Name: rearing and double-stranded rna-mediated gene knockdown in the hide beetle, dermestes maculatus
Uploaded: 2016-12-28T13:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Rearing and Double-stranded RNA-mediated Gene Knockdown in the Hide Beetle, Dermestes maculatus at JoVE.com

We thank Drs. Alison Heffer and Yong Lu for setting up the microinjection apparatus and sharing their invaluable knowledge and experience with insect RNAi. This work was supported by the National Institutes of Health (R01GM113230 to L.P.).

1. Rearing of D. maculatus
NOTE: A breeding colony of D. maculatus was set up in the authors&#39; lab using adults and larvae purchased commercially. The species identity was verified using DNA barcoding53.
<ol>
	<li>To set up a new cage in the lab, spread a thin layer of wood shavings into a medium-size insect cage (30.5 x 19 x 20.3 cm3). Place a ~ 10 x 6 x 3 cm3 chunk of Styrofoam in the cage to let larvae hide for pupation. Add 20 - 50 be...

While a small number of sophisticated model systems (mice, flies, worms) were developed during the 20th century, the 21st century has seen a wave of new animal systems being developed in labs throughout the world. These new systems allow scientists to address comparative, evolutionary questions that cannot be probed using only the &#39;standard&#39; model systems. This deployment of new models requires the rapid development of methods for lab culturing, gene identification, and functional approaches...

1998 berichtete Fire and Mello , daß doppelsträngige RNA (dsRNA) Hemmung der Genfunktion in Caenorhabditis elegans 1 induzieren kann. Diese Antwort , ausgelöst durch dsRNA wurde RNA - Interferenz (RNAi) genannt, und solche RNAi-vermittelte Gen - Silencing wurde berichtet , in Tieren, Pflanzen konserviert zu sein, und Pilze 2-7. In Pflanzen und einige Tiere, systemisch RNAi - Funktionen, was bedeutet , dass der Effekt auf andere Zellen / Gewebe ausbreiten , wo wird dsRNA nicht direkt eingeführt ( zusammengefasst in 8-10). Wissenschaftler haben von dieser endogenen zellulären RNAi - Antwort von dsRNAs Gestaltung Gene von Interesse zu zielen, wodurch Klopfen nach unten Genfunktion , ohne direkt die Manipulation des Genoms ( zusammengefasst in 11-14) gemacht. RNAi ist ein leistungsfähiges Werkzeug für funktionelle Studien aufgrund der folgenden Vorteile. Erstens, selbst bei minimaler Gensequenz Informationen kann ein Gen gezielt RNAi verwendet. Dies ist besonders wichtig für studies von Nicht-Modellorganismen genomischen oder Transkriptom-Daten fehlen. Zweitens in Organismen, die RNAi-Antwort robust systemisch ist, kann RNAi-vermittelte Knock-Down bei fast jedem beliebigen Entwicklungsstadium durchgeführt werden. Diese Funktion ist sehr nützlich, um die Funktion von pleiotropen Gene zu studieren. Drittens, in einigen Fällen spreizen RNAi - Effekte auf die Gonaden und Nachkommen, so dass Phänotypen in Nachkommen 15,16 beobachtet werden. Dieses Phänomen, bekannt als elterliche RNAi (pRNAi), ist besonders vorteilhaft für Gene Embryonalentwicklung beeinflussen, zahlreiche Nachkommen von einem einzigen injiziert Mutter hergestellt ohne direkte Manipulation von Eiern untersucht werden. Aus diesen Gründen ist pRNAi die Methode der Wahl. Wenn jedoch pRNAi unwirksam ist, beispielsweise für die Gene für Oogenese erforderlich, dann embryonale RNAi (eRNAi) verwendet werden. Viertens kann RNAi verwendet werden, um das Äquivalent einer allelischen Serie, dass zur Erzeugung der Menge an dsRNA geliefert über einen Bereich variiert werden kann schwach bis stark Defekte zu produzieren. Eine solche Abstufung von Phänotypen können für das Verständnis der Genfunktion hilfreich sein, wenn das Gen in einem komplexen Prozess und / oder vollständigen Verlust der Funktion beteiligt ist, ist letal. Fünftens Lieferung von dsRNA ist in der Regel einfach und machbar, vor allem bei Tieren robusten Reaktionen systemischen RNAi zeigt. dsRNA kann durch Mikroinjektion 1,5, Fütterung / Aufnahme 17,18, Einweichen, 19,20 und Viren / Bakterien-vermittelte Abgabe 21,22 eingeführt werden. Sechstens, im Gegensatz zu einigen Gen-Targeting / Bearbeitungsmethoden, gibt es keine Notwendigkeit für Organismen tragen die Mutation zu screenen oder genetische Kreuzungen durchzuführen Homozygoten zu erzeugen, wenn RNAi verwendet wird. Daher kann im Vergleich zu vielen anderen Techniken zur Untersuchung der Genfunktion ist RNAi schnell, kostengünstig und kann für großflächige Bildschirme 23-25 aufgebracht werden. Die breite Anwendung von RNAi stellt Mittel bereit, funktionelle Studien in einem breiten Spektrum von Organismen durchzuführen, um den Bereich der Arten für das Studium zur Verfügung expandierenden beyond die traditionellen Modellsysteme für die genetische Werkzeuge entwickelt worden. Zum Beispiel können nicht-Modellsysteme Studien mit benötigt Einblicke in die Evolution von Genen und Gen - Netzwerken zu geben , indem die Funktionen von Orthologen von Spezies zu vergleichen , die unterschiedliche Entwicklung Modi oder ausstellenden verschiedene morphologische Merkmale 26-29. Diese Art von Studien wird ein besseres Verständnis der biologischen Vielfalt zur Verfügung stellen, mit Auswirkungen sowohl für angewandte und Grundlagenforschung. Als die größte Tiergruppe auf dem Planeten, Insekten bieten eine große Chance, die zugrunde liegenden Mechanismen Vielfalt zu erkunden. Darüber hinaus sind Insekten im Allgemeinen klein, haben kurze Lebenszyklen, hohe Fruchtbarkeit und sind leicht nach hinten im Labor. In den vergangenen zwei Jahrzehnten hat sich RNAi erfolgreich bei Insekten Spanning Aufträge angewendet worden, einschließlich Diptera (Zweiflügler) 5, Lepidoptera (Schmetterlinge und Motten) 30, Coleoptera (Käfer) 16,31, Hautflügler (SAWFLügen, Wespen, Ameisen und Bienen) 32, Hemiptera (true Bugs), Isoptera (Termiten) 34, Blattodea (Schaben) 35, Orthoptera (Grillen, Heuschrecken, Heuschrecken und katydids) 36 und Phthiraptera (Läuse) 37. Die erfolgreiche Anwendung von RNAi hat sich für die Untersuchung der Musterung in der frühen Embryonalentwicklung (anterior-posteriore Achse 32, dorsalen-ventralen Achse 28, Segmentierung 26,38) funktionelle Daten zur Verfügung gestellt, die Geschlechtsbestimmung 39,40, Chitin / Kutikula Biosynthese 41, Ecdyson 42 signalisiert, Sozialverhalten 43 und mehr. RNAi Methoden für verschiedene Insektenarten entwickelt werden , können von zusätzlichen Vorteil sein, dass sie geeignet sind , für die Schädlingsbekämpfung , nützlich zu sein ( zusammengefasst in 44-46). RNAi-Effekte werden genspezifische sowie artspezifischen, solange nicht konservierten Regionen für die Ausrichtung gewählt. Für nützlichen Insektenarten wie Honigbienen und Seidenwürmer, Gene von entscheidender Bedeutung für das Überleben der TargetingViren oder Parasiten - Infektion zu kontrollieren kann eine neue Strategie bieten diese Spezies 47,48 zu schützen. Dermestes maculatus (D. maculatus), gebräuchliche Bezeichnung verbergen Käfer, ist weltweit mit Ausnahme der Antarktis verteilt. Als holometabolous Insekt umfasst das D. maculatus Lebenszyklus embryonale, Larven, Puppen und adulten Stadien (Abbildung 1). Weil es auf Fleisch ernährt, ist D. maculatus in Museen verwendet tote Tiere zu skeletonize und forensische Entomologen können es verwenden Zeitpunkt des Todes 49,50 abzuschätzen. D. maculatus ernährt sich von tierischen Erzeugnissen einschließlich Kadaver, getrocknetes Fleisch, Käse, und die Puppen / Kokons von anderen Insekten und somit verursacht Schäden an Haushalte, Vorrats und die Seide, Käse und Fleischindustrie 51,52. RNAi in diesem Käfer Anwendung könnte eine effiziente und umweltfreundliche Art und Weise zur Verfügung stellen ihre wirtschaftlichen Auswirkungen zu minimieren. Unser Labor hat D. maculatus als neues m verwendetodel Insekt zu studieren Segmentierung 53. Neben den Lab - Aufzucht zugänglich ist, ist D. maculatus von Interesse für die Grundlagenforschung , wie es ein Zwischenkeim - Entwickler ist es eine nützliche Art den Übergang zwischen kurz- und langfrisKeim Entwicklung zu studieren. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/54976/54976fig1.jpg" /> Abbildung 1: Lebenszyklus von D. maculatus. Fotografien von D. maculatus in verschiedenen Lebensphasen, wie angegeben. Der Lebenszyklus vom Ei bis zum erwachsenen dauert drei Wochen bei 30 ° C, jedoch bei niedrigeren Temperaturen länger. (A, F) frisch gelegten Embryonen sind weiß bis hellgelb und oval, etwa 1,5 mm in der Länge. Embryonalentwicklung dauert ca. 55 Stunden bei 30 ° C. (B, C und G) Larven haben dunkle pigmentierte Streifen und sind mit Setae bedeckt. gehen Larvae durch mehrere instars abhängig von der Umgebung und deren Länge bis über 1 cm verlängern kