Name: larval rna interference in the red flour beetle, tribolium castaneum
Uploaded: 2014-10-13T15:00:00
Duration: 11 min
Description: Watch this Scientific Journal Video about Larval RNA Interference in the Red Flour Beetle, Tribolium castaneum at JoVE.com

We thank the Center for Bioinformatics and Functional Genomics (CBFG) at Miami University for technical support. This work was supported by Miami University start-up grant (YT), and National Science Foundation (YT: IOS 0950964).

1. T. castaneum Stoklar ve Kültürleme <ol><li> Bir T. karar verin castaneum gerginlik deney için kullanılacak. NOT: Birçok lab kurulan T. confusum suşlar mevcuttur. Ga-1 (Georgia-1) genom sekanslama 3 için kullanılan Ga-2 ebeveyn suşudur. Ga-1 (tek nükleotid polimorfizm, SNP) hisse senetleri çoğu DNA polimorfizmleri Ga-2, ve daha az olması nedeniyle soyluluk Ga-2 daha sağlıklı olduğundan, RNAi deneyler için idealdir. Pu-11 kullanımı uygun başka türdür Gelecek kanat primordia eşsiz gelişmiş sarı floresan protein (EYFP) ifadesi, diğer instars gelen son larva ayırt etmek bize izin verir gibi, (Clark-HACHTEL ve ark. 2013 12 Şekil S4 bakınız). Genetik arka anlamlı aff görünür gibi, deneyde kullanılan hangi böceği gerginlik belgelemek önemlidirEKT RNAi 13 fenotip. </li><li> T. hazırlayın (karıştırıldıktan sonra -20 ° C &#39;de kültür un saklamak) organik tam buğday ununa önceden elenmiş bira mayası (ağırlık olarak)% 5 eklenerek confusum un kültür. 6 oz plastik Drosophila hazır şişe (yaklaşık 40 g / şişe) içerisine (oda sıcaklığında) kültür un kısım. </li><li> Kültür T. % 70 nem ile 30 ° C&#39;de confusum. Bir nem kontrollü inkübatör mümkünse kullanın. Kültür şişe başına 30-40 yetişkin Ekle (erkek: kadın oranı 1: 1) kültürünü başlatın. NOT: kalıp nadiren kültür un küf neden olabilir 30 ° C% 70 nem ile, düşük sıcaklıklar (örneğin 25 ° C) bir konu olmasına rağmen. Bu oluşursa nem indirin. </li><li> Alt kültür (kültür unundan yetişkin izole etmek nasıl adım 5.2-5.5 bakınız) için her iki haftada bir yeni bir kültür şişesine yetişkin aktarın. NOT: Bu son dönem larvaları elde etmek için yaklaşık üç hafta sürer. Alternatively T. confusum kültürler daha uzun bir süre boyunca kültürleme ile de olsa, daha düşük bir sıcaklıkta (20-25 ° C) muhafaza edilebilir (25 ° C &#39;de gelişim süresi yaklaşık olarak iki katıdır, 30 ° C&#39; de olan). </li></ol> Larva DsRNA Enjeksiyon için Çözümler ve Araçların 2. Hazırlık <ol><li> In vitro transkripsiyon kullanılarak, hedef genin homolog dsRNA moleküllerini sentez. -80 ° C&#39;de saklayın. Detaylı moleküler biyoloji prosedürleri için Philip ve Tomoyasu 2011 11 Bkz. Ayrıca DsRNA molekülleri tasarlarken dikkat edilmesi gereken parametrelerin bir dizi tartışma bakın. </li><li> 1,5 ml 1 M NaH 2 PO 4, 8.5 ml 1 M Na-2 HPO 4 karıştırılarak (25 ° C&#39;de pH 7.6), 0.1 M sodyum fosfat tampon maddesi, 10 ml olun. PH metre ile pH değeri kontrol edilir ve buna göre ayarlanır. </li><li> 100 _ (25 ° C&#39;de pH 7.6), 0.1 M sodyum fosfat tampon maddesi, 10 ul 10x karıştırılarak enjeksiyon tamponu 1 ml yapmak6, 0,5 M KCI, yeşil bir gıda boyası, 100 ul, iki kez damıtılmış suyun 790 ul (GKD 2 O). 2x enjeksiyon tampon (200 ul 10x enjeksiyon tampon + 800 ul GKD 2 O) yapmak için 10x enjeksiyon tampon sulandırmak. , Gerekli olana kadar, 4 ° C&#39;de ve 2 x hem 10x tampon enjeksiyon saklayın. </li><li> Sabit Cam Slaytlar hazırlayın. <ol><li> Larva enjeksiyonlar için repositionable tutkal formu ile bütün bir cam slayt örtün. Anahtar ya da pupa enjeksiyonlar için, sürgünün uzun bir kenar boyunca tutkal iki ince şeritler olun. </li><li> Ayrıca enjeksiyonundan sonra bunların çıkarılmasını kolaylaştırmak için yeterince esnek kalarak tutkal, tutkal slayt böcekleri uymak için yeterli yapışkan kalmasını sağlar birkaç gün, kurumasını bekleyin. NOT: tutkal çok yapışkan kalırsa, bir parmağınızı kullanın ve yapışkanlığını azaltacak, tutkal üzerine dokunun. Her slayt 40 veya 50 böceklerine kadar tutabilir ve güvenli hayvanları koruyamıyor kadar tekrar edilebilir. AlternBant bazen larvaları tutmak için yeterli yapışkan olmamakla birlikte rin, çift taraflı bant da kullanılabilir. </li></ol></li><li> Bir eterleştirme Sepeti olun. <ol><li> 10 ml&#39;lik atılabilir bir şırınga pistonu çıkarın ve 6 mi doğrultusunda yaklaşık yarısında şırınga kesti. </li><li> Şırınganın alt yarısı atın. Kısaca, bir gaz memesi ile şırınganın üst kısmı kesme yüzeyinin ısıtılması, hızlı bir şekilde ve şırınga üzerine yapıştırmak için örgü, naylon elekten bir parça üzerine erimiş plastik itin. Plastik sertleşir kez herhangi bir aşırı örgü uzak trim. </li></ol></li><li> Eter şişesi hazırlayın. Dar ağızlı bir 100 veya 250 ml&#39;lik bir cam şişe içine 30 ml eter ekleyin. Eter buharlaşmasını geliştirmek için kağıt mendil birkaç parçaları ekleyin. NOT: Eter yangın tehlikesi sunuyor ve aynı zamanda zararlıdır. Her bir davlumbaz altında eter anlaştım. Kullanımda sıkıca değilken kapağını kapatın. Not: Buz sedatio rağmen (örneğin, bir sınıf ortamında olduğu gibi) daha güvenli bir alternatif olarak kullanılabilirn, daha az etkilidir. </li></ol> Larva Enjeksiyon Aparatı 3. hazırlanması <ol><li> Bir mikroskop üzerine bir XY mekanik sahne yerleştirin. NOT: XY mekanik aşamaları büyük mikroskop firmalardan temin edilebilir. Alternatif olarak, ucuz bir mikroskop aşamaları da bazı modifikasyonlar ile en kesme mikroskopları için kullanılabilir (örneğin, malzemeler tabloya bakınız). </li><li> XY mekanik sahne yakınındaki mekanik bir iğne manipülatör yerleştirin. </li><li> Bir enjeksiyon şırınga birleştirin. Bir iğne basıncını etkilemeksizin enjeksiyon şırıngasının işleme izin veren, cam bir iğne tutucu bir 30 ml&#39;lik atılabilir bir şırınga bağlamak için (Luer bağlantısı olan) dört yollu valf kullanarak (daha detaylı enjeksiyon şırınga için Philip, Tomoyasu 2011 11&#39;e bakınız montaj). </li></ol> 4. Çekme Enjeksiyon İğneleri <ol><li> Bir borosilikat cam ile iğneler (0,5 mm, uzunluğu 15 cm: 1 mm İD B100-50-15, OD) Çekmeiğne çektirmenin. NOT: Sutter P-87 veya P-97, ayarı kullanmak için &quot;Isı = 70 = 45, Vel = 75, Zaman = 90 çekin&quot; veya Pipet Cookbook Bölüm 2 izleyin: Değme Hücre, C elegans, Drosophila, ve Zebra balığı - Programlar önerilir. Optimum ayarları iğne çektirmenin modeline bağlı olarak değişebilir. Genel bir Drosophila enjeksiyon iğne ayarı iyi bir başlangıç ​​noktasıdır. </li><li> Mağaza plastik durumda (örneğin, plastik bir CD kutusu) iğneler çekti ve çıkarılabilir montaj macun ile sabitleyin. </li></ol> 5. İzolasyon ve Larva Seçimi <ol><li> Bir elek alıcı üzerine 25. elek yerleştirin. </li><li> Elek üzerinde kültür tüpüne (böcekleri ve kültür un) içeriğini yerleştirin ve hemen içeriği eleyin. Larvaları hızla elekten girecekler ve takılıyorum çalışacağız gibi, eleme olmadan elek üzerinde içeriğini bırakmayın. Agresif un düşmesine izin içeriğini elemekyoluyla ve yaşlı larvaları bırakın (genellikle 6 ve 7. larvası), elek üstünde arkasında (kendi cast-off tırnak etlerini, exuviae) ile birlikte pupa ve yetişkin. </li><li> Tohum tavasına elek (böcekleri ve exuviae) kalan malzemeleri aktarın. Kaçan böcekleri önlemek için tavayı dokunarak tutun. </li><li> Exuviae ve yavaşça tohum tavaniza üfleyerek böcek yüzeyi üzerinde geride kalan un partiküllerini. </li><li> Tencerenin dibine içeriğini taşımak için tohum tava dokunun. Sonra, birkaç saniye boyunca kullanılmayan pan bırakın. Kazık çıkıp, diğer aşamalarda daha hareketli olan yetişkinler, bekleyin. Bir sanat fırça (örneğin, 1 cm genişliğinde) kullanarak yetişkin çıkarın. </li><li> Pupa olarak, hafifçe aşağı tencerenin ağzını tutarak yavaşça tohum tava vurma ayrı pupa hızlı ağzına doğru rulo eğilimindedir. Tohum pan larvalarını bırakarak pupa kaldırmak için bir fırça kullanılır. </li><li> Pltemiz bir Petri kabındaki izole larvaları ace. Enjeksiyon için, larvaların bir uygun seviyedeki seçip, ayrı bir Petri tabağına yerleştirin. NOT: yetişkin morfolojileri yanı sıra başkalaşım üzerinde RNAi etkisini analiz edilirken Erken geçen larvası (son larva molt sonra 1-2 gün) genellikle uygundur. Ancak, bazen gerekli (örneğin, 3E-3H Rakamlar. Ayrıca