Name: observing mitotic division and dynamics in a live zebrafish embryo
Uploaded: 2016-07-15T14:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Observing Mitotic Division and Dynamics in a Live Zebrafish Embryo at JoVE.com

We thank Kristen Kwan for the pCS2-H2A.F/Z-EGFP and pCS2-mCherry-CAAX vectors. We thank Chris Rodesch for tutoring us in live imaging in zebrafish. We thank Shawn Williams, Erik Malarkey and Brad Yoder for assistance in confocal imaging at UAB and the High Resolution Imaging Facility at UAB. The High Resolution Imaging Facility is supported by the UAB Comprehensive Cancer Center Support Grant (P30CA013148) and the Rheumatic Disease Core Center (P30 AR048311). J.M.P. is supported by the National Institute of Neurological Disease and Stroke (NIH R21 NS092105), and pilot grants from American Cancer Society (ACS IRG-60-001-53-IRG) and the UAB Comprehensive Cancer Center (P30CA013148). S.M.P. is supported by the Cell and Molecular Biology T32 Training Grant (5T32GM008111-28).

1. النسخ في المختبر <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خطي pCS2-H2A.F / Z-EGFP و / أو ناقلات pCS2-mCherry-CAAX من تقييد نوتي هضم انزيم 31. باستخدام الحمض النووي الريبي في عدة نسخ في المختبر، وتوليد 5 &quot;المنتجات مرنا توج من كل قالب، وفقا لبروتوكول الشر?...

استخدام هذا الأسلوب يسمح احد لاستنتاج انهيار النووي المغلف، وتشكيل لوحة الطورية بواسطة إرفاق ملفات-أنيبيب الحيز الحركي، والفصل بين الصبغي الشقيقة لتشكيل لجنتين خلايا جديدة في الجسم الحي وبطريقة تعتمد على الوقت. القدرة على مراقبة الانقسام في الزرد هو مفيد على ?...

الانقسام هو الحاسم الخلوي ضروري عملية النمو، والتمايز، وتجديد في الكائن الحي. على إعداد دقيق وتكرار الحمض النووي في الطور البيني، وكانت سببا في الخلية للقسمة. وبدأت المرحلة الأولى من الانقسام، الطور، من خلال تفعيل السيكلين B / Cdk1. يتميز الطور الأول من التكثيف من مادة الكروماتين في الكروموسومات. يحدث المغلف انهيار النووي في الانتقال بين الطور الأول وطليعة الطور التالي. في طليعة الطور التالي، جسيم مركزي، ومركز نواة للتشكيل المغزل، والبدء في الهجرة إلى أقطاب المعاكس في حين تمتد الأنابيب الدقيقة بحثا عن التعلق الحيز الحركي. عند الإلحاق، والتحويلات لوضع حد على التعلق أنيبيب وقوات التوتر توجيه الكروموسومات تشكيل لوحة الطورية 1. إذا تعلق جميع الكروموسومات بشكل صحيح، اقتنعت حاجز الجمعية المغزل، والمشقوق حلقات cohesin عقد الصبغي شقيقة معا، والأنابيب الدقيقة تقصير لسحب الشقيقةالصبغي إلى أقطاب المعاكس خلال طور الصعود 2،3. المرحلة النهائية، الطور النهائي، ينطوي على استطالة الخلية وإعادة تشكيل الغلاف النووي حول اثنين من نواة جديدة. السيتوبلازمي يكمل عملية الانقسام من خلال فصل السيتوبلازم اثنين من الخلايا الوليدة الجديدة 4-6. تغيير مسارات رئيسية الإنقسامية (أي حاجز الجمعية المغزل، ازدواجية الجسيم المركزي، chromatid الشقيقة التماسك، الخ.) يمكن أن يؤدي إلى اعتقال الطورية، missegregation من الكروموسومات، وعدم الاستقرار الجيني 7-10. في نهاية المطاف، ويمكن عيوب في مسارات السيطرة على الانقسام يسبب اضطرابات النمو والسرطان، مما استلزم تصور الانقسام وعيوبه في العيش، والفقاريات، كائن متعدد الخلايا 10-16. الأجنة الزرد بمثابة كائن نموذج رائع للتصوير الحية ويرجع ذلك إلى نسيج شفاف، وسهولة حقن مكروي، والتطور السريع. باستخدام الزرد، والهدف العام من هذا المخطوط هووصف وسيلة 5D الحية (أبعاد X، Y، Z، والوقت، والطول الموجي) التصوير من الانقسام 17 (الشكل 1C). استخدام الزرد متحولة خلل في مسارات مختلفة الإنقسامية تدليل على ذلك من مثل هذه العيوب. لهذا البروتوكول، وقد تم اختيار أورورا باء وEsco2 المسوخ لتوضيح هذه العيوب. أورورا B هو كيناز الذي هو جزء من مجمع كروموسوم الركاب (CPC) تشارك في تشكيل المغزل والتعلق أنيبيب. مطلوب أيضا لتشكيل انشقاق ثلم في السيتوبلازمي 18،19. في الزرد، ونقص أورورا B يؤدي إلى عيوب في الحث ثلم، السيتوبلازمي، وكروموسوم الفصل 20. Esco2، من ناحية أخرى، هو أسيتيل التي لا غنى عنها لchromatid الشقيقة التماسك 21،22. ومن acetylates cohesin على الجزء SMC3 من الحلبة وبالتالي استقرار cohesin لضمان الفصل كروموسوم السليم في المرحلة الانتقالية الطورية طور الصعود 23. فقدان Esco2 في الزرد يؤدي إلى التشابترmissegregation romosome، من السابق لأوانه الفصل الكروماتيدات الشقيقة، عدم الاستقرار الجيني، والتي تعتمد على البروتين p53 وموت الخلايا المبرمج مستقلة 24،25. ونظرا لتوفر، auroraB hi1045، وhi2865 esco2 الزرد متحولة (يشار إليها فيما aurB م / م وesco2 م / م، على التوالي) وسوف تستخدم لتوضيح هذه التقنية 25-27. وقد مكن اقتران متحد البؤر المجهري مع الآلات خلية فلوري الموسومة الباحثين إلى تصور لونين وغشاء الخلية ديناميات خلال الانقسام 25،28،29. تاريخيا استخدمت الهستونات الفلورسنت الموسومة إلى تصور لونين. الهستونات هي البروتينات النووية مكونة من أربعة أزواج مختلفة (H2A، H2B، H3، H4 و) التي هي المسؤولة عن هيكل جسيم نووي أن يؤلف الكروموسومات 30. في حين H2B يمكن القول إن هيستون الأكثر استخداما لالبروتينات الفلورية فيوقد ثبت الماوس وزراعة الخلايا، واستخدام هيستون 2A، Z الأسرة (H2A.F / Z) تماما للاستخدام في الزرد 31،32. كونكانافالين ألف والكازين كيناز 1-جاما على سبيل المثال، تعريب لغشاء الخلية، وقد أظهرت سابقا فعالا في تصور غشاء الخلية في قنافذ البحر وذبابة الفاكهة 33،34. وقد أظهرت دراسات أخرى أن CAAX بروتين فلوري الموسومة تسميات غشاء الخلية وكان ناجحا في الزرد 31. CAAX هو الحافز معترف بها من قبل الأنزيمات المعدلة بعد متعدية مثل farnesyltransferases وgeranylgeranyltransferases. تعديلات من قبل هذه الانزيمات تسبب البروتينات التي تساعدهن على غشاء المرتبطة بها، وبالتالي وصفها غشاء الخلية 35. بسبب الاستخدام السابق في الزرد، واختار هذا البروتوكول لاستخدام H2A.F / Z وCAAX لتسمية لونين وغشاء الخلية. وتطبيق هذه الطريقة تسمح للباحث لمراقبة الانقسام على مستوى الخلية الفردية لمراقبة كروموسوم فرديديناميكية، وكذلك في وقت واحد يراقب الانقسامات الخلوية المتعددة التي قد تؤثر على تمايز الأنسجة والتنمية. هذه المادة سوف تركز على تصوير ديناميات فصل الكروموسومات خلال الانقسام على مستوى الخلية الفردية. ضمن هذه المخطوطة، والقدرة على مراقبة عدة أقسام الإنقسامية، حساب الوقت الانقسام، وفك الظواهر الإنقسامية سيتم توضيح ومناقشتها. باستخدام هذه المعايير، من الناحية الفسيولوجية البيانات ذات الصلة يمكن جمعها وتطبيقها على عدة ولايات المرض تتأثر العيوب الإنقسامية.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1094">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:331px;">pCS2 vectors</td>
			<td style="width:175px;">Gift from K. Kwan</td>
			<td style="width:129px;"></td>
			<td style="width:460px;">For plasmid of interest</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:331px;">NotI-HF restriction enzyme</td>
			<td style="width:175px;">New England BioLabs</td>
			<td>R3189S</td>
			<td>For restriction digest of plasmid</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:331px;">mMessage SP6 kit</td>
			<td style="width:175px;">Life Technologies</td>
			<td>AM1340</td>
			<td>For in vitro transcription</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:331px;">RNeasy Mini kit</td>
			<td style="width:175px;">Qiagen</td>
			<td style="width:129px;">74104</td>
			<td style="width:460px;">For purifying mRNA</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:331px;">100 x 15 mm petri dishes</td>
			<td style="width:175px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">FB0875712</td>
			<td>For housing embryos</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:331px;">microinjection mold</td>
			<td style="width:175px;">homemade</td>
			<td style="width:129px;"></td>
			<td>For holding embryos during microinjection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:331px;">Agarose II</td>
			<td style="width:175px;">Amresco</td>
			<td style="width:129px;">0815-25G</td>
			<td>For embedding embryos</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:331px;">Tricaine</td>
			<td style="width:175px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td>E10521-10G</td>
			<td>For anesthetizing embryos</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:331px;">Sodium Chloride</td>
			<td style="width:175px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:129px;">S9888</td>
			<td>For embryo water (E3 Blue), dissolved in UltraPure H2O</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:331px;">Potassium Chloride</td>
			<td style="width:175px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:129px;">P3911</td>
			<td>For embryo water (E3 Blue), dissolved in UltraPure H2O</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:331px;">Calcium Chloride Dihydrate</td>
			<td style="width:175px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:129px;">C8106</td>
			<td>For embryo water (E3 Blue), dissolved in UltraPure H2O</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:331px;">Magnesium Sulfate</td>
			<td style="width:175px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">M7506</td>
			<td>For embryo water (E3 Blue), dissolved in UltraPure H2O</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:331px;">Methylene Blue Hydrate</td>
			<td style="width:175px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:129px;">MB1</td>
			<td>For embryo water (E3 Blue), dissolved in UltraPure H2O</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:331px;">100 mm culture tube</td>
			<td style="width:175px;">Fisher Scientific</td>
			<td>50-819-812</td>
			<td>For melted agar</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:331px;">35 mm glass coverslip bottom culture dish&#160;</td>
			<td style="width:175px;">MatTek Corp</td>
			<td>P35G-0-20-C&#160;</td>
			<td>No. 0, 20 mm glass, For embedding embryos</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:331px;">#5 tweezers</td>
			<td style="width:175px;">Dumont</td>
			<td style="width:129px;">72701-D</td>
			<td>For dechorionating embryos</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:331px;">21G 1 1/2 gauge needle&#160;</td>
			<td style="width:175px;">Becton Dickinson</td>
			<td style="width:129px;">305167</td>
			<td>For positioning embryos in agar</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:331px;">Dissecting microscope</td>
			<td style="width:175px;">Nikon AZ100</td>
			<td style="width:129px;"></td>
			<td>For screening and embedding embryos, any dissecting scope will do</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:331px;">Confocal microscope</td>
			<td style="width:175px;">Nikon A1+</td>
			<td style="width:129px;"></td>
			<td>For time-lapse imaging</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:331px;">Confocal software</td>
			<td style="width:175px;">NIS Elements AR 4.13.00</td>
			<td style="width:129px;"></td>
			<td>For image acquisition and processing</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

