Name: production and titering of recombinant adeno-associated viral vectors
Uploaded: 2011-11-27T14:00:00
Duration: 8 min 35 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Production and Titering of Recombinant Adeno-associated Viral Vectors at JoVE.com

Zie figuur 1 voor een illustratie waarin de volgende protocol. Veiligheid Opmerking: Alle materiaal dat in contact is geweest met de gemonteerde virale deeltjes moet worden gedesinfecteerd met Virkon oplossing of een ander geschikt desinfectans. 1. De voorbereiding van plasmide DNA voorraden (~ 2 dagen) <ol><li> De volgende plasmiden zijn vereist een: <ul><li> pRV1 - bevattende de AAV2 Rep en Cap sequenties </li><li> pH21 - bevattende de AAV1 Rep en Cap sequenties </li><li> pFdelta6 - Adenovirus-helper plasmide </li><li> AAV plasmide dat het recombinante expressiecassette geflankeerd door AAV2 verpakking signalen (inverted terminal repeats, ITRs) </li></ul></li><li> Terwijl pFdelta6 moeten worden gekweekt in Stbl2 competente cellen op gedeeltelijke verwijdering te voorkomen, kan pRV1 en pH21 worden gekweekt in DH5alpha competente cellen. AAV plasmiden kunnen worden geteeld in Stbl2 cellen als partiële deleties optreden in DH5alpha cellen. </li><li>Plasmide DNA moet van hoge kwaliteit en vrij van verontreinigingen RNA. Plasmiden kunnen worden gescreend op integriteit met de volgende verteert: <ul><li> pRV1 - verteren met Xbal aan banden van 7,5 kb en 3,8 kb te geven </li><li> pH21 - verteren met EcoRI om banden van 4,5 kb, 2,8 kb en 0,2 kb te geven </li><li> pFdelta6 - verteren met HindIII om banden van 5,5 kb, 3 kb, 3 kb, 2,3 kb en 1,5 kb te geven </li></ul></li></ol> 2. Voorbereiding van de Human Embryonic Kidney 293 (HEK293) cellen voor transfectie (2 - 3 dagen) <ol><li> Plaat twee 80% confluent 150 cm 2 flessen van HEK293 cellen in vijf 15 cm diameter Nunc weefselkweek gerechten. De cellen moeten worden 70 - 80% samenvloeiende voor transfectie (ongeveer 48 uur na plating). Cultuur cellen in standaard Dulbecco&#39;s gemodificeerd Eagle medium (DMEM) met een lage glucose met 10% foetaal kalf serum en 100 U / ml penicilline / 100 ug / ml streptomycine. </li><li> 3 uur voor transfectie te verwijderen DMEM en te vervangen door Iscove&#39;S gewijzigde Dulbecco&#39;s medium (IMDM) met 5% foetaal kalf serum. </li></ol> 3. Transfectie van virale plasmiden (~ 1 uur voor transfectie, drie dagen voor de incubatie) <ol><li> Bereid het volgende voor een enkele partij (5 x 15 cm weefselkweek platen) van het virus: <ul><li> 62,5 microgram AAV plasmide </li><li> 125 ug pFdelta6 </li><li> 31.25 microgram pRV1 </li><li> 31.25 microgram pH21 </li><li> 1650 pl 2,5 M CaCl 2 </li><li> 12 ml dH 2 O </li></ul></li><li> In een klasse 2 weefselkweek kap steriel filter van de transfectie mengsel in een 50 ml buis. </li><li> Terwijl vortexen de oplossing, snel toevoegen van 13 ml 2 x HEPES-gebufferde zoutoplossing (pH 7,05). Vervang de deksel van 50 ml buis en blijven vortex gedurende 15 seconden. Laten staan ​​gedurende 1 minuut 45 seconden, moet een fijne witte neerslag te vormen. </li><li> Zachtjes voeg 5 ml van de transfectie oplossing voor elke 15 cm weefselkweek schotel. Swirl platen te mengen en terug te keren naar incubator. </li><li> 16 uur na transfectie verwijderen IMDM medium en te vervangen door DMEM. </li></ol> 4. Lyseren van cellen en het oogsten van rAAVs (2 uur) <ol><li> 72 uur na transfectie, verwijder media uit celkweek platen en gooi deze weg. Al het afval dient te worden behandeld met Virkon oplossing of een ander geschikt desinfectans. </li><li> Voorzichtig de cellen wassen in warm 1x fosfaat-gebufferde zoutoplossing (PBS, pH 7,4). </li><li> Voeg 25 ml warm PBS aan elk bord en verwijder voorzichtig cellen met een cel schraper. Verzamel suspensie in 50 ml buizen. </li><li> Pellet cellen op 800 xg gedurende 10 minuten. </li><li> Gooi supernatant en resuspendeer pellet in 150 mM NaCl, 20 mM Tris pH 8,0, gebruik van 10 ml per weefselkweek plaat. Opgesplitst in twee 50 ml buizen. </li><li> Bereid een verse oplossing van 10% natriumdeoxycholaat in dH 2 O. Voeg 1,25 ml van deze aan elke buis voor een uiteindelijke concentratie van 0,5%. Voeg benzonase nuclease tot een uiteindelijke concentratie van 50 eenheden per ml. Meng grondig buis. </li><li&gt; Incubeer bij 37 ° C gedurende 1 uur. </li><li> Verwijder de cellulaire puin door centrifugeren bij 3000 xg gedurende 15 minuten. Transfer naar verse 50 ml tube, ervoor zorgen dat alle celafval is verwijderd om te voorkomen dat het blokkeren van heparine kolommen (zie stap 5). In dit stadium kunnen de monsters worden bewaard bij -20 ° C voordat u verder gaat. Wij hebben opgeslagen monsters gedurende enkele weken bij -20 ° C zonder een vermindering van de besmettelijkheid. </li></ol> 5. Heparine kolom zuivering van rAAVs (2 - 3 uur) <ol><li> Setup HiTrap heparine kolommen met behulp van een peristaltische pomp, zodat oplossingen stroming door de kolom van 1 ml per minuut voor de stappen die 5,2 tot 5,4. Het is belangrijk om te controleren of er geen luchtbellen worden ingebracht in de heparine kolom. </li><li> Evenwicht van de kolom met 10 ml 150 mM NaCl, 20 mM Tris, pH 8,0. </li><li> Van toepassing zijn 50 ml virus oplossing naar kolom en laat doorstromen. </li><li> Was kolom met 20 ml 100 mM NaCl, 20 mM Tris, pH 8,0. </li><li> Met behulp van een 5 ml spuit blijft de kolom w wassenet 1 ml 200 mM NaCl, 20 mM Tris, pH 8,0, gevolgd door 1 ml 300 mM NaCl, 20 mM Tris, pH 8,0. Gooi de flow-through. </li><li> Met behulp van 5 ml spuiten en lichte druk elueren van het virus uit de kolom door het toepassen van: <ul><li> 1,5 ml 400 mM NaCl, 20 mM Tris, pH 8,0 </li><li> 3,0 ml 450 mM NaCl, 20 mM Tris, pH 8,0 </li><li> 1,5 ml 500 mM NaCl, 20 mM Tris, pH 8,0 </li><li> Verzamel deze in een 15 ml centrifugebuis. </li></ul></li></ol> 6. Concentratie en steriele filtratie van rAAVs (1 uur) <ol><li> Concentreer je vector met behulp van Amicon ultra-4 centrifugaal filter units met een moleculair gewicht 100.000 cutoff. Laad 4 ml eluaat van de kolom in de concentrator en centrifugeer bij 2000 xg gedurende 2 minuten (op kamertemperatuur). Gooi doorstroomsysteem en reload concentrator met de resterende virus oplossing en herhaal centrifugeren. De geconcentreerde volume moet ongeveer 250 ul worden. Als geconcentreerde volume is aanzienlijk meer dan dit, gooi de stroom through en blijven centrifuge in een minuut stappen tot het volume is ongeveer 250 ul. </li><li> Voeg 250 ui PBS om virus voor een eindvolume van 500 pi en verwijderen van de concentrator. </li><li> Filter vector door middel van een 13 mm doorsnede 0,2 micrometer spuitfilter. Vector moet gealiquoteerd en bewaard bij -80 ° C tot de gewenste. </li></ol> 7. Titering van virale voorraden (3 dagen) Dit vereist een promotor die actief is in HEK293 cellen besturen van een reportergen of een immunocytochemically detecteerbaar genproduct. Bij het produceren van een vector die niet compatibel is met HEK293 cellen andere cellijnen of primaire celculturen worden gebruikt. <ol><li> Bereid 18 poly-L-lysine gecoat glas dekglaasjes of 18 putten van Nunc kamer dia&#39;s door zaaien HEK293 cellen, zodat deze zijn 40 - 50% confluent. Voor de titratie van Cre-afhankelijke rAAVs gebruiken HEK293 cellen die stabiel uitdrukken Cre recombinase 2. </li><li> Infecteren elk putje met een seriële dilutions van de AAV-vector (afb. 2A). Gebruik 3 putten per verdunning. We routinematig direct toe te voegen virus aan elke well. </li><li> Na 72 uur vast HEK293 cellen door het toevoegen van een gelijk volume van 4% paraformaldehyde (PFA) tot middelgrote (het geven van een uiteindelijke concentratie van 2% PFA) gedurende tien minuten bij kamertemperatuur. </li><li> Was de cellen drie keer in PBS, spoelen in dH 2 O en dekglaasje aan. </li><li> Tel het aantal getransduceerde cellen van de drie putten die de hoogste verdunning factor hebben, maar bevatten nog steeds geïnfecteerde cellen, vind het gemiddelde van deze en vermenigvuldigen met de verdunningsfactor om het aantal infectieuze eenheden per microliter (Fig 2B) te geven. </li></ol> 8. Verwachte resultaten HEK293 cellen getransduceerd met een virus dat codeert voor versterkt groen fluorescent eiwit (eGFP) zijn weergegeven in figuur 2B. Wij over het algemeen een consistente titers van ongeveer 6 x 10 6 infectieuze deeltjes per micro liter. We routinematig gebruik van deze vectoren voor stereotaxische injectie in de volwassen knaagdieren hersenen. Dit zorgt voor een krachtige techniek voor de regio-specifieke genexpressie 2. Naar deze regio specificiteit te combineren met cell-type selectieve genexpressie we Cre recombinase-afhankelijke rAAVs injecteren in doel gebieden van Cre-transgene muizen 2. Figuur 2C-E toont voorbeelden van stereotaxische injecties van Cre-afhankelijke rAAVs codering eGFP in verschillende gebieden van de hersenen van volwassen parvalbumin-Cre transgene muizen 3. <img alt="Figuur 1" src="/files/ftp_upload/3348/3348fig1.jpg" /> Figuur 1. Schematische weergave van het protocol voor rAAV productie. 1.) HEK293 cellen worden uitgeplaat en gekweekt tot 70 - 80% samenvloeiing. 2.) AAV en helper plasmiden worden voorbereid en getransfecteerd in HEK293 cellen. 3.) Medium is terug veranderd naar DMEM 16 uur na transfectie en HEK293 cellen worden gekweekt voor een ander 56 uur. 4.) HEK293 cellen geoogst en gelyseerd. rAAV vectoren zijn gescheiden van celresten door centrifugation. 5.) Virale deeltjes worden gezuiverd door middel van heparine kolommen voordat de concentratie en sterilisatie. 6.) HEK293 cellen worden gekweekt op 24 goed platen en met seriële verdunningen van de AAV-vector om het aantal infectieuze eenheden te bepalen infecteren. <img alt="Figuur 2" src="/files/ftp_upload/3348/3348fig2.jpg" /> Figuur 2. Titering en in vivo toepassing van rAAV1 / 2. (A) Instellen van HEK293 cellen voor het meten van virale titer. HEK293 cellen zijn getransduceerd met seriële verdunningen van rAAVs. C, niet-geïnfecteerde controle; N, 1 ui van onverdunde virale voorraad. (B) HEK293 cellen geïnfecteerd met rAAVs uiten eGFP. (CE) Virale eGFP expressie is beperkt tot Cre expressie neuronen in verschillende doelgroepen regio&#39;s van parvalbumin-Cre transgene muizen na stereotaxische injectie van Cre-geactiveerde rAAVs. Voorbeelden beelden tonen GFP immunoreactiviteit in (C) van de thalamus en reticulaire globus pallidus, (D) de dentate gyrus en (E) de CA1 regio van de hippocampus. DG, dentate gyrus, RT, reticulaire thalamus kern; GP, globus pallidus. Schaal bars: B, 500 micrometer, C, 100 micrometer, D, 100 micrometer, E, 500 pm.

<ol>
	<li>Klugmann, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=AAV-mediated+hippocampal+expression+of+short+and+long+Homer+1+proteins+differentially+affect+cognition+and+seizure+activity+in+adult+rats.">AAV-mediated hippocampal expression of short and long Homer 1 proteins differentially affect cognition and seizure activity in adult rats.</a> Molecular and Cellular Neurosciences. 28, 347-360 (2005).</li><li>Murray, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parvalbumin-positive+CA1+interneurons+are+required+for+spatial+working+but+not+for+reference+memory.">Parvalbumin-positive CA1 interneurons are required for spatial working but not for reference memory.</a> Nature Neuroscience. 14, 297-299 (2011).</li><li>Hippenmeyer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+developmental+switch+in+the+response+of+DRG+neurons+to+ETS+transcription+factor+signaling.">A developmental switch in the response of DRG neurons to ETS transcription factor signaling.</a> PLoS Biology. 3, e159-e159 (2005).</li><li>Hauck, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+and+characterization+of+chimeric+recombinant+AAV+vectors.">Generation and characterization of chimeric recombinant AAV vectors.</a> Molecular Therapy. 7, 419-425 (2003).</li><li>Halbert, C. L., Allen, J. M., Miller, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adeno-associated+virus+type+6+(AAV6)+vectors+mediate+efficient+transduction+of+airway+epithelial+cells+in+mouse+lungs+compared+to+that+of+AAV2+vectors.">Adeno-associated virus type 6 (AAV6) vectors mediate efficient transduction of airway epithelial cells in mouse lungs compared to that of AAV2 vectors.</a> Journal of Virology. 75, 6615-6615 (2001).</li><li>Blankinship, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficient+transduction+of+skeletal+muscle+using+vectors+based+on+adeno-associated+virus+serotype+6.">Efficient transduction of skeletal muscle using vectors based on adeno-associated virus serotype 6.</a> Molecular Therapy. 10, 671-678 (2004).</li><li>Wu, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+amino+acid+changes+can+influence+titer,+heparin+binding,+and+tissue+tropism+in+different+adeno-associated+virus+serotypes.">Single amino acid changes can influence titer, heparin binding, and tissue tropism in different adeno-associated virus serotypes.</a> Journal of Virology. 80, 11393-11397 (2006).</li><li>Dong, J. Y., Fan, P. D., Frizzell, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+analysis+of+the+packaging+capacity+of+recombinant+adeno-associated+virus.">Quantitative analysis of the packaging capacity of recombinant adeno-associated virus.</a> Human gene therapy. 7, 2101-2112 (1996).</li><li>Zolotukhin, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Production+and+purification+of+serotype+1,+2,+and+5+recombinant+adeno-associated+viral+vectors.">Production and purification of serotype 1, 2, and 5 recombinant adeno-associated viral vectors.</a> Methods. 1, 158-167 (2002).</li><li>Burova, E., Loffe, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chromatographic+purification+of+recombinant+adenoviral+and+adeno-associated+viral+vectors:+methods+and+implications.">Chromatographic purification of recombinant adenoviral and adeno-associated viral vectors: methods and implications.</a> Gene Therapy. 12, 5-17 (2005).</li><li>Zolotukhin, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recombinant+adeno-associated+virus+purification+using+novel+methods+improves+infectious+titer+and+yield.">Recombinant adeno-associated virus purification using novel methods improves infectious titer and yield.</a> Gene Therapy. 6, 973-985 (1999).</li><li>Bilbao, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patterns+of+gene+expression+from+in+utero+delivery+of+adenoviral-associated+vector+serotype+1.">Patterns of gene expression from in utero delivery of adenoviral-associated vector serotype 1.</a> Human Gene Therapy. 16, 678-684 (2005).</li><li>Pilpel, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=reproducible+transduction+of+select+forebrain+regions+by+targeted+recombinant+virus+injection+into+the+neonatal+mouse+brain.">reproducible transduction of select forebrain regions by targeted recombinant virus injection into the neonatal mouse brain.</a> Journal of Neuroscience Methods. 182, 55-63 (2009).</li><li>Mastakov, M. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Combined+injection+of+rAAV+with+mannitol+enhances+gene+expression+in+the+rat+brain.">Combined injection of rAAV with mannitol enhances gene expression in the rat brain.</a> Molecular Therapy. 3, 225-232 (2001).</li><li>Fu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Self-complementary+adeno-associated+virus+serotype+2+vector:+global+distribution+and+broad+dispersion+of+AAV-mediated+transgene+expression+in+mouse+brain.">Self-complementary adeno-associated virus serotype 2 vector: global distribution and broad dispersion of AAV-mediated transgene expression in mouse brain.</a> Molecular Therapy. 8, 911-917 (2003).</li><li>Ghosh, A., Yue, Y., Duan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficient+Transgene+Reconstitution+with+Hybrid+Dual+AAV+Vectors+Carrying+the+Minimized+Bridging+Sequences.">Efficient Transgene Reconstitution with Hybrid Dual AAV Vectors Carrying the Minimized Bridging Sequences.</a> Human Gene Therapy. 22, 77-83 (2011).</li><li>McCarty, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Self-complementary+AAV+vectors;+advances+and+applications.">Self-complementary AAV vectors; advances and applications.</a> Molecular Therapy. 16, 1648-1656 (2008).</li><li>Georgiadis, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=AAV-mediated+knockdown+of+peripherin-2+in+vivo+using+miRNA-based+hairpins.">AAV-mediated knockdown of peripherin-2 in vivo using miRNA-based hairpins.</a> Gene Therapy. 17, 486-493 (2010).</li><li>Atasoy, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+FLEX+switch+targets+Channelrhodopsin-2+to+multiple+cell+types+for+imaging+and+long-range+circuit+mapping.">A FLEX switch targets Channelrhodopsin-2 to multiple cell types for imaging and long-range circuit mapping.</a> The Journal of Neuroscience. 28, 7025-7030 (2008).</li><li>Guggenhuber, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=AAV+Vector-Mediated+Overexpression+of+CB1+Cannabinoid+Receptor+in+Pyramidal+Neurons+of+the+Hippocampus+Protects+against+Seizure-Induced+Excitoxicity.">AAV Vector-Mediated Overexpression of CB1 Cannabinoid Receptor in Pyramidal Neurons of the Hippocampus Protects against Seizure-Induced Excitoxicity.</a> PLoS One. 5, e15707-e15707 (2010).</li><li>Lawlor, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficient+gene+delivery+and+selective+transduction+of+glial+cells+in+the+mammalian+brain+by+AAV+serotypes+isolated+from+nonhuman+primates.">Efficient gene delivery and selective transduction of glial cells in the mammalian brain by AAV serotypes isolated from nonhuman primates.</a> Molecular therapy : the journal of the American Society of Gene Therapy. 17, 1692-1702 (2009).</li><li>Chtarto, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tetracycline-inducible+transgene+expression+mediated+by+a+single+AAV+vector.">Tetracycline-inducible transgene expression mediated by a single AAV vector.</a> Gene Therapy. 10, 84-94 (2003).</li><li>Han, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lack+of+humoral+immune+response+to+the+tetracycline+(Tet)+activator+in+rats+injected+intracranially+with+Tet-off+rAAV+vectors.">Lack of humoral immune response to the tetracycline (Tet) activator in rats injected intracranially with Tet-off rAAV vectors.</a> Gene Therapy. 17, 616-625 (2010).</li></ol>