Clark-HACHTEL ve ark. 2013 12) erken gen fonksiyonunu değerlendirmek için sondan bir önceki (veya daha erken) sahne RNAi gerçekleştirmek için olduğu. Instar larvalarının belirlemek için bir boyut referans olarak pupa kullanın. Son dönem larva biraz daha uzun pupa daha vardır. Alternatif olarak, poliüretan-11 son dönem larvaları tespit etmek yanı sıra, son dönem larvaların gelişimi (Clark HACHTEL Şekil S4 ve ark. 2013 12) zaman sürecini tespit etmek için kullanılabilir. </li><li> Eterleştirme kadar bir Petri kabındaki seçilen larva tutun. Kalanını yerleştiringeri un ile bir kültür şişeye ve inkübatör iade larva ve (örneğin pupa ve yetişkin olarak) böceklerinin diğer aşamaları. </li></ol> Enjeksiyon İğneler 6. hazırlanması <ol><li> Yapışkan yapışkanlığı ya da çift taraflı bant kullanarak cam bir mikroskop lamı üzerine önceden çekilmiş cam iğne yerleştirin. Nerede ucu virajlı görmek için mikroskop bakarken forseps kullanarak, iğne çekti ucunu test edin. Forseps ve bükülme ile iğne virajlı kırmak için nerede uç tarafına doğru hafifçe alan tut. </li><li> Iyi iğneler tutun ve diğerlerini atın. Bir ki, ne çok büyük veya çok küçük olan açma gibi iyi bir iğne düşünün (yaklaşık 0.05 mm çapında. Şekiller 1 A ve 1 B), ve larva kütikül daha kolay (Şekil 1B ve Şekil 2A-2B) nüfuz yapmak için açılıdır. Diffi iğne içine dsRNA çözelti alımı yapma ve kötü bir iğne, (i) çok küçük göz önündekült (basamak 7) (Şekil 1B ve 2B), (ii) çok büyük, enjeksiyon sonrası olası yaralanma ve larva öldürücülüğü yol (Şekil 1C ve 2F), üst deri zor ve artan yaralanma (iii) küt yapımında penetrasyon. </li><li> İğne Tutucu içine İğne yerleştirin. <ol><li> İlk olarak, iğne tutucunun ucu sökün ve tutucu ucu içine iğnenin arka ucuna yerleştirin. Daha sonra, tutucu ucunun altına (cam iğnenin arka ucundan en az 1 cm) kauçuk bir contanın yerleştirilmesi. </li><li> Tamamen iğne tutucusunun deliğine yerleştirilir kauçuk conta ile tutucu içine iğnenin arka, yerleştirin. Geri tutucuya ucu vida. </li></ol></li><li> İğne manipülatör üzerine monte iğne tutucu yerleştirin. Yatay yakın iğne tutucu tutun. MICR bakarak zaman manipülatör pozisyonunu ayarlayın, böylece iğnenin ucu görünümün merkezindeOscope. </li></ol> İğne içine 7. önden DsRNA Çözüm <ol><li> GKD 2 O konsantrasyonunun, ve 2 x enjeksiyon tamponu (adım 2.3) eşit hacimlerde dsRNA solüsyonu karıştırılarak enjeksiyondan hemen önce dsRNA enjeksiyon çözelti hazırlayın. Buz üzerinde karışık çözelti, tutun. DsRNA&#39;nın konsantrasyona ilişkin açıklamalara bakın. </li><li> 20 ul atılabilir pipet ucu kesilir. Pipet kesilmiş pipet içine çözeltisinin 10 ul. Geri basınç sağlayarak ucundaki akışkan tutarken dikkatlice pipetten pipet çıkarın. Alternatif olarak, dikkatli bir ucu çıkartmak ve daha sonra, bir parmak kullanılarak basınç sağlayarak ucunun sonunda solüsyonun hareket ettirin. </li><li> Iğne ucu yukarı bakacak şekilde açılması ile yapışkan yapışma kullanılarak mikroskop sahnede dsRNA çözeltisi ile pipet yerleştirin. </li><li> Mikroskop bakarak, yavaş yavaş ucu kadar iğnenin doğru yüklenmiş ucu taşımakİğne sadece yüklenen pipet ucunun içine ve bu çözelti içine. </li><li> Mikroskop bakarken, yavaşça yavaşça iğne içine dsRNA çözeltisi çekmek için enjeksiyon şırınga pistonu geri çekin. NOT: İğneyi aşırı yüklenmeyin. DsRNA çözeltinin ucunun iğnenin ucu yaklaştıkça, çekme hızını yavaşlatır ve hava ulaşacak iğnenin ucu önce solüsyonunun durdurun. Hava ucu ulaşırsa, çözelti hızlı bir şekilde, ciddi kirlenme sorunları ile sonuçlanan iğne tutucu içine çekilecektir. İğne tutucunun ayrıntılı temizleme prosedürleri Philip ve Tomoyasu 2011 11 tarif edilmiştir. </li><li> Vananızı açarak enjeksiyon şırınga ve iğne tutucu gelen basıncı çıkarın. Daha sonra, iğne ucundan uzağa pipet hareket ettirin. Sahnede larvaları yerleştirirken yanlışlıkla iğneyi zarar görmesini önlemek için aşamasından iğne yukarı kaldırın. Aşamasından boşaltılmış pipet çıkarın. </li></ol&gt; 8. dsRNA Enjeksiyon <ol><li> Eterleştirme sepet içine larva yerleştirin. Öğrenme tekniği ise en az 10 larva kullanın. Tekniği ile bir kez rahat bir tur 30-40 larva kullanın. </li><li> Eter şişede larvaları ile sepet koyun ve kapağını kapatın. NOT: Eter yangın tehlikesi sunuyor ve aynı zamanda zararlıdır. Davlumbaz altında bu adımı gerçekleştirin. </li><li> Yaklaşık 3 dakika boyunca eter haline larva. 3 dakika sonra bir hareket için larvaları kontrol edin. Onlar hala hareket halinde başka bir 30 saniye boyunca eter şişede onları geri yerleştirin. Letalitenin artabilir olarak en fazla 5 dakika boyunca eter haline etme. NOT: Optimum eterleştirme süresi sıcaklık ve neme bağlı olarak değişebilir. </li><li> Yapışkan cam slayt yapışmaz kenarına sepetten Eterlenmiş larvaları aktarın. Forseps kullanma ve mikroskop aracılığıyla bakarken, biri her larva bir pick up ve slayt üzerine koyun. F vücutlarını aşağı dokunun hafifçe yanal yatırın veEğer gitmek gibi forseps ile kuyruk rom kafa, biraz onlar slayt üzerine güvenli olduğundan emin olmak için, onları germe. </li><li> Mikroskop sahnede larvaları ile yapışkan slayt yerleştirin. </li><li> MSS zarar görmesini önlemek için larva dorsal tarafına hafifçe dsRNA&#39;nın yüklenen iğne takın. Larva kalbi burada yer alan olarak da, dorsal orta hat kaçının. Bu ve sonraki adımlarda, her zaman (yerine iğne taşımak için iğneli bir manipülatör kullanılarak) iğne Larvalar taşımak için sahne kullanın. NOT: Belirli bir enjeksiyon sitesi T. RNAİ&#39;nin kadar önemli değil confusum sistemik olarak görünmektedir. Ancak, torasik veya abdominal segmentlerin dorsal tarafına enjekte genellikle en kolay yoldur. </li><li> Larva içine iğne taktıktan sonra, dsRNA&#39;nın larva vücut boşluğuna girmek için oda izin hafifçe arkaya iğneyi çekin. </li><li> Larva dönüş yeşil (ya da enjeksiyon tampon rengi) kadar enjeksiyon şırınga hafifçe bastırın ve s bakmaktretched tam. Not: tekniği öğrenme ise, belirgin olmayan bir öldürücülüğünün bir larvaya enjekte edilebilir çözelti miktarının saptanması mümkün olduğu kadar enjekte deneyin. Genellikle, yaklaşık 0.5-0.7 ul&#39;dir. </li><li> Larvaları iğneyi çıkarın. Iğne çıkarılırken, biraz geri dsRNA&#39;nın kaybını önlemek için enjeksiyon şırınga çekin (aynı zamanda hava çekmek için dikkatli olun). </li><li> Slayt tüm larvaları enjekte edilir. Başarıyla enjekte değil larva kaldırmak için emin olun. Larvaları önce Komple enjeksiyon (yaklaşık 10 dk) uyanıyorum. </li><li> Enjeksiyon mikroskop enjekte larva ile slayt çıkarın ve tüm larvalar eterleştirme kurtarmak kadar 5 dakika daha slayt bırakın. </li><li> Forseps ile ve bir mikroskop altında, hafifçe yapışkan slayt onları serbest bırakmak için baş kuyruk larvaları kaldırın. Temiz bir Petri kabındaki yeni piyasaya larva yerleştirin. W enjeksiyon imkan vermek üzere 10-15 dakika süre ile Petri tabağına larvaları bırakpıhtılaşmaya ound. </li><li> Uygun bir soy adı dahil olmak üzere temiz unu ve etiket ile yeni bir şişe içine yerleştirin larvaları, dsRNA türü, dsRNA konsantrasyonu enjekte edilen larva sayısı, ve tarih enjekte edilir. </li><li> Kültür% 70 nem ile 30 ° C&#39;de Enjeksiyon yapılmış olan larvalar. Düzenli RNAi fenotipleri için larvaları gözlemleyin. NOT: 7 gün içinde son dönem larvalar pupa. (RNAi kaynaklanan zamanlama hiçbir anormallik varsa) Sonra, pupa 7 gün sonra yetişkinler eclose olacaktır. </li></ol> Demonte ve Fenotipik Analizleri 9. Onayı <ol><li> Böyle nicel ters transkripsiyon-PCR (qRT-PCR) ve Western Blot gibi çeşitli moleküler biyoloji teknikleri ile yıkmak RNAi değerlendirmek verimliliği göz önünde bulundurun. Sırasıyla, Miller ve diğ. 2012 7 Philip ve ayrıntılı QPCR için Tomoyasu 2011 11 ve Western Blot &#39;daki protokole bakınız. </li><li> RNAi ilgili fenotipleri analiz edin. NOT: İlgili RNAifenotipler hedeflenmiş gen bağlı olarak, birkaç farklı aşamalarında ve farklı kültür koşulları altında gözlemlenebilir. RNAi böceği morfolojisi, metamorfoz, fizyoloji, ve davranışını etkileyebilir. Ne kadar sıklıkla fenotip varlığı kontrol edilir ve böcekleri yetiştirilir koşulları belirli sorulara uygun olmalıdır ne altında RNAİ&#39;nin yoluyla araştırılmaktadır. </li></ol>

<ol>
	<li>Denell, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishment+of+Tribolium+as+a+genetic+model+system+and+its+early+contributions+to+evo-devo.">Establishment of Tribolium as a genetic model system and its early contributions to evo-devo.</a> Genetics. 180, 1779-1786 (2008).</li><li>Klingler, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tribolium.">Tribolium.</a> Curr Biol. 14, R639-R640 (2004).</li><li>Richards, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+genome+of+the+model+beetle+and+pest+Tribolium+castaneum.">The genome of the model beetle and pest Tribolium castaneum.</a> Nature. 452, 949-955 (2008).</li><li>Bucher, G., Scholten, J., Klingler, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parental+RNAi+in+Tribolium+(Coleoptera).">Parental RNAi in Tribolium (Coleoptera).</a> Curr Biol. 12, 85-86 (2002).</li><li>Tomoyasu, Y., Denell, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Larval+RNAi+in+Tribolium+(Coleoptera)+for+analyzing+adult+development.">Larval RNAi in Tribolium (Coleoptera) for analyzing adult development.</a> Dev Genes Evol. 214, 575-578 (2004).</li><li>Tomoyasu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exploring+systemic+RNA+interference+in+insects+a+genome-wide+survey+for+RNAi+genes+in+Tribolium.">Exploring systemic RNA interference in insects a genome-wide survey for RNAi genes in Tribolium.</a> Genome biology. 9, R10 (2008).</li><li>Miller, S. C., Miyata, K., Brown, S. J., Tomoyasu, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissecting+systemic+RNA+interference+in+the+red+flour+beetle+Tribolium+castaneum+parameters+affecting+the+efficiency+of+RNAi.">Dissecting systemic RNA interference in the red flour beetle Tribolium castaneum parameters affecting the efficiency of RNAi.</a> PLoS ONE. 7, e47431 (2012).</li><li>Tomoyasu, Y., Arakane, Y., Kramer, K. J., Denell, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repeated+co-options+of+exoskeleton+formation+during+wing-to-elytron+evolution+in+beetles.">Repeated co-options of exoskeleton formation during wing-to-elytron evolution in beetles.</a> Curr Biol. 19, 2057-2065 (2009).</li><li>Miller, S. C., Brown, S. J., Tomoyasu, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Larval+RNAi+in+Drosophila.">Larval RNAi in Drosophila.</a> Dev Genes Evol. 218, 505-510 (2008).</li><li>Brown, S. J., Mahaffey, J. P., Lorenzen, M. D., Denell, R. E., Mahaffey, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Using+RNAi+to+investigate+orthologous+homeotic+gene+function+during+development+of+distantly+related+insects.">Using RNAi to investigate orthologous homeotic gene function during development of distantly related insects.</a> Evolutio., &amp; development. 1, 11-15 (1999).</li><li>Philip, B. N., Tomoyasu, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+knockdown+analysis+by+double-stranded+RNA+injection.">Gene knockdown analysis by double-stranded RNA injection.</a> Methods Mol Biol. 772, 471-497 (2011).</li><li>Clark-Hachtel, C. M., Linz, D. M., Tomoyasu, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insights+into+insect+wing+origin+provided+by+functional+analysis+of+vestigial+in+the+red+flour+beetle.">Insights into insect wing origin provided by functional analysis of vestigial in the red flour beetle.</a> Tribolium castaneum, Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110, 16951-16956 (2013).</li><li>Kitzmann, P., Schwirz, J., Schmitt-Engel, C., Bucher, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=RNAi+phenotypes+are+influenced+by+the+genetic+background+of+the+injected+strain.">RNAi phenotypes are influenced by the genetic background of the injected strain.</a> BMC genomics. 14, 5 (2013).</li><li>Parrish, S., Fleenor, J., Xu, S., Mello, C., Fire, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+anatomy+of+a+dsRNA+trigger+differential+requirement+for+the+two+trigger+strands+in+RNA+interference.">Functional anatomy of a dsRNA trigger differential requirement for the two trigger strands in RNA interference.</a> Molecular cell. 6, 1077-1087 (2000).</li><li>Winston, W. M., Molodowitch, C., Hunter, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Systemic RNAi in C elegans requires the putative transmembrane protein SID-1. 295, 2456-2459 (2002).</li><li>Tomoyasu, Y., Wheeler, S. R., Denell, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrabithorax+is+required+for+membranous+wing+identity+in+the+beetle+Tribolium+castaneum.">Ultrabithorax is required for membranous wing identity in the beetle Tribolium castaneum.</a> Nature. 433, 643-647 (2005).</li><li>Trauner, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+insertional+mutagenesis+of+a+coleopteran+stored+grain+pest,+the+red+flour+beetle+Tribolium+castaneum,+identifies+embryonic+lethal+mutations+and+enhancer+traps.">Large-scale insertional mutagenesis of a coleopteran stored grain pest, the red flour beetle Tribolium castaneum, identifies embryonic lethal mutations and enhancer traps.</a> BMC Biol. 7, 73 (2009).</li><li>Yang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Probing+the+Drosophila+retinal+determination+gene+network+in+Tribolium+(II)+The+Pax6+genes+eyeless+and+twin+of+eyeless.">Probing the Drosophila retinal determination gene network in Tribolium (II) The Pax6 genes eyeless and twin of eyeless.</a> Developmental biology. 333, 215-227 (2009).</li><li>Horn, T., Boutros, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=E-RNAi+a+web+application+for+the+multi-species+design+of+RNAi+reagents--2010+update.">E-RNAi a web application for the multi-species design of RNAi reagents--2010 update.</a> Nucleic acids research. 38, 332-339 (2010).</li></ol>

Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

There are a number of important issues that need to be considered to guarantee the success of RNAi, including the length and concentration of the dsRNA molecules, competition among different dsRNA molecules (when attempting multiple knock down), and the possibility of Off-Target Effects (OTE).
dsRNA Length
The length of dsRNA molecules affects the efficiency of the systemic RNAi response, with a longer dsRNA being more efficient to trigger RNAi7,14,15 (though the longer limit of dsRNA is currently unknown). The dsRNA length needs to be longer than 50 bp to induce effective RNAi in T. castaneum7. dsRNA between 150 bp and 500 bp appears to be ideal for RNAi experiments. Although longer dsRNA molecules can also be used, they will have an increased chance of OTE and the gene-cloning step will become increasingly difficult.
dsRNA Concentration
Different degrees of gene knockdown can be achieved depending on the concentration of dsRNA. 1 &#956;g/&#956;l appears to be a reasonable starting concentration, which often produces a near-null phenotype (may vary depending on the gene(s) of interest). RNAi can be performed with a higher concentration (e.g.,&#160;7-8 &#956;g/&#956;l) to obtain a stronger RNAi phenotype. RNAi with a serial dilution of dsRNA can sometimes be beneficial to produce a series of hypomorphic phenotypes (Supplemental Data of Tomoyasu et al. 20098, and Borr&#224;s-Castells unpublished data).
RNAi Competition
Multiple gene knockdown can be accomplished in T. castaneum by injecting several different dsRNA molecules simultaneously. However, it is also known that having several different dsRNA molecules present within the organism often results in competition between the dsRNAs for access to the RNAi components7,14. It is important to use the same length and the same concentration for all dsRNA when attempting multiple gene knockdown to avoid one dsRNA out-competing the others (although, further adjustments of the dsRNA length and concentration may be required when the expression levels greatly differ among the target genes). We, as well as others, have successfully performed double and triple knockdown (e.g.,&#160;Tomoyasu et al. 200516, Tomoyasu et al. 200917, and Yang et al. 200918). Although feasible, quadruple RNAi (or more) might be challenging, as it would likely cause significant reduction of RNAi efficiency for all four target genes.
Off-targeting
OTE is an inherent concern for RNAi-based approaches. One way to minimize OTE is to identify regions in the target gene that share similar sequences with other genes and avoid these regions when designing dsRNA. A simple BLAST analysis against the T. castaneum predicted gene set can identify such regions. Several online tools also allow evaluation of potential OTE (e.g., E-RNAi19). Performing RNAi for two non-overlapping regions of the target gene is an easy and efficient way to eliminate the possibility that observed phenotypes are caused by OTE. The possibility of OTE is minimized if RNAi for two non-overlapping regions produce the same phenotypes (unless the two non-overlapping regions share a similar sequence).
Evaluating gene knockdown by means other than phenotypic analyses is often critical to effectively present RNAi-related data. Two major ways to evaluate gene knockdown are qRT-PCR and western blot analysis. qRT-PCR is a convenient way to measure the level of the target mRNA, and has been used in many RNAi-related studies including those in T. castaneum (see Miller et al. 20127 for example). However, caution must be taken, as we have recently seen some cases in which the target mRNA level is up-regulated by RNAi (though the protein product is down-regulated) (Borr&#224;s-Castells unpublished data). It is currently unknown if this RNAi induced mRNA up-regulation can be widespread or unique to certain genes. Western blot analysis is another way to confirm gene knockdown. This method is quite reliable as it measures the amount of the final protein product. The requirement of a specific antibody against the protein product of the target gene is a downside to this approach. Utilizing multiple independent measurements in addition to phenotypic analysis will increase the confidence of the phenotypic data obtained by RNAi-based analysis.
Since its conception in T. castaneum, RNAi has primarily been used to study gene function in development and pattern formation. These T. castaneum developmental studies have been highly successful in characterizing evolutionarily conserved and diverged functions of genes (reviewed in Denell 20081 and Klingler 20042). However, RNAi-based studies in T. castaneum are not limited to developmental biology. For example, RNAi can be utilized to study gene function in a wide range of physiological and behavioral responses, including stress tolerance, predation, aggression, mate choice, activity patterns, and defense mechanisms.
One difficulty of applying RNAi to these contexts is the likelihood of pleiotropic effects. Often, genes of interest will have a variety of roles throughout the T. castaneum life cycle, thus making the removal of genes without unintended phenotypic effects difficult. However, the ability to easily perform RNAi at a variety of stages can often be an effective strategy for avoiding these pleiotropic effects. For instance, performing RNAi in adults instead of larvae or pupae might allow us to circumvent unintended lethality caused by gene knockdown during early development. The flexibility of the RNAi response in T. castaneum thus makes this model an attractive choice for adapting RNAi to experiments of gene function in physiological and behavioral responses.
The T. castaneum system is also ideal for use in a teaching laboratory. T. castaneum can be easily cultured on a flour/yeast mixture at room temperature (25 &#176;C) without frequent subculturing, and RNAi techniques in T. castaneum are simple enough to be adapted to a laboratory with young, learning scientists. As RNAi is becoming an essential technique in a variety of biological fields, it is crucial that students are exposed to this technique. The straight-forward nature of the larval RNAi technique in T. castaneum also encourages more students to be involved in research, making T. castaneum a prime candidate for a classroom oriented genetic system.

An erratum was issued for <a href="http://www.jove.com/video/52059">Larval RNA Interference in the Red Flour Beetle, Tribolium castaneum</a>. There was a typo in the settings for Sutter P-87 in step 4.1.

An erratum was issued for <a href="http://www.jove.com/video/52059">Larval RNA Interference in the Red Flour Beetle, Tribolium castaneum</a>.

Erratum: Larval RNA Interference in the Red Flour Beetle, Tribolium castaneum

Kırmızı un böceği, Tribolium castaneum nedeniyle RNA girişimi (RNAi) 1-3 gerçekleştirme kolaylığı kısmen biyoloji çeşitli alanlarda popülerlik kazanıyor. RNAi dayalı gen demonte teknikleri bilim adamları kayıp fonksiyon-kompleks genetik yöntemler kullanarak olmadan analizleri yapmak için izin verir. T. confusum mümkün böceğin vücut boşluğuna 4-6 olarak iki-şeritli RNA (dsRNA), basit enjeksiyon yoluyla herhangi bir aşamada RNAi bir hale getirmektedir, sağlam bir sistemik RNAi tepki gösterir. Birden fazla genin eşzamanlı devirme da T. mümkündür Aynı zamanda 7,8, iki veya daha fazla farklı dsRNA molekülleri enjekte confusum. Buna ek olarak, hypomorphic fenotiplerin bir dizi 8 dsRNA enjekte konsantrasyonunu azaltmak suretiyle oluşturulabilir. Bu özellikler T. geleneksel ileri genetik RNAi tabanlı ters genetik teknikleri cazip alternatifler yapmak castaneum. Yana neredeyseTüm T. confusum dokuların bu teknik, araştırmacılar farklı bağlamlarda dokuların çeşitli çalışma sağlar, hücre dışı bir dsRNA molekülleri 9 karşı hassastır. Ayrıca, bu rapor T. RNAi performans odaklansa da castaneum, burada açıklanan birçok prosedürler diğer böcekler için de geçerlidir. Isteyenler kaybı-fonksiyonu T. ilgi kendi bağlamlarında analizleri gerçekleştirmek için Dolayısıyla, bu protokol yararlıdır castaneum, yanı sıra diğer böcekler için bir RNAi tabanlı tekniği uygulamak isteyen araştırmacılar için. Larva halinde dsRNA&#39;yı enjekte larva, pupa olmak üzere böceği yaşam evrelerinde, çeşitli fonksiyonel analiz sağlar, ve yetişkin 4,5,10 sahneliyor. Biz daha önce moleküler biyoloji prosedürleri 11 olmak üzere bizim genel larva RNAi protokolü bildirdi. Mevcut raporda, biz en iyi görsel yardımcıları ile açıklanmıştır dsRNA&#39;nın enjeksiyon prosedürleri açıklayan odaklanmak. Biz sağlayabilirayrıntılı adım-adım enjeksiyon işlemleri yanı sıra iyi ve kötü enjeksiyon örnekler. Bu görsel protokolü önceki protokol tamamlar ve kombine edildiğinde, onlar T. larva RNAi prosedürlerin daha kapsamlı bir görünüm sağlar castaneum. Buna ek olarak, RNAi, fizyolojik araştırma için RNAi bazlı deneylerde uygulama başarısını, hem de bir öğretim laboratuarda larva RNAi protokolünün uygulanabilirliğini etkileyebilecek dsRNA molekülleri için parametreleri tartışırlar.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="945">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:265px;">Name of Reagent/ Equipment</td>
			<td style="width:181px;">Company</td>
			<td style="width:175px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:324px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Organic whole wheat flour&#160;</td>
			<td style="width:181px;">Heartland Mill Inc. Kansas</td>
			<td style="width:175px;">G1</td>
			<td style="width:324px;"></td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;">Brewer&#8217;s Yeast&#160;</td>
			<td>MP Biomedicals</td>
			<td>2903312</td>
			<td style="width:324px;">Sift yeast with #35 stainless sieve before use. Wear protective mask and cover the sieve with plastic wrap, as the sifted yeast is a fine particle and respiratory hazardus.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">6 oz plastic Drosophila stock bottles&#160;</td>
			<td>Fisher Scientific&#160;</td>
			<td>11-888</td>
			<td style="width:324px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Sieve</td>
			<td>Fisher Scientific&#160;</td>
			<td>04-881N</td>
			<td style="width:324px;">8 in. dia. x 2 in.D. Use&#160; #25 (Nominal opening 710&#181;m) for larvae, pupae, and adults.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;">Sieve</td>
			<td>Fisher Scientific&#160;</td>
			<td>04 881 10P</td>
			<td style="width:324px;">8 in. diameter #35 (Nominal seive opening: 600&#181;m)&#160; Stainless Steel Sieves, 8 in. dia. x 2 in.D. This sieve is ideal to remove clumps from yeast powder.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sieve receiver</td>
			<td>Fisher Scientific&#160;</td>
			<td>04-866B</td>
			<td style="width:324px;">8 in. diameter</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">1.5 quart spouted sample pan&#160;</td>
			<td>Seedburo Equipment Co.</td>
			<td>Model 33</td>
			<td style="width:324px;">collection pan</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Incubator</td>
			<td>BioCold Environmental Inc</td>
			<td>BC26-IN</td>
			<td style="width:324px;">Keep it 30C with 70% humidity.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Na2HPO4</td>
			<td style="width:181px;">Fisher Scientific&#160;</td>
			<td style="width:175px;">S374500</td>
			<td style="width:324px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">NaH2PO4</td>
			<td style="width:181px;">Fisher Scientific&#160;</td>
			<td>S397-500&#160;</td>
			<td style="width:324px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">KCl</td>
			<td style="width:181px;">Fisher Scientific&#160;</td>
			<td>P217-500</td>
			<td style="width:324px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Food dye&#160;</td>
			<td style="width:181px;">Kroger</td>
			<td style="width:175px;"></td>
			<td style="width:324px;">green, blue, or red preferable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Microscope glass slide&#160;</td>
			<td style="width:181px;">Fisher Scientific&#160;</td>
			<td>22-038-103</td>
			<td style="width:324px;"></td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:265px;">Tack-It Over&#38;Over</td>
			<td style="width:181px;">Aleene&#39;s</td>
			<td style="width:175px;"></td>
			<td style="width:324px;">Repositionable glue for sticky slides. Double sided tape can be used as an alternative, however, we found that the adhesiveness varies.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:265px;">Plastic CD case</td>
			<td style="width:181px;">Amazon</td>
			<td style="width:175px;"></td>
			<td style="width:324px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Boroslilicate Glass capillary</td>
			<td>Sutter Instrument</td>
			<td>BF100-50-15</td>
			<td style="width:324px;">O.D. 1 mm, I.D. 0.5 mm, 15 cm. without filament&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Needle puller</td>
			<td>Sutter Instrument</td>
			<td>P-87 or P-97&#160;</td>
			<td style="width:324px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Silicone seal</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>HI01PK01</td>
			<td style="width:324px;">2.5 mm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Removable mounting putty&#160;</td>
			<td style="width:181px;">Loctite Fun-Tak</td>
			<td style="width:175px;"></td>
			<td style="width:324px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Compressed gas duster</td>
			<td style="width:181px;">OfficeMax</td>
			<td style="width:175px;">OM96091</td>
			<td style="width:324px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Forceps</td>
			<td>Fine Science Tool</td>
			<td style="width:175px;">11231-30</td>
			<td style="width:324px;">Dumoxel #3 (to manipulate beetles)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Forceps</td>
			<td>Fine Science Tool</td>
			<td>11252-20</td>
			<td style="width:324px;">INOX #5 (to break needle tips)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ethyl ether, anhydrous&#160;</td>
			<td style="width:181px;">Fisher Scientific&#160;</td>
			<td style="width:175px;">E138-500</td>
			<td style="width:324px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Nylon mesh</td>
			<td style="width:181px;">Flystuff/Genessee Scientific</td>
			<td>57-102</td>
			<td style="width:324px;">120-um pore size/49% open area</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Media bootle 100-ml</td>
			<td style="width:181px;">VWR</td>
			<td>89000-926</td>
			<td style="width:324px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Stereomicroscope</td>
			<td style="width:181px;">Zeiss</td>
			<td></td>
			<td style="width:324px;">SteREO Discovery V12. Injection microscope.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Stereomicroscope</td>
			<td style="width:181px;">Fisher/Zeiss</td>
			<td>12-070-513&#160;</td>
			<td style="width:324px;">Stemi2000. Use to break the needle and place larvae onto the sticky slide.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">X-Y mechanical stage&#160;</td>
			<td style="width:181px;">Zeiss</td>
			<td>4354600000000000</td>
			<td style="width:324px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">X-Y mechanical stage&#160;</td>
			<td>Microscopenet.com</td>
			<td>A512</td>
			<td style="width:324px;">Inexpensive alternative</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Manipulator</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>M-152</td>
			<td style="width:324px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Magnetic stand</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>GJ-1&#160;</td>
			<td style="width:324px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Glass capillary holder</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>IM-H1&#160;</td>
			<td style="width:324px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">30-ml disposable syringe&#160;</td>
			<td>BD syringe</td>
			<td>309650</td>
			<td style="width:324px;">BD Luer-Lok Tip&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Four-way stopcock&#160;</td>
			<td>Cole-Parmer Instrument Co.</td>
			<td>EW-30600-03</td>
			<td style="width:324px;">Stopcocks with Luer Connections; 4-way; male slip</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;">art paint brush</td>
			<td style="width:181px;">Amazon</td>
			<td style="width:175px;">Art Advantage Oil and Acrylic Brush Set, 24-Piece</td>
			<td style="width:324px;">Any general paint brush will work.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

larval rna interference in the red flour beetle, tribolium castaneum

Kırmızı un böcekleri, Tribolium castaneum, tam açıklamalı genom sekansı, transpozon bazlı genetik dönüştürme ve etkin bir RNA girişimi (RNAi) de dahil olmak üzere genetik ve geliştirme çalışmaları için, deney araçları bir repertuar sunar. Bu avantajlarının yanında, RNAi dayalı gen demonte teknikleri Tribolium araştırma özünde vardır. T. confusum mümkün basitçe böceğin vücut boşluğuna çift kollu RNA (dsRNA) enjekte edilmesiyle herhangi bir yaşam safhasında RNAi bir hale getirmektedir, sağlam bir sistemik RNAi tepki gösterir. Bu yazıda, T. bizim larva RNAi teknik bir bakış sağlamak castaneum. Protokol T. uygun aşamasında (i) izolasyonu, Enjeksiyon için confusum larva ve enjeksiyon ayarı için, (ii) hazırlanması, ve (iii) dsRNA enjeksiyonu. Larva RNAi kaybı fonksiyon-fenotipinin hızlı erişim bize sağlayan basit, ama güçlü bir tekniktirBirden fazla gen demonte fenotiplerle yanı sıra hypomorphic fenotipleri bir dizi dahil, es. Hemen hemen tüm T. yana confusum dokuların hücre dışı dsRNA duyarlıdır, larva RNAi teknik araştırmacılar dış ortama doğru yanıtların organizma, genetik olarak dahil çeşitli bağlamlarda, dokuların ve çeşitli çalışma sağlar. Ayrıca, bu tekniğin basitliği T. yapma, araştırma daha öğrenci katılımını uyarır Bir sınıf ortamında kullanmak için ideal bir genetik sistem castaneum.

Başarılı enjeksiyon için önemli adımlardan biri iyi bir iğne yapmaktır. Aşama 6&#39;da tarif edildiği gibi, iğne ucu önceki T. enjekte parçalanmasına gerek castaneum. Iyi ve kötü iğne örnekleri, Şekil 1 &#39;de gösterilmiştir. Iyi bir iğne, yaklaşık olarak 0,05 mm çaplı bir delik (Şekil 1B) ile, keskin ve sert bir uca sahiptir. Şekil 2, bir başarılı bir enjeksiyon (Şekil 2A ve 2B) ve başarısız enjeksiyonlar (Şekiller 2C-2F) arasında çeşitli durumları gösterir. Uygun büyüklükte bir enjeksiyon iğnesi ile, iğne ucu en az direnç (Şekil 2A) ile larva kütikül girer ve dsRNA çözeltisi (yeşil) herhangi bir sızıntı (Şekil 2B) olmadan larva akar. Aşırı enjekte gibi bile doğru boyutta bir enjeksiyon iğnesi (Şekil ile DsRNA çözümün taşmasına neden olacaktır etmeyin2C). Iğne ucu çok ince olursa, iğne ucu genellikle zor enjeksiyon (Şekil 2D), yapım larva kütikül ve virajlı nüfuz başarısız olur. Bu durumda, kırpma iğne ucu bazen yardımcı olur. Büyük iğneler larva manikür (Şekil 2E) nüfuz bazı zorluklarla da olsa, sık sık hala kullanılabilirler. Bununla birlikte, dsRNA çözeltinin büyük bir miktan, genellikle dsRNA çözeltisi (Şekil 2F) bir taşma ile sonuçlanan, hatta enjeksiyon şırınga üzerinde hafif basınçla iğne dışarı itilir. RNAi yaparken, bu RNAi düzgün çalıştığını ve bir negatif kontrol gözlenen etki DsRNA&#39;nın non-spesifik bir etkisi veya sebep gibi yaralanma gibi enjeksiyon prosedürleri (bir sonucu olmadığını doğrulamak için değerlendirmek için olumlu bir kontrole sahip olmak önemlidir ) eterleştirme enjeksiyonla ya da anormallik. DsRNA hedefleme EYFP enjeksiyon bir olarak hizmet verebilirpozitif kontrol iyi pu-11 suşu 5,7 kullanırken. EYFP dsRNA son larva aşamasında enjekte edildiğinde, kanat gelecek primordia içinde EYFP sinyalinde önemli bir azalma olarak bir gün önceden art enjeksiyon (Şekil 3A) olarak görülmektedir. EYFP bir yok etme iki gün EYFP dsRNA&#39;nın (Şekil 3B) enjeksiyonundan sonra tamamlanır ve bu yok etme dsRNA konsantrasyonu yeterince (1 gibi yüksek ise pupal aşamada (Şekil 3C ve 3D) boyunca ve böceğinin yaşam boyunca devam ug / ml) 7. EYFP dsRNA&#39;nın olmayan bir endojen gen dizisi olduğu için, aynı zamanda, bir negatif kontrol olarak kullanılabilir ve morfolojik ve fizyolojik aksaklıkları (Şekiller 3A-3D) neden olmamalıdır. Bu ne kadar EF başka bir örnek olarak, artık (VG) için larva RNAi görüntülerini kritik kanat gen 12.Bu enjeksiyon dayalı RNAi tekniği T. olduğu etkinleştirilecek castaneum. VG dsRNA&#39;nın sondan bir önceki aşama larvaları (son larva aşamasında önceki bir aşamada) enjekte edildiğinde, kanat yapılarının tam bir kayıp pupa aşamasına (Şekil 3E ve 3F) gözlenebilir. Oluşan yetişkin de tamamen kanat yapıları (Şekil 3G ve 3H) yoksun. VG RNAi sonucu sağlamlık ve T. RNAİ&#39;nin sistemik doğasını hem de örnekliyor castaneum. <img alt="Şekil 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/52059/52059fig1highres.jpg" width="500" /> Şekil 1:, kırılmamış iyi ve kötü iğne (A) Örnekler (B) iyi-kırık iyi iğne ucu (C) çok büyük ve künt bir kırık iğne ucu (D) ucu... Bir kırdı arasında<html> Çok ince iğne n. Ölçek çubukları (kırmızı) 0,05 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52059/52059fig1highres.jpg" target="_blank">, bu rakamın büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/52059/52059fig2highres.jpg" width="500" /> Şekil 2:.. (A). Orta ölçekli bir enjeksiyon iğnesi son dönem larva yerleştirilir (B) arasındaki bir doz uygun bir şekilde, yeşil dsRNA enjekte edilen çözelti (C) aşırı enjeksiyonunun sebep olduğu enjeksiyon noktasında dsRNA çözeltinin taşması (D ) larva manikür nüfuz başarısız İnce bir iğne. (E) son dönem larva içine yerleştirilen büyük bir enjeksiyon iğnesi. (F) Larva DsRNA çözümün taşması ve sızıntılara neden büyük bir iğne ile enjekte edilir. Oklar iğneler göstermektedir.ove.com/files/ftp_upload/52059/52059fig2highres.jpg &quot;target =&quot; _blank &quot;&gt; Bu rakamın büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız. <img alt="Şekil 3," fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/52059/52059fig3highres.jpg" width="500" /> Şekil 3: T. başarılı RNAi örnekleri confusum. (AD), EYFP ekspresyonunun azaltılması EYFP dsRNA sonuç yorumlanan larva enjeksiyonu. elde edilen (A), Larva enjeksiyonundan bir gün sonra. (B) &#39;Larva enjeksiyondan iki gün sonra. (C) Kontrol pupa. (D) Pupa larva EYFP dsRNA enjeksiyon. Negatif kontroller, tampon enjeksiyon (A, B) ve DsRed dsRNA&#39;nın enjeksiyon (C, D) &#39;dir. Ok uçları ve oklar EYFP ifadesini belirtmek veya sırasıyla kanat primordia ve gözler, bunların eksikliği. (EH) KalemVG nihai larva RNAi. (E) Yabani-tip pupa. (F) VG RNAi pupa. Kanat yapılarının yokluğu pupa aşamasına (ok). G) Yabani-tip yetişkin. (Y) VG RNAi yetişkin daha önce görülebilir. Kanat ilgili yapılar tamamen (ok) eksik. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52059/52059fig3highres.jpg" target="_blank">, bu rakamın büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Larval RNA Interference in the Red Flour Beetle, Tribolium castaneum at JoVE.com

Larval RNA Interference in the Red Flour Beetle, Tribolium castaneum

RNA enterferans (RNAi) tabanlı gen demonte teknikleri Tribolium araştırma özünde vardır. Burada, biz Tribolium castaneum&#39;ların bizim larva RNAi tekniğinin bir bakış sağlar. Larva RNAi araştırmacılar farklı bağlamlarda gen fonksiyonlarını incelemek için izin, kayıp fonksiyon-fenotiplerine hızlı erişim sağlayan basit, ama güçlü bir tekniktir.

Kırmızı Un Beetle Larva RNA Girişim,<em&gt; Tribolium castaneum</em

The red flour beetle, Tribolium&#160;castaneum, offers a repertoire of experimental tools for genetic and developmental studies, including a fully ...

larval-rna-interference-in-the-red-flour-beetle-tribolium-castaneum

Research

JoVE Journal

Biology

Larval RNA Interference in the Red Flour Beetle, Tribolium castaneum

In vitro Reconstitution of the Active T. castaneum Telomerase

Efforts to isolate the catalytic subunit of telomerase, TERT, in sufficient quantities for structural studies, have been met with limited success for more than a decade. Here, we present methods for the isolation of the recombinant Tribolium castaneum TERT (TcTERT) and the reconstitution of the active T. castaneum telomerase ribonucleoprotein (RNP) complex in vitro.
Telomerase is a specialized reverse transcriptase1 that adds short DNA repeats, called telomeres, to the 3' end of linear chromosomes2 that serve to protect them from end-to-end fusion and degradation. Following DNA replication, a short segment is lost at the end of the chromosome3 and without telomerase, cells continue dividing until eventually reaching their Hayflick Limit4. Additionally, telomerase is dormant in most somatic cells5 in adults, but is active in cancer cells6 where it promotes cell immortality7.
The minimal telomerase enzyme consists of two core components: the protein subunit (TERT), which comprises the catalytic subunit of the enzyme and an integral RNA component (TER), which contains the template TERT uses to synthesize telomeres8,9. Prior to 2008, only structures for individual telomerase domains had been solved10,11. A major breakthrough in this field came from the determination of the crystal structure of the active12, catalytic subunit of T. castaneum telomerase, TcTERT1.
Here, we present methods for producing large quantities of the active, soluble TcTERT for structural and biochemical studies, and the reconstitution of the telomerase RNP complex in vitro for telomerase activity assays. An overview of the experimental methods used is shown in Figure 1.

In vitro Reconstitution of the Active T. castaneum Telomerase

Efforts to isolate the catalytic subunit of telomerase, TERT, in sufficient quantities for structural studies, have been met with limited success for more than a decade. Here, we present methods for the isolation of the recombinant Tribolium castaneum TERT (TcTERT) and the reconstitution of the active T. castaneum telomerase ribonucleoprotein (RNP) complex in vitro.