observing mitotic division and dynamics in a live zebrafish embryo

الانقسام أمر بالغ الأهمية للنمو العضوي والتمايز. عملية ديناميكية للغاية ويتطلب أمرت الأحداث لتحقيق التكثيف السليم لونين، التعلق أنيبيب الحيز الحركي، العزل الصبغي، والانقسام السيتوبلازمي في فترة زمنية صغيرة. أخطاء في عملية حساسة يمكن أن يؤدي إلى الأمراض التي تصيب البشر، بما في ذلك العيوب الخلقية والسرطان. الأساليب التقليدية التحقيق الحالات المرضية الإنقسامية الإنسان غالبا ما تعتمد على أنظمة زراعة الخلايا، التي تفتقر إلى علم وظائف الأعضاء الطبيعي والتنموي / السياق الأنسجة محددة المفيد عند دراسة الأمراض التي تصيب البشر. هذا البروتوكول يتغلب على العديد من العقبات من خلال توفير وسيلة لتصور، مع ارتفاع القرار، وديناميات كروموسوم في النظام الفقاريات، الزرد. هذا البروتوكول سوف بالتفصيل النهج التي يمكن استخدامها للحصول على صور ديناميكية تقسيم الخلايا، والتي تشمل: النسخ في المختبر، وتربية الزرد / جمع ودمج الجنين، والوقت الفاصل بين التصوير. تحسين وmodifيتم استكشاف أيضا ications من هذا البروتوكول. باستخدام H2A.F / Z-EGFP (تسميات لونين) وmCherry-CAAX (تسميات غشاء الخلية) الأجنة حقن الرنا المرسال، الانقسام في AB-النوع البري، auroraB hi1045، وhi2865 esco2 هو تصور الزرد متحولة. عالية الدقة التصوير الحي في الزرد يسمح احد لمراقبة mitoses متعددة لقياس إحصائيا العيوب الإنقسامية وتوقيت تطور الإنقسامية. وبالإضافة إلى ذلك، لوحظ مراقبة الجوانب النوعية التي تحدد العمليات غير لائقة الإنقسامية (أي عيوب congression، missegregation من الكروموسومات، الخ) ونتائج الكروموسومات غير لائق (أي عدم توازن الصبغيات، تعدد الصيغ الصبغية، النويات، وما إلى ذلك). هذا الاختبار يمكن تطبيقها على مراقبة الأنسجة التمايز / التنمية وغير قابلة للاستخدام الزرد متحولة وكلاء الدوائية. تصور كيف عيوب في الانقسام تؤدي إلى السرطان والتنموية اضطرابات سوف كثيراتعزيز التفاهم من التسبب في المرض.

<html> يوضح الشكل (2) القدرة على مراقبة العديد من الانقسامات الخلوية باستخدام طريقة عرض حقل واسع من AB البرية من نوع الذيل الزرد. يتم تصوير أكثر من سبع خلايا الإنقسامية في إطار زمني 14 دقيقة (فيلم 1). خلال العامين ساعة الوقت طبعا، تم القبض ?...

Watch this Scientific Journal Video about Observing Mitotic Division and Dynamics in a Live Zebrafish Embryo at JoVE.com

Observing Mitotic Division and Dynamics in a Live Zebrafish Embryo

Mitosis is critical to every living organism and defects often lead to cancer and developmental disorders. Using this imaging protocol and zebrafish as a model system, researchers can visualize mitosis in a live vertebrate organism and the multitude of defects that arise when mitotic processes are defective.

مراقبة قسم الميتوزى وديناميكية في الأجنة الزرد لايف

Mitosis is critical for organismal growth and differentiation. The process is highly dynamic and requires ordered events to accomplish proper chromatin ...