Geen belangenconflicten verklaard.

rAAV vectoren zijn steeds waardevol zijn voor in vivo studies bij dieren. Hier hebben we beschreven een eenvoudige en goedkope protocol voor de productie van rAAVs, die de brede toepassing van deze nuttige vector te vergemakkelijken door het vermijden van de dure uitbesteding van het virus de productie aan bedrijven. Het protocol (op basis van referentie 1) beschrijft de productie van chimère rAAV1 / 2 vectoren die capside-eiwitten van beide ouders serotypes bij gelijke verhoudingen 4. De zuivering van het rAAV vectoren door te binden aan heparine kolommen is afhankelijk van de expressie van AAV2 capside-eiwitten, maar kan worden gecombineerd met andere serotypes dan AAV1 hier geschetst. Daarnaast is AAV6 gemeld dat bindt aan heparine, zij het ​​met een verminderde affiniteit, en zou kunnen worden gezuiverd met heparine kolommen met deze procedure 5,6. Het dient echter te worden opgemerkt, dat de andere serotypes zullen verschillende concentraties van NaCl voor heparine kolom-elutie 5,7 vereisen. Verpakking rAAV genomen bleek optimaal te zijn tussen de 4,1 en 4,9 kb met een scherpe daling van de verpakking rendement tot 5,2 kb 8. Deze verpakking limiet kan worden beschouwd als de grootste nadeel van het rAAV systeem, aangezien celtype-specifieke regulering van transgene expressie wordt meestal bereikt door grote cis werkende elementen die niet kunnen worden ondergebracht binnen de kleine AAV deeltjes. Te overwinnen lage titer partijen, zoals die welke voortvloeien uit proberen te pakket genen die dicht bij de AAV verpakking te beperken, hebben wij de combinatie van verschillende virale partijen geconcentreerd tot 250 ul in een 500 pi partij, in plaats van het toevoegen van PBS, zoals beschreven in stap 6.3. Betrouwbare cel-type specifieke transductie kan worden bereikt door het combineren van Cre-driver muizen en voorwaardelijke rAAV cassettes (zie hieronder) om te voorkomen dat het rekken van de verpakking te beperken. Van de nota, terwijl dit protocol pogingen om gemakkelijk te volgen instructies te geven over de productie van hoge titer rAAV, vereist de aanwezigheid van AAV2 capside-eiwit eenheden voor de zuivering van heparine affiniteitschromatografie. Serotypes dan AAV2 moet worden gezuiverd met behulp van alternatieve procedures 9. Een voordeel van heparine kolom zuivering is het wordt verondersteld om AAV vectoren die een grotere snelheid dan infectiviteit geproduceerd die gebruik maken van een cesium chloride gradiënt 10 zijn te produceren. Er zijn echter ook enkele nadelen aan deze methode. Bijvoorbeeld, kunnen andere eiwitten die heparine binden ook aanwezig zijn in het gezuiverde virale voorraad. Terwijl het tropisme van heparine-gezuiverde vectoren kan worden beïnvloed door de vector titer 10, onze benadering van specifiek te richten ofwel prikkelende 20 of remmende neuronen (fig. 2) maakt gebruik van Cre-geïnduceerde activatie van AAV-gemedieerde transgen expressie en is titer-onafhankelijk. Een alternatief voor heparine kolom zuivering is het gebruik van een iodixanol dichtheidsgradiënt, die een hogere virale titer en zuiverder dan de voorbereiding van het gebruik van produceerteen cesium chloride gradiënt 10. Deze methode kan ook worden gecombineerd met heparine kolom zuivering om een vector die groter is dan 99% zuiver 11 te produceren. Daarom is een zorgvuldige afweging moet worden genomen door individuele groepen welke virale zuiveringsmethode het beste is voor hun specifieke downstream toepassing. Het meest voorkomende probleem in verband met dit protocol is een lage virale titer. In onze ervaring kan dit meestal worden teruggevoerd op een lage transfectie-efficiëntie of de elutie van het virus uit de heparine kolommen. Alle transfectie materialen moeten op kamertemperatuur voor transfectie, en test transfecties dient te worden uitgevoerd om de optimale omstandigheden in elk laboratorium te vinden. Andere methoden van transfectie, zoals lipofectamine, zijn zeer efficiënt, maar kan worden onbetaalbaar. Daarnaast is de concentratie en pH van de heparine kolom-elutie-oplossingen is van cruciaal belang voor een volledige elutie van virionen van heparine kolommen Handsfree Console verschaft bestuurdut schade. Een ander belangrijk punt is dat de verpakking cellen goed moet zich houden aan het oppervlak van de weefselkweek gerechten. Als de cellen op een bepaald moment los te maken tijdens de procedure wordt geadviseerd om het experiment en het ontdooien van een nieuwe flacon van cellen te beëindigen. Spatio-temporele controle van transgen-expressie bij knaagdieren wordt gemakkelijk bereikt door nauwkeurige anatomische richten en het ontwikkelingsstadium van het dier. Efficiënte AAV-gemedieerde genoverdracht is aangetoond in de baarmoeder 12,13. In het volwassen brein, kan het gebied besmet zijn met rAAV deeltjes na stereotaxische injectie worden aangepast van zeer kleine specifieke regio&#39;s, veel grotere gebieden, niet alleen door veranderingen in het virale titer, maar ook door het veranderen van de injectie parameters. Deze omvatten het volume en de snelheid van injecties en het opnemen van de polyol mannitol met het virus vering 14. Mannitol kan ook worden gebruikt om infectie van een verscheidenheid van weefsels na de systemische rAAV injectie 15 te vergroten &lt;/ Sup&gt;. De verpakking capaciteit van rAAV (ongeveer 4,7 kb) is waarschijnlijk de meest beperkende factor in termen van de genen die uitgedrukt kan worden uit deze virale vectoren. Echter, recente studies aangetoond dat dit kan deels worden ondervangen door het splitsen van grote genen of expressiecassettes in afzonderlijke rAAV vectoren en de invoering van een overbrugging volgorde, het initiëren van genexpressie als virionen dezelfde cel 16 infecteren. Expressie van genen die door rAAV vectoren kan ook sterk worden verbeterd door gebruik te maken zelf een gratis rAAV vectoren 17. Stereotaxische injectie van rAAV vectoren zorgt voor een snelle, goedkope en krachtige methode voor het induceren van genexpressie in een regio-specifieke wijze. In combinatie met twee van de tweede generatie RNA-interferentie strategieën 18 rAAVs kan ook gebruikt worden voor regio-specifiek gen-knock down. rAAVs kan worden gecombineerd met Cre-transgene muizen of cel-type-specifieke promotors voor circuit-en cel-type te bereiken-Specifieke genexpressie, waardoor genetische manipulaties met een hoge ruimtelijke resolutie 2,19-21, terwijl de montage rAAVs met bv het tet systeem voegt tijdelijk de controle over virus-gemedieerde genexpressie 22,23. Deze voorbeelden illustreren de enorme combinatorische potentieel van deze vectoren en voorspellen een snelle stijging van de rAAV op basis van studies door de jaren heen te komen.

<table border="1"><tbody><tr><td> Naam van het reagens </td><td> Vennootschap </td><td> Catalogus nummer </td><td> Reacties </td></tr><tr><td> Amicon Ultra centrifugale filters </td><td> Millipore </td><td> UFC810024 </td><td> 100.000 MWCO </td></tr><tr><td> Benzonase nuclease </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> E1014 </td><td></td></tr><tr><td> Dulbeco&#39;s gemodificeerd Eagle medium (DMEM) </td><td> Invitrogen </td><td> 10567014 </td><td> Aan te vullen met 10% FCS en 10 eenheden / ml penicillin/100 ug / ml streptomycine </td></tr><tr><td> HEK293 cellen </td><td> American Type Culture Collection </td><td> CRL-1573 </td><td> Gebruik op doorgang minder dan 30 </td></tr><tr><td> HEPES gebufferde zoutoplossing </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 51558 </td><td></td></tr><tr><td> HiTrap Heparine cartridge </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 54836 </td><td></td></tr><tr><td> Iscove&#39;s gemodificeerd Dulbecco&#39;s medium </td><td> Invitrogen </td><td> 12440-053 </td><td> Aan te vullen met 5% FCS </td></tr><tr><td> Natriumdeoxycholaat </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> D5670 </td><td> Het maken van verse oplossing voor elke partij </td></tr><tr><td> 15 cm weefselkweek gerechten </td><td> Fisher Scientific </td><td> 157150 </td><td></td></tr><tr><td> Stbl2 competente cellen </td><td> Invitrogen </td><td> 10268-019 </td><td></td></tr><tr><td> Virkon oplossing </td><td> Fisher Scientific </td><td> NC9821357 </td><td> Laat &#39;s nachts desinfecteren voordat teruggooien om uit te lekken </td></tr></tbody></table> Tabel 1. Specifieke reagentia die nodig zijn voor het protocol

production and titering of recombinant adeno-associated viral vectors

In de afgelopen jaren recombinant adeno-geassocieerde virale vectoren (AAV) zijn steeds waardevol zijn voor in vivo studies bij dieren, en zijn momenteel ook getest in klinische proeven op mensen. Wild-type AAV is een niet-pathogene lid van de parvoviridae familie en inherent replicatie-deficiënt. De brede transductie profiel, lage immuunrespons, alsmede de sterke en aanhoudende transgenexpressie bereikt met deze vectoren heeft hen een populair en veelzijdig hulpmiddel voor in vitro en in vivo gen delivery. rAAVs kunnen gemakkelijk en goedkoop geproduceerd in het laboratorium en, op basis van hun gunstige veiligheidsprofiel, zijn over het algemeen krijgen een lage veiligheids-classificatie. Hier beschrijven we een methode voor de productie en titering van chimère rAAVs met de capside-eiwitten van zowel AAV1 en AAV2. Het gebruik van deze zogenaamde chimere vectoren combineert de voordelen van beide ouders serotypes zoals hoge titers voorraden (AAV1) en zuiveringdoor affiniteitschromatografie (AAV2). Deze AAV serotypen zijn de best bestudeerde van alle AAV serotypes, en afzonderlijk hebben een brede infectiviteit patroon. De chimère vectoren hier beschreven moet de besmettelijke eigenschappen van AAV1 en AAV2 en kan dus worden verwacht dat een groot aantal weefsels, waaronder neuronen, skeletspieren, pancreas, nieren onder anderen besmetten. De hier beschreven methode maakt gebruik van heparine kolom zuivering, een methode vermoedelijk een hogere virale titer en schoner virale voorbereiding dan de andere zuiveringsmethoden, zoals centrifugatie door middel van een cesium chloride gradiënt te geven. Daarnaast beschrijven we hoe deze vectoren kunnen snel en eenvoudig worden getitreerd om nauwkeurige lezing van het aantal geproduceerde infectieuze deeltjes te geven.

Watch this Scientific Journal Video about Production and Titering of Recombinant Adeno-associated Viral Vectors at JoVE.com

Production and Titering of Recombinant Adeno-associated Viral Vectors

Recombinant adeno-associated virus (rAAVs) vectoren worden steeds waardevol voor<em&gt; In vivo</em&gt; Studies bij dieren. Beschrijven we hoe rAAVs kan worden geproduceerd in het laboratorium en hoe deze vectoren kan worden getitreerd om een ​​nauwkeurige lezing van het aantal geproduceerde infectieuze deeltjes te geven.

Productie en Titering van recombinant adeno-geassocieerde virale vectoren

In recent years recombinant adeno-associated viral vectors (AAV) have become increasingly valuable for in vivo studies in animals, and are also currently ...

production-and-titering-of-recombinant-adeno-associated-viral-vectors

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Recombinant Retroviral Production and Infection of B Cells

The transgenic expression of genes in eukaryotic cells is a powerful reverse genetic approach in which a gene of interest is expressed under the control of a heterologous expression system to facilitate the analysis of the resulting phenotype. This approach can be used to express a gene that is not normally found in the organism, to express a mutant form of a gene product, or to over-express a dominant-negative form of the gene product. It is particularly useful in the study of the hematopoetic system, where transcriptional regulation is a major control mechanism in the development and differentiation of B cells 1, reviewed in 2-4.
Mouse genetics is a powerful tool for the study of human genes and diseases. A comparative analysis of the mouse and human genome reveals conservation of synteny in over 90% of the genome 5. Also, much of the technology used in mouse models is applicable to the study of human genes, for example, gene disruptions and allelic replacement 6. However, the creation of a transgenic mouse requires a great deal of resources of both a financial and technical nature. Several projects have begun to compile libraries of knock out mouse strains (KOMP, EUCOMM, NorCOMM) or mutagenesis induced strains (RIKEN), which require large-scale efforts and collaboration 7. Therefore, it is desirable to first study the phenotype of a desired gene in a cell culture model of primary cells before progressing to a mouse model. 
Retroviral DNA integrates into the host DNA, preferably within or near transcription units or CpG islands, resulting in stable and heritable expression of the packaged gene of interest while avoiding transcriptional silencing 8 9. The genes are then transcribed under the control of a high efficiency retroviral promoter, resulting in a high efficiency of transcription and protein production. Therefore, retroviral expression can be used with cells that are difficult to transfect, provided the cells are in an active state during mitosis. Because the structural genes of the virus are contained within the packaging cell line, the expression vectors used to clone the gene of interest contain no structural genes of the virus, which both eliminates the possibility of viral revertants and increases the safety of working with viral supernatants as no infectious virions are produced 10. 
Here we present a protocol for recombinant retroviral production and subsequent infection of splenic B cells. After isolation, the cultured splenic cells are stimulated with Th derived lymphokines and anti-CD40, which induces a burst of B cell proliferation and differentiation 11. This protocol is ideal for the study of events occurring late in B cell development and differentiation, as B cells are isolated from the spleen following initial hematopoetic events but prior to antigenic stimulation to induce plasmacytic differentiation.

An efficient system of structure and function analysis of a gene in an ex vivo culture of splenic B-lymphocytes is described. This method takes advantage of recombinant retroviral production in a helper free, ecotrophic packaging cell line. Stable, heritable expression of a gene of interest within primary lymphocytes is achieved leading to generation of surface antibodies on B cells undergoing class switch recombination.

Recombinante retrovirale Productie en Infectie van B-cellen

The transgenic expression of genes in eukaryotic cells is a powerful reverse genetic approach in which a gene of interest is expressed under the control ...

Isolation of Fidelity Variants of RNA Viruses and Characterization of Virus Mutation Frequency

RNA viruses use RNA dependent RNA polymerases to replicate their genomes. The intrinsically high error rate of these enzymes is a large contributor to the generation of extreme population diversity that facilitates virus adaptation and evolution. Increasing evidence shows that the intrinsic error rates, and the resulting mutation frequencies, of RNA viruses can be modulated by subtle amino acid changes to the viral polymerase. Although biochemical assays exist for some viral RNA polymerases that permit quantitative measure of incorporation fidelity, here we describe a simple method of measuring mutation frequencies of RNA viruses that has proven to be as accurate as biochemical approaches in identifying fidelity altering mutations. The approach uses conventional virological and sequencing techniques that can be performed in most biology laboratories. Based on our experience with a number of different viruses, we have identified the key steps that must be optimized to increase the likelihood of isolating fidelity variants and generating data of statistical significance. The isolation and characterization of fidelity altering mutations can provide new insights into polymerase structure and function1-3. Furthermore, these fidelity variants can be useful tools in characterizing mechanisms of virus adaptation and evolution4-7.

The present article describes the steps required to isolate and characterize RNA polymerase fidelity variants of RNA viruses and how to use mutation frequency data to confirm fidelity changes in tissue culture.

Isolatie van Fidelity Varianten van RNA-virussen en Karakterisering van mutatie van de virussen Frequency

RNA viruses use RNA dependent RNA polymerases to replicate their genomes. The intrinsically high error rate of these enzymes is a large contributor to the ...

Preparation of Viral DNA from Nucleocapsids

Viruses are obligate cellular parasites, and thus the study of their DNA requires isolating viral material away from host cell contaminants and DNA. Several downstream applications require large quantities of pure viral DNA, which is provided by this protocol. These applications include viral genome sequencing, where the removal of host DNA is crucial to optimize data output for viral sequences, and the production of new viral recombinant strains, where co-transfection of purified plasmid and linear viral DNA facilitates recombination.1,2,3 
This procedure utilizes a combination of extractions and density-based centrifugation to isolate purified linear herpesvirus nucleocapsid DNA from infected cells.4,5 The initial purification steps aim to isolate purified viral capsids, which contain and protect the viral DNA during the extractions and centrifugation steps that remove cellular proteins and DNA. Lysis of nucleocapsids then releases viral DNA, and two final phenol-chloroform steps remove remaining proteins. The final DNA captured from solution is highly concentrated and pure, with an average OD260/280 of 1.90. Depending on the quantity of infected cells used, yields of viral DNA range from 150-800 &mu;g or more. The purity of this DNA makes it stable during long-term storage at 4C. This DNA is thus ideally suited for high-throughput sequencing, high fidelity PCR reactions, and transfections. 
Prior to beginning the protocol, it is important to know the average number of cells per dish (e.g. an average of 8 x 106 PK-15 cells in a confluent 15 cm dish), and the titer of the viral stock to be used (e.g. 1 x 108 plaque-forming units per ml). These are necessary to calculate the appropriate multiplicity of infection (MOI) for the protocol.6 For instance, to infect one 15 cm dish of PK-15 cells with the above viral stock, at an MOI of 5, you would use 400 &mu;l of viral stock and dilute it with 3.6 ml of medium (total inoculation volume of 4 ml for one 15 cm plate).
Multiple viral DNA preparations can be prepared at the same time. The number of simultaneous preparations is limited only by the number of tubes held by the ultracentrifuge rotor (one per virus; see step 3.9 below). Here we describe the procedure as though being done for one virus.

We describe the process of isolating high purity herpesvirus nucleocapsid DNA from infected cells. The final DNA captured from solution is of high concentration and purity, making it ideally suited for high-throughput sequencing, high fidelity PCR reactions, and transfections to produce new viral recombinants.

De voorbereiding van Virale DNA van nucleocapsiden

Viruses are obligate cellular parasites, and thus the study of their DNA requires isolating viral material away from host cell contaminants and DNA. ...

Efficient Recombinant Parvovirus Production with the Help of Adenovirus-derived Systems

Rodent parvoviruses (PV) such as rat H-1PV and MVM, are small icosahedral, single stranded, DNA viruses. Their genome includes two promoters P4 and P38 which regulate the expression of non-structural (NS1 and NS2) and capsid proteins (VP1 and VP2) respectively1. They attract high interest as anticancer agents for their oncolytic and oncosuppressive abilities while being non-pathogenic for humans2. NS1 is the major effector of viral cytotoxicity3. In order to further enhance their natural antineoplastic activities, derivatives from these vectors have been generated by replacing the gene encoding for the capsid proteins with a therapeutic transgene (e.g. a cytotoxic polypeptide, cytokine, chemokine, tumour suppressor gene etc.)4. The recombinant parvoviruses (recPVs) vector retains the NS1/2 coding sequences and the PV genome telomeres which are necessary for viral DNA amplification and packaging. Production of recPVs occurs only in the producer cells (generally HEK293T), by co-transfecting the cells with a second vector (pCMV-VP) expressing the gene encoding for the VP proteins (Fig. 1)4. The recPV vectors generated in this way are replication defective. Although recPVs proved to possess enhanced oncotoxic activities with respect to the parental viruses from which they have been generated, their production remains a major challenge and strongly hampers the use of these agents in anti-cancer clinical applications.
We found that introduction of an Ad-5 derived vector containing the E2a, E4(orf6) and the VA RNA genes (e.g. pXX6 plasmid) into HEK293T improved the production of recPVs by more than 10 fold in comparison to other protocols in use. Based on this finding, we have constructed a novel Ad-VP-helper that contains the genomic adenoviral elements necessary to enhance recPVs production as well as the parvovirus VP gene unit5. The use of Ad-VP-helper, allows production of rec-PVs using a protocol that relies entirely on viral infection steps (as opposed to plasmid transfection), making possible the use of cell lines that are difficult to transfect (e.g. NB324K) (Fig. 2). We present a method that greatly improves the amount of recombinant virus produced, reducing both the production time and costs, without affecting the quality of the final product5. In addition, large scale production of recPV (in suspension cells and bioreactors) is now conceivable.

Here we describe a protocol based only on cell infection, which improves the efficiency of recombinant parvovirus production by more than 100 fold in comparison to other protocols in use. This protocol relies on the use of a novel adenovirus 5-based helper containing the parvovirus VP transcription unit (Ad-VP).

Efficiënte Recombinant Parvovirus productie met de hulp van Adenovirus-afgeleide systemen

Rodent parvoviruses (PV) such as rat H-1PV and MVM, are small icosahedral, single stranded, DNA viruses. Their genome includes two promoters P4 and P38 ...

Engineering and Evolution of Synthetic Adeno-Associated Virus (AAV) Gene Therapy Vectors via DNA Family Shuffling

Adeno-associated viral (AAV) vectors represent some of the most potent and promising vehicles for therapeutic human gene transfer due to a unique combination of beneficial properties1. These include the apathogenicity of the underlying wildtype viruses and the highly advanced methodologies for production of high-titer, high-purity and clinical-grade recombinant vectors2. A further particular advantage of the AAV system over other viruses is the availability of a wealth of naturally occurring serotypes which differ in essential properties yet can all be easily engineered as vectors using a common protocol1,2. Moreover, a number of groups including our own have recently devised strategies to use these natural viruses as templates for the creation of synthetic vectors which either combine the assets of multiple input serotypes, or which enhance the properties of a single isolate. The respective technologies to achieve these goals are either DNA family shuffling3, i.e. fragmentation of various AAV capsid genes followed by their re-assembly based on partial homologies (typically &gt;80% for most AAV serotypes), or peptide display4,5, i.e. insertion of usually seven amino acids into an exposed loop of the viral capsid where the peptide ideally mediates re-targeting to a desired cell type. For maximum success, both methods are applied in a high-throughput fashion whereby the protocols are up-scaled to yield libraries of around one million distinct capsid variants. Each clone is then comprised of a unique combination of numerous parental viruses (DNA shuffling approach) or contains a distinctive peptide within the same viral backbone (peptide display approach). The subsequent final step is iterative selection of such a library on target cells in order to enrich for individual capsids fulfilling most or ideally all requirements of the selection process. The latter preferably combines positive pressure, such as growth on a certain cell type of interest, with negative selection, for instance elimination of all capsids reacting with anti-AAV antibodies. This combination increases chances that synthetic capsids surviving the selection match the needs of the given application in a manner that would probably not have been found in any naturally occurring AAV isolate. Here, we focus on the DNA family shuffling method as the theoretically and experimentally more challenging of the two technologies. We describe and demonstrate all essential steps for the generation and selection of shuffled AAV libraries (Fig. 1), and then discuss the pitfalls and critical aspects of the protocols that one needs to be aware of in order to succeed with molecular AAV evolution.

Engineering and Evolution of Synthetic Adeno-Associated Virus AAV Gene Therapy Vectors via DNA Family Shuffling

We demonstrate the basic technique to molecularly engineer and evolve synthetic Adeno-associated viral (AAV) gene therapy vectors via DNA family shuffling. Moreover, we provide general guidelines and representative examples for selection and analysis of individual chimeric capsids with enhanced properties on target cells in culture or in mice.

Engineering en Evolutie van synthetische adeno-geassocieerd virus (AAV) gentherapievectoren via DNA Family Shuffling

Adeno-associated viral (AAV) vectors represent some of the most potent and promising vehicles for therapeutic human gene transfer due to a unique ...

Production and Purification of Non Replicative Canine Adenovirus Type 2 Derived Vectors

Adenovirus (Ad) derived vectors have been widely used for short or long-term gene transfer, both for gene therapy and vaccine applications. Because of the frequent pre-existing immunity against the classically used human adenovirus type 5, canine adenovirus type 2 (CAV2) has been proposed as an alternative vector for human gene transfer. The well-characterized biology of CAV2, together with its ease of genetic manipulation, offer major advantages, notably for gene transfer into the central nervous system, or for inducing a wide range of protective immune responses, from humoral to cellular immunity. Nowadays, CAV2 represents one of the most appealing nonhuman adenovirus for use as a vaccine vector. This protocol describes a simple method to construct, produce and titer recombinant CAV2 vectors. After cloning the expression cassette of the gene of interest into a shuttle plasmid, the recombinant genomic plasmid is obtained by homologous recombination in the E. coli BJ5183 bacterial strain. The resulting genomic plasmid is then transfected into canine kidney cells expressing the complementing CAV2-E1 genes (DK-E1). A viral amplification enables the production of a large viral stock, which is purified by ultracentrifugation through cesium chloride gradients and desalted by dialysis. The resulting viral suspension routinely has a titer of over 1010 infectious particles per ml and can be directly administrated in vivo.

These past 15 years, canine adenovirus type 2 (CAV2)-derived vectors have proven their efficiency to transduce cells in vitro&#160;and in vivo and are widely used for vaccination and gene therapy. Here, we describe a procedure to construct, produce and purify CAV2 vectors, giving rise to high-titer viral suspensions.

Productie en zuivering van niet-Replicatieve Canine adenovirus type 2 afgeleide vectoren

Adenovirus (Ad) derived vectors have been widely used for short or long-term gene transfer, both for gene therapy and vaccine applications. Because of the ...

Dissecting Innate Immune Signaling in Viral Evasion of Cytokine Production

In response to a viral infection, the host innate immune response is activated to up-regulate gene expression and production of antiviral cytokines. Conversely, viruses have evolved intricate strategies to evade and exploit host immune signaling for survival and propagation. Viral immune evasion, entailing host defense and viral evasion, provides one of the most fascinating and dynamic interfaces to discern the host-virus interaction. These studies advance our understanding in innate immune regulation and pave our way to develop novel antiviral therapies.
Murine &#947;HV68 is a natural pathogen of murine rodents. &#947;HV68 infection of mice provides a tractable small animal model to examine the antiviral response to human KSHV and EBV of which perturbation of in vivo virus-host interactions is not applicable. Here we describe a protocol to determine the antiviral cytokine production. This protocol can be adapted to other viruses and signaling pathways.
Recently, we have discovered that &#947;HV68 hijacks MAVS and IKK&#946;, key innate immune signaling components downstream of the cytosolic RIG-I and MDA5, to abrogate NF&#922;B activation and antiviral cytokine production. Specifically, &#947;HV68 infection activates IKK&#946; and that activated IKK&#946; phosphorylates RelA to accelerate RelA degradation. As such, &#947;HV68 efficiently uncouples NF&#922;B activation from its upstream activated IKK&#946;, negating antiviral cytokine gene expression. This study elucidates an intricate strategy whereby the upstream innate immune activation is intercepted by a viral pathogen to nullify the immediate downstream transcriptional activation and evade antiviral cytokine production.

We describe a protocol to measure the antiviral cytokine production in mice infected with a model herpesvirus, murine gamma herpesvirus 68 (&#947;HV68) that is closely-related to human Kaposi&#8217;s sarcoma-associated herpesvirus (KSHV) and Epstein-Barr virus (EBV). Utilizing genetically modified mouse strains and mouse embryonic fibroblasts (MEFs), we assessed the antiviral cytokine production both in vivo and ex vivo. &#8220;Reconstituting&#8221; the expression of innate immune components in knockout embryonic fibroblasts by lentiviral transduction, we further pinpoint specific innate immune molecules and dissect the key signaling events that differentially regulate the antiviral cytokine production.

Ontleden Innate Immune Signalering in Viral Evasion van cytokine productie

In response to a viral infection, the host innate immune response is activated to up-regulate gene expression and production of antiviral cytokines. ...

The Development of Lyophilized Loop-mediated Isothermal Amplification Reagents for the Detection of Coxiella burnetii

Coxiella burnetii, the agent causing Q fever, is an obligate intracellular bacterium. PCR based diagnostic assays have been developed for detecting C. burnetii DNA in cell cultures and clinical samples. PCR requires specialized equipment and extensive end user training, and therefore, it is not suitable for routine work especially in a resource-constrained area. We have developed a loop-mediated isothermal amplification (LAMP) assay to detect the presence of C. burnetii in patient samples. This method is performed at a single temperature around 60 &#176;C in a water bath or heating block. The sensitivity of this LAMP assay is very similar to PCR with a detection limit of about 25 copies per reaction. This report describes the preparation of the reaction using lyophilized reagents and visualization of results using hydroxynaphthol blue (HNB) or a UV lamp with fluorescent intercalating dye in the reaction. The LAMP reagents were lyophilized and stored at room temperature (RT) for one month without loss of detection sensitivity. This LAMP assay is particularly robust because the reaction mixture preparation does not involve complex steps. This method is ideal for use in resource-limited settings where Q fever is endemic.

The Development of Lyophilized Loop-mediated Isothermal Amplification Reagents for the Detection of Coxiella burnetii

We described here a simple loop-mediated isothermal amplification (LAMP) method using lyophilized reagents for the detection of C. burnetii in patient samples.

De ontwikkeling van gevriesdroogde Loop-gemedieerde Isotherme Amplification reagentia voor de detectie van<em&gt; Coxiella burnetii</em

Coxiella burnetii, the agent causing Q fever, is an obligate intracellular bacterium. PCR based diagnostic assays have been developed for detecting C. ...

Measuring Influenza Neuraminidase Inhibition Antibody Titers by Enzyme-linked Lectin Assay

Antibodies to neuraminidase (NA), the second most abundant surface protein on influenza virus, contribute toward protection against influenza. Traditional methods to measure NA inhibiting (NI) antibody titers are not practical for routine serology. This protocol describes the enzyme-linked lectin assay (ELLA), a practical alternative method to measure NI titers that is performed in 96 well plates coated with a large glycoprotein substrate, fetuin. NA cleaves terminal sialic acids from fetuin, exposing the penultimate sugar, galactose. Peanut agglutinin (PNA) is a lectin with specificity for galactose and therefore the extent of desialylation can be quantified using a PNA-horseradish peroxidase conjugate, followed by addition of a chromogenic peroxidase substrate. The optical density that is measured is proportional to NA activity. To measure NI antibody titers, serial dilutions of sera are incubated at 37 &#176;C O/N on fetuin-coated plates with a fixed amount of NA. The reciprocal of the highest serum dilution that results in &#8805;50% inhibition of NA activity is designated as the NI antibody titer. The ELLA provides a practical format for routine evaluation of human antibody responses following influenza infection or vaccination.

We describe the enzyme-linked lectin assay (ELLA) for measuring influenza neuraminidase (NA)-inhibition antibody titers in sera. The assay uses peanut agglutinin to quantify galactose residues that become accessible when NA removes sialic acid from fetuin-coated, 96-well plates.

Meten Influenza neuraminidase Remming antilichaamtiters door Enzyme-linked lectine Assay

Antibodies to neuraminidase (NA), the second most abundant surface protein on influenza virus, contribute toward protection against influenza. Traditional ...

Swab Sampling Method for the Detection of Human Norovirus on Surfaces

Human noroviruses are a leading cause of epidemic and sporadic gastroenteritis worldwide. Because most infections are either spread directly via the person-to-person route or indirectly through environmental surfaces or food, contaminated fomites and inanimate surfaces are important vehicles for the spread of the virus during norovirus outbreaks.
We developed and evaluated a protocol using macrofoam swabs for the detection and typing of human noroviruses from hard surfaces. Compared with fiber-tipped swabs or antistatic wipes, macrofoam swabs allow virus recovery (range 1.2-33.6%) from toilet seat surfaces of up to 700 cm2. The protocol includes steps for the extraction of the virus from the swabs and further concentration of the viral RNA using spin columns. In total, 127 (58.5%) of 217 swab samples that had been collected from surfaces in cruise ships and long-term care facilities where norovirus gastroenteritis had been reported tested positive for GII norovirus by RT-qPCR. Of these 29 (22.8%) could be successfully genotyped. In conclusion, detection of norovirus on environmental surfaces using the protocol we developed may assist in determining the level of environmental contamination during outbreaks as well as detection of virus when clinical samples are not available; it may also facilitate monitoring of effectiveness of remediation strategies.

A macrofoam based sampling methodology was developed and evaluated for the detection and quantification of norovirus on environmental hard surfaces.

Swab Sampling Methode voor de detectie van humane Norovirus op oppervlakken

Human noroviruses are a leading cause of epidemic and sporadic gastroenteritis worldwide. Because most infections are either spread directly via the ...