Active T. in vitro Sulandırma castaneum Telomeraz

Efforts to isolate the catalytic subunit of telomerase, TERT, in sufficient quantities for structural studies, have been met with limited success for more ...

Biyoloji

In vitro Transcription and Capping of Gaussia Luciferase mRNA Followed by HeLa Cell Transfection

In vitro transcription is the synthesis of RNA transcripts by RNA polymerase from a linear DNA template containing the corresponding promoter sequence (T7, T3, SP6) and the gene to be transcribed (Figure 1A). A typical transcription reaction consists of the template DNA, RNA polymerase, ribonucleotide triphosphates, RNase inhibitor and buffer containing Mg2+ ions.
Large amounts of high quality RNA are often required for a variety of applications. Use of in vitro transcription has been reported for RNA structure and function studies such as splicing1, RNAi experiments in mammalian cells2, antisense RNA amplification by the "Eberwine method"3, microarray analysis4 and for RNA vaccine studies5. The technique can also be used for producing radiolabeled and dye labeled probes6. Warren, et al. recently reported reprogramming of human cells by transfection with in vitro transcribed capped RNA7. The T7 High Yield RNA Synthesis Kit from New England Biolabs has been designed to synthesize up to 180 &mu;g RNA per 20 &mu;l reaction. RNA of length up to 10kb has been successfully transcribed using this kit. Linearized plasmid DNA, PCR products and synthetic DNA oligonucleotides can be used as templates for transcription as long as they have the T7 promoter sequence upstream of the gene to be transcribed.
Addition of a 5' end cap structure to the RNA is an important process in eukaryotes. It is essential for RNA stability8, efficient translation9, nuclear transport10 and splicing11. The process involves addition of a 7-methylguanosine cap at the 5' triphosphate end of the RNA. RNA capping can be carried out post-transcriptionally using capping enzymes or co-transcriptionally using cap analogs. In the enzymatic method, the mRNA is capped using the Vaccinia virus capping enzyme12,13. The enzyme adds on a 7-methylguanosine cap at the 5' end of the RNA using GTP and S-adenosyl methionine as donors (cap 0 structure). Both methods yield functionally active capped RNA suitable for transfection or other applications14 such as generating viral genomic RNA for reverse-genetic systems15 and crystallographic studies of cap binding proteins such as eIF4E16.
In the method described below, the T7 High Yield RNA Synthesis Kit from NEB is used to synthesize capped and uncapped RNA transcripts of Gaussia luciferase (GLuc) and Cypridina luciferase (CLuc). A portion of the uncapped GLuc RNA is capped using the Vaccinia Capping System (NEB). A linearized plasmid containing the GLuc or CLuc gene and T7 promoter is used as the template DNA. The transcribed RNA is transfected into HeLa cells and cell culture supernatants are assayed for luciferase activity. Capped CLuc RNA is used as the internal control to normalize GLuc expression.

In vitro Transcription and Capping of Gaussia Luciferase mRNA Followed by HeLa Cell Transfection

This method describes high yield in vitro synthesis of both capped and uncapped mRNA from a linearized plasmid containing the Gaussia luciferase (GLuc) gene. The RNA is purified and a fraction of the uncapped RNA is enzymatically capped using the Vaccinia virus capping enzyme. In the final step, the mRNA is transfected into HeLa cells and cell culture supernatants are assayed for luciferase activity.

HeLa Hücre Transfeksiyon Ardından Gaussia Lusiferaz mRNA in vitro transkripsiyon ve Kapatma yılında

In vitro transcription is the synthesis of RNA transcripts by RNA polymerase from a linear DNA template containing the corresponding promoter sequence ...

Using RNA-mediated Interference Feeding Strategy to Screen for Genes Involved in Body Size Regulation in the Nematode C. elegans

Double-strand RNA-mediated interference (RNAi) is an effective strategy to knock down target gene expression1-3. It has been applied to many model systems including plants, invertebrates and vertebrates. There are various methods to achieve RNAi in vivo4,5. For example, the target gene may be transformed into an RNAi vector, and then either permanently or transiently transformed into cell lines or primary cells to achieve gene knockdown effects; alternatively synthesized double-strand oligonucleotides from specific target genes (RNAi oligos) may be transiently transformed into cell lines or primary cells to silence target genes; or synthesized double-strand RNA molecules may be microinjected into an organism. Since the nematode C. elegans uses bacteria as a food source, feeding the animals with bacteria expressing double-strand RNA against target genes provides a viable strategy6. Here we present an RNAi feeding method to score body size phenotype. Body size in C. elegans is regulated primarily by the TGF- &beta; - like ligand DBL-1, so this assay is appropriate for identification of TGF-&beta; signaling components7. We used different strains including two RNAi hypersensitive strains to repeat the RNAi feeding experiments. Our results showed that rrf-3 strain gave us the best expected RNAi phenotype. The method is easy to perform, reproducible, and easily quantified. Furthermore, our protocol minimizes the use of specialized equipment, so it is suitable for smaller laboratories or those at predominantly undergraduate institutions.

Using RNA-mediated Interference Feeding Strategy to Screen for Genes Involved in Body Size Regulation in the Nematode C. elegans

We demonstrate how to use the RNAi feeding technique to knock down target genes and score body size phenotype in C. elegans. This method could be used for a large scale screen to identify potential genetic components of interest, such as those involved in body size regulation by DBL-1/TGF-&beta; signaling.

Nematod Vücut büyüklüğü Yönetmelik ilgilendim Genler için Ekran RNA-aracılı Girişim Besleme Strateji Kullanımı<em&gt; C. elegans</em

Double-strand RNA-mediated interference (RNAi) is an effective strategy to knock down target gene expression1-3. It has been applied to many model systems ...

Measurement of Larval Activity in the Drosophila Activity Monitor

Drosophila larvae are used in many behavioral studies, yet a simple device for measuring basic parameters of larval activity has not been available. This protocol repurposes an instrument often used to measure adult activity, the TriKinetics Drosophila activity monitor (MB5 Multi-Beam Activity Monitor) to study larval activity. The instrument can monitor the movements of animals in 16 individual 8 cm glass assay tubes, using 17 infrared detection beams per tube. Logging software automatically saves data to a computer, recording parameters such as number of moves, times sensors were triggered, and animals&#8217; positions within the tubes. The data can then be analyzed to represent overall locomotion and/or position preference as well as other measurements. All data are easily accessible and compatible with basic graphing and data manipulation software. This protocol will discuss how to use the apparatus, how to operate the software and how to run a larval activity assay from start to finish.

Measurement of Larval Activity in the Drosophila Activity Monitor

This report describes a method for measuring Drosophila larval activity using the TriKinetics Drosophila Activity Monitor. The device employs infrared beams to detect movements of up to 16 individual animals. Data can be analyzed to represent motion parameters including rates and the positions of the animals within the assay chambers.

Larvaların Faaliyet Ölçümü<em&gt; Drosophila</em&gt; Activity Monitor

Drosophila larvae are used in many behavioral studies, yet a simple device for measuring basic parameters of larval activity has not been available. This ...

Practical Use of RNA Interference: Oral Delivery of Double-stranded RNA in Liposome Carriers for Cockroaches

RNA interference (RNAi) has been widely applied for uncovering the biological functions of numerous genes, and has been envisaged as a pest control tool operating by disruption of essential gene expression. Although different methods, such as injection, feeding, and soaking, have been reported for successful delivery of double-stranded RNA (dsRNA), the efficiency of RNAi through oral delivery of dsRNA is highly variable among different insect groups. The German cockroach, Blattella germanica, is highly sensitive to the injection of dsRNA, as shown by many studies published previously. The present study describes a method to demonstrate that the dsRNA encapsulated with liposome carriers is sufficient to retard the degradation of dsRNA by midgut juice. Notably, the continuous feeding of dsRNA encapsulated by liposomes significantly reduces the tubulin expression in the midgut, and led to the death of cockroaches. In conclusion, the formulation and utilization of dsRNA lipoplexes, which protect dsRNA against nucleases, could be a practical use of RNAi for insect pest control in the future.

This manuscript demonstrates the depletion of gene expression in the midgut of the German cockroach through oral ingestion of double-stranded RNA encapsulated in liposomes.

RNA müdahale pratik kullanımı: lipozom taşıyıcıları hamamböceği için çift iplikçikli RNA'ın sözlü teslim

RNA interference (RNAi) has been widely applied for uncovering the biological functions of numerous genes, and has been envisaged as a pest control tool ...

TChIP-Seq: Cell-Type-Specific Epigenome Profiling

Epigenetic regulation plays central roles in gene expression. Since histone modification was discovered in the 1960s, its physiological and pathological functions have been extensively studied. Indeed, the advent of next-generation deep sequencing and chromatin immunoprecipitation (ChIP) via specific histone modification antibodies has revolutionized our view of epigenetic regulation across the genome. Conversely, tissues typically consist of diverse cell types, and their complex mixture poses analytic challenges to investigating the epigenome in a particular cell type. To address the cell type-specific chromatin state in a genome-wide manner, we recently developed tandem chromatin immunoprecipitation sequencing (tChIP-Seq), which is based on the selective purification of chromatin by tagged core histone proteins from cell types of interest, followed by ChIP-Seq. The goal of this protocol is the introduction of best practices of tChIP-Seq. This technique provides a versatile tool for tissue-specific epigenome investigation in diverse histone modifications and model organisms.