The overall goal of this procedure is to monitor the fidelity of chromosome segregation during mitosis in a live zebrafish embryo by using flourescently labeled chromatin and cell-membrane proteins that will be captured using high-resolution confocal microscopy. This method can help answer key questions in the mitosis field, such as how do mitotic defects result in a developmental defect, or tumor formation in a live vertebrate organism? The main advantage of this technique is that we are observing mitosis in a live vertebrate organism that allows phsyiologically relevant data to be collected.After breeding adult zebrafish and injecting eggs with H2A. F/Z-EGFP and/or pCS2 mCherry-CAAX RNA, approximately two hours before imaging, use a fluorescent dissecting microscope to identify GFP-positive embryos. Transfer bright green, GFP-expressing embryos into a new, 100 by 15 millimeter Petri dish with E3 blue medium.Boil a stock solution of 1%low-melt agarose in E3 blue. Aliquot three milliliters of the melted agarose into a 17 by 100 millimeter culture tube. Keep the agarose warm by placing the culture tube in a 42-degree Celsius water bath until ready for use.Gather 15-millimolar tricaine, screened embryos, low-melt agarose, E3 blue, and a 35-millimeter glass coverslip-bottom culture dish, and a dissecting light microscope. Next, with number five tweezers, carefully remove the chorions from three embryos, and place the embryos in a separate container to be anesthetized. Then, using a transfer pipette, add three drops of 15-millimolar tricaine into the dish containing the embryos and five milliliters of medium.Add three to four drops of 15-millimolar tricaine solution to the tube of 1%melted agarose. When the embryos are sufficiently anesthetized, using a P200 Pipetman, with one centimeter of the pipette tip cut off, transfer the anesthetized embryos to the coverslip-bottomed dish. Remove any excess E3 blue tricaine solution.Slowly add five to 10 microliters of low-melt-agarose-tricaine solution over the embryos, keeping each drop separate, to ensure that the embryos do not drift close to one another. Then, using a 21-gauge one-and-a-half needle, gently orient the embryos in the agarose to the desired position, orienting the region of interest as close to the coverslip as possible if using an inverted microscope. Due to the shifting that may occur, it may be necessary to return to each embryo to make sure they stay in the required position.This may have to be done multiple times, til the ideal position is achieved as the agar solidifies. After a few minutes, to test if it is set, use a needle to break apart a small piece of agarose. When it can be pulled away from the drop, use additional low-melt agarose to form a dome over the embedded embryos, covering the entire coverslip.While the agarose solidifies, prepare three milliliters of E3 blue medium with five drops of 15-millimolar tricaine, to be placed over the embedded embryos during imaging. To carry out 5D confocal imaging of live zebrafish embryos, open the imaging software, and set the microscope to a 60X numerical aperture 1.4 lens. Apply immersion oil to the lens, and place the culture dish in the slide holder on the microscope stage.Using the axis controller, center the embryo of interest above the objective lens, and raise the lens to meet the culture dish. Pour E3 blue and tricaine solution over the agar-embedded embryos. Next, click on the Eye Port icon to view embryos through the eyepiece.Disable the Eye Port selection, and choose View, Acquisition Controls, A1 Scan Area, to open the A1 Scan Area tool. Select the GFP channel, restart the scan, and focus on a region of interest close to the coverslip. Stop the scan, select the GFP and mCherry channels, and set the line-averaging option to normal.Now, choose View, Acquisition Controls, ND Acquisition, to open the A1 ND Acquisition tool. Begin scanning. Then, using the axis controller, position the embryos so that the scan area is filled with as much of the zebrafish as possible.Set the Z-stack upper limit to where the cells are out of focus, allowing for an extra three micrometers of space above the sample, for growth and cell movement. Then, set the lower limit to where the cells are no longer visible, and set the Z-interval step size to two micrometers. For the experiments demonstrated here, adjust the imaging laser power, HV or gain, and offset levels, respectively, as listed below.Once the parameters are set, shut off the scan to prevent unnecessary laser exposure that may cause phototoxicity and photobleaching of the sample. Now, select the 2X line averaging icon, which provides the best image quality and fastest scan time. Select the appropriate time interval and time duration necessary for the experiment.For wild-type cell divisions, two minute time intervals for a duration of two hours is adequate for determining mitotic duration. Divisions that activate the spindle assembly checkpoint for longer than thirty minutes are more suitable for four-to-five-minute intervals for four hours, in order to preserve flourescense, as demonstrated here. To automatically save the file as it is being acquired, check the Save to File box, and name the file.Finally, double-check that all parameters are set correctly, and hit Run Now. After acquisition is complete, to view the file in a three-dimensional format, click on the Volume Threshold icon. This figure demonstrates the ability to observe many cell divisions using a wide field of view of an AB wild-type zebrafish tail.The cell divisions are denoted by asterisks. The corresponding movie is shown here. On average, 50 dividing cells in AB, and 30 dividing cells in the aurora B mutant were observed.To account for the reduced number of mitotic cells imaged in the aurora B mutant embryo, the ratio of mitotic cells to the number of cells imaged was calculated, suggesting that there is not a lower number of cells going through mitosis in the aurora B mutant embryos, but, rather, a fewer number of total cells being imaged. To quantify mitotic duration, the number of time intervals that take up one cell division are multiplied by the interval of time between each Z-stack. As revealed in this graph, the average AB wild-type division time is 25 minutes, and 58 minutes for the aurora B mutant.As seen in wild-type embryos, each mitotic phase can be distinguished. However, mitotic defects are observed in the aurora B mutant embryo, which include mitotic arrest and filed cytokinesis, resulting in a binucleated cell, and subsequent formation of micronuclei, which support the increased division time measured in this mutant. Once mastered, this technique can be done in one hour, from screening embryos to setting up the confocal microscope parameters.While attempting this procedure, it's important to remember the context of the experiment at hand, as it pertains to the region of interest, time duration, time interval, and Z-depth. This will help maximize efficiency, as well as prevent photobleaching and phototoxicity. Following this procedure, other methods, like chromosome spreads, can be performed to answer additional questions about the cause of mitotic defects observed, or use of a drug treatment to determine the effects on mitotic progression, duration, or cell fate.After its development, this technique paved the way for researchers in the field of biology to explore mitosis in the context of developmental and cancer biology using zebrafish. After watching this video, you should have a good understanding of how to embed zebrafish embryos, capture live imaging of mitosis, and analyze mitotic frequency, duration, and cell fate. Don't forget that working with high-powered lasers and fluorescent light can be detrimental to the eyes, and precautions, such as avoiding direct eye contact with the lasers, should always be taken while performing this procedure.

