PDL) zu beschichten. Geben Sie dazu einen 0,5-Mikroliter-Tropfen PDL in die Mitte einer Deckglasschale. Schmieren Sie den PDL-Tropfen mit einer 10-Mikroliter-Messpipette über das Deckglas.
Lassen Sie die beschichtete Deckglasschale 10 Minuten lang bei 37 Grad Celsius trocknen. Für die Bildgebung der frisch gesammelten Spermien aus einem Mausmodell, das AcroSensE exprimiert, geben Sie 80 Mikroliter der vorbereiteten Spermiensuspension in die Mitte der PDL-beschichteten Deckglasschale. Geben Sie dann langsam drei Milliliter ergänztes, modifiziertes Whitten's Basismedium, das auf 37 Grad Celsius vorgewärmt wurde, in die Schale.
Fahren Sie mit der Bildgebung fort, indem Sie eine Kombination aus einem Mikroskop und dem Einzelzellstimulanzien-Setup verwenden. Montieren Sie zunächst die Schale mit dem Sperma auf dem Mikroskop. Positionieren Sie dann mit dem Mikromanipulator die Kapillarspitze des Stimulanzienabgabesystems etwa 100 μm seitlich und fünf bis 10 μm über der Ebene der interessierenden Zelle.
Positionieren Sie die Kapillare innerhalb von 100 Mikrometern vom Spermienkopf entfernt. Starten Sie als Nächstes die Bildgebungssequenz auf dem Mikroskop. Bilden Sie Spermien mit einer hohen Bildrate ab, vorzugsweise mehr als 10 Bilder pro Sekunde.
Aktivieren Sie 10 Sekunden nach Beginn der Bildaufnahme das Einzelzellabgabesystem, um einen 10-sekündigen Stimulanzienstoß abzugeben. Fahren Sie mit der Aufnahme von Bildern von Zellen für eine Dauer von 10 bis 15 Minuten fort. Auf ähnliche Weise können Sie mehrere Zellen aus einer einzigen Schale entsprechend den auf dem Bildschirm angezeigten Stellen abbilden.