We describe a step-by-step protocol for tandem chromatin immunoprecipitation sequencing (tChIP-Seq) that enables the analysis of cell-type-specific genome-wide histone modification.

TChIP-Seq: Hücre türüne özgü Epigenome profil oluşturma

Epigenetic regulation plays central roles in gene expression. Since histone modification was discovered in the 1960s, its physiological and pathological ...

Nuclei Isolation from Adult Mouse Kidney for Single-Nucleus RNA-Sequencing

The kidneys regulate diverse biological processes such as water, electrolyte, and acid-base homeostasis. Physiological functions of the kidney are executed by multiple cell types arranged in a complex architecture across the corticomedullary axis of the organ. Recent advances in single-cell transcriptomics have accelerated the understanding of cell type-specific gene expression in renal physiology and disease. However, enzyme-based tissue dissociation protocols, which are frequently utilized for single-cell RNA-sequencing (scRNA-seq), require mostly fresh (non-archived) tissue, introduce transcriptional stress responses, and favor the selection of abundant cell types of the kidney cortex resulting in an underrepresentation of cells of the medulla.
Here, we present a protocol that avoids these problems. The protocol is based on nuclei isolation at 4 &#176;C from frozen kidney tissue. Nuclei are isolated from a central piece of the mouse kidney comprised of the cortex, outer medulla, and inner medulla. This reduces the overrepresentation of cortical cells typical for whole-kidney samples for the benefit of medullary cells such that data will represent the entire corticomedullary axis at sufficient abundance. The protocol is simple, rapid, and adaptable and provides a step towards the standardization of single-nuclei transcriptomics in kidney research.

Here, we present a protocol to isolate high-quality nuclei from frozen mouse kidneys that improve the representation of medullary kidney cell types and avoids the gene expression artifacts from enzymatic tissue dissociation.

Tek Çekirdekli RNA Dizilimi için Yetişkin Fare Böbreğinden Çekirdek İzolasyonu

The kidneys regulate diverse biological processes such as water, electrolyte, and acid-base homeostasis. Physiological functions of the kidney are ...

Effective Oral RNA Interference (RNAi) Administration to Adult Anopheles gambiae Mosquitoes

RNA interference has been a heavily utilized tool for reverse genetic analysis for two decades. In adult mosquitoes, double-stranded RNA (dsRNA) administration has been accomplished primarily via injection, which requires significant time and is not suitable for field applications. To overcome these limitations, here we present a more efficient method for robust activation of RNAi by oral delivery of dsRNA to adult Anopheles gambiae. Long dsRNAs were produced in Escherichia coli strain HT115 (DE3), and a concentrated suspension of heat-killed dsRNA-containing bacteria in 10% sucrose was offered on cotton balls ad-libitum to adult mosquitoes. Cotton balls were replaced every 2 days for the duration of the treatment. Use of this method to target doublesex (a gene involved in sex differentiation) or fork head (which encodes a salivary gland transcription factor) resulted in reduced target gene expression and/or protein immunofluorescence signal, as measured by quantitative Real-Time PCR (qRT-PCR) or fluorescence confocal microscopy, respectively. Defects in salivary gland morphology were also observed. This highly flexible, user-friendly, low-cost, time-efficient method of dsRNA delivery could be broadly applicable to target genes important for insect vector physiology and beyond.

Effective Oral RNA Interference RNAi Administration to Adult Anopheles gambiae Mosquitoes

The oral administration of dsRNA produced by bacteria, a delivery method for RNA interference (RNAi) that is routinely used in Caenorhabditis elegans, was successfully applied here to adult mosquitoes. Our method allows for robust reverse genetics studies and transmission-blocking vector studies without the use of injection.

Yetişkin Anofeller gambiae Sivrisineklerine Etkili Oral RNA İnferferi (RNAi) Uygulaması

RNA interference has been a heavily utilized tool for reverse genetic analysis for two decades. In adult mosquitoes, double-stranded RNA (dsRNA) ...

Application of RNA Interference in the Pinewood Nematode, Bursaphelenchus xylophilus

The pinewood nematode, Bursaphelenchus xylophilus, is one of the most destructive invasive species worldwide, causing the wilting and eventual death of pine trees. Despite the recognition of their economic and environmental significance, it has thus far been impossible to study the detailed gene functions of plant-parasitic nematodes (PPNs) using conventional forward genetics and transgenic methods. However, as a reverse genetics technology, RNA interference (RNAi) facilitates the study of the functional genes of nematodes, including B. xylophilus. 
This paper outlines a new protocol for RNAi of the ppm-1 gene in B. xylophilus, which has been reported to play crucial roles in the development and reproduction of other pathogenic nematodes. For RNAi, the T7 promoter was linked to the 5&#8242;-terminal of the target fragment by polymerase chain reaction (PCR), and double-stranded RNA (dsRNA) was synthesized by in vitro transcription. Subsequently, dsRNA delivery was accomplished by soaking the nematodes in a dsRNA solution mixed with synthetic neurostimulants. Synchronized juveniles of B. xylophilus (approximately 20,000 individuals) were washed and soaked in dsRNA (0.8 &#181;g/mL) in the soaking buffer for 24 h in the dark at 25 &#176;C.
The same quantity of nematodes was placed in a soaking buffer without dsRNA as a control. Meanwhile, another identical quantity of nematodes was placed in a soaking buffer with green fluorescent protein (gfp) gene dsRNA as a control. After soaking, the expression level of the target transcripts was determined using real-time quantitative PCR. The effects of RNAi were then confirmed using microscopic observation of the phenotypes and a comparison of the body size of the adults among the groups. The current protocol can help advance research to better understand the functions of the genes of B. xylophilus and other parasitic nematodes toward developing control strategies through genetic engineering.

Application of RNA Interference in the Pinewood Nematode, Bursaphelenchus xylophilus

Here, we introduce a detailed soaking method of RNA interference in Bursaphelenchus xylophilus to facilitate the study of gene functions.

RNA Girişiminin Çam Ağacı Nematodunda Uygulanması, Bursaphelenchus xylophilus

The pinewood nematode, Bursaphelenchus xylophilus, is one of the most destructive invasive species worldwide, causing the wilting and eventual death of ...

<meta charset="utf8"></head><body>Orman Odun Delicilerinden Entomopatojenik Mantar Kaynaklarının Araştırılması

Isolation, Behavioral Identification, and Pathogenicity Assessment of Entomopathogenic Fungi from a Forest Wood Borer

Forest wood borers (FWB) cause severe tree damage and economic losses worldwide. The release of entomopathogenic fungi (EPF) during the FWB emergence period is considered an acceptable alternative to chemical control. However, EPF resources have been significantly less explored for FWBs, in contrast to agricultural insect pests. This paper presents a protocol for exploring EPF resources from FWBs using wild Monochamus alternatus populations as an example. In this protocol, the assignment of traps baited with M. alternatus attractants to different populations guaranteed the collection of adequate samples with natural infection symptoms, during the emergence periods of the beetle. Following finely dissecting integuments and placing them onto a selective medium, fungal species were isolated from each part of beetle bodies and identified based on both molecular and morphological traits.
Several fungal species were certified as parasitic EPFs via re-infection of healthy M. alternatus with spore suspensions. Their behavioral phenotypes on M. alternatus were observed using scanning electron microscopy and further compared with those on the Coleopteran model insect Tribolium castaneum. For EPFs that present consistent parasitism phenotypes on both beetle species, evaluation of their activities on T. castaneum provided valuable information on lethality for future study on M. alternatus. This protocol helped the discovery of EPF newly reported on M. alternatus populations in China, which could be applied as an efficient approach to explore more EPF resources from other FWBs.

<meta charset="utf8"></head><body>Yazar Gündemi: Yabani Monochamus alternatus Popülasyonlarında Entomopatojenik Mantarların Orman Odun Delicilerinde Biyokontrol Uygulamaları için Değerlend

Here we present a protocol for obtaining entomopathogenic fungi from a forest wood borer and a substitutive way to evaluate their entomopathogenic activities using a Coleopteran model insect. This method is efficient and convenient for exploring entomopathogenic fungal resources from wood-boring insect pests in natural forests.

Bir Orman Ağaç Kurdundan Entomopatojenik Mantarların İzolasyonu, Davranışsal Tanımlama ve Patojenite Değerlendirmesi

Forest wood borers (FWB) cause severe tree damage and economic losses worldwide. The release of entomopathogenic fungi (EPF) during the FWB emergence ...