Education

Research

JoVE Core

JoVE Journal

Cell Biology

Developmental Biology

Molecular Biology

Anatomy and Physiology

Unit 1

Unit 2

Cell Division

Essential Cellular Processes

SCIENTISTS IN ACTION

Kidney Regeneration in Adult Zebrafish by Gentamicin Induced Injury

التجديد الكلى في اسماك الزرد الكبار قبل جنتاميسين المستحثة الإصابات

The kidney is essential for fluid homeostasis, blood pressure regulation and filtration of waste from the body. The fundamental unit of kidney function is ...

Microbead Implantation in the Zebrafish Embryo

Microbead زرع الأجنة الزرد

The zebrafish has emerged as a valuable genetic model system for the study of developmental biology and disease. Zebrafish share a high degree of genomic ...

Imaging Subcellular Structures in the Living Zebrafish Embryo

التصوير الهياكل التحت خلوية في الأجنة الحية اسماك الزرد

In vivo imaging provides unprecedented access to the dynamic behavior of cellular and subcellular structures in their natural context. Performing such ...

Biosensing Motor Neuron Membrane Potential in Live Zebrafish Embryos

بيوسنسينغ موتور الخلايا العصبية الغشاء المحتملة في الأجنة الزرد الحية

The protocols described here are designed to allow researchers to study cell communication without altering the integrity of the environment in which the ...

Use of Immunolabeling to Analyze Stable, Dynamic, and Nascent Microtubules in the Zebrafish Embryo

استخدام إيمونولابيلينج لتحليل Microtubules مستقرة ودينامية، والوليدة في الجنين الزرد

Microtubules (MTs) are dynamic and fragile structures that are challenging to image in vivo, particularly in vertebrate embryos. Immunolabeling methods ...

In Vitro Ovule Cultivation for Live-cell Imaging of Zygote Polarization and Embryo Patterning in Arabidopsis thaliana

In Vitro Ovule Cultivation for Live-cell Imaging of Zygote Polarization and Embryo Patterning in Arabidopsis thaliana

في المختبر زراعة ovule للتصوير خلايا حية من الاستقطاب الزيجوت والزخرفة الجنين في التمويل نبات

In most flowering plants, the zygote and embryo are hidden deep in the mother tissue, and thus it has long been a mystery of how they develop dynamically; ...

AFM and Microrheology in the Zebrafish Embryo Yolk Cell

فؤاد وميكرورهيولوجي في الخلية صفار الجنين الزرد

Elucidating the factors that direct the spatio-temporal organization of evolving tissues is one of the primary purposes in the study of development. ...

Following Endocardial Tissue Movements via Cell Photoconversion in the Zebrafish Embryo

حركات للوفلر الأنسجة التالية عن طريق فوتوكونفيرسيون خلية في الجنين الزرد

During embryogenesis, cells undergo dynamic changes in cell behavior, and deciphering the cellular logic behind these changes is a fundamental goal in the ...

Live Imaging and Analysis of Muscle Contractions in Drosophila Embryo

Live Imaging and Analysis of Muscle Contractions in Drosophila Embryo

التصوير الحي وتحليل تقلصات العضلات في جنين دروسوفيلا

Coordinated muscle contractions are a form of rhythmic behavior seen early during development in Drosophila embryos. Neuronal sensory feedback circuits ...

Preparation of Drosophila Larval and Pupal Testes for Analysis of Cell Division in Live, Intact Tissue

Preparation of Drosophila Larval and Pupal Testes for Analysis of Cell Division in Live, Intact Tissue

إعداد دروسوفيلا رفال واختبارات Pupal لتحليل انقسام الخلايا في الأنسجة الحية والسليمة

Experimental analysis of cells dividing in living, intact tissues and organs is essential to our understanding of how cell division integrates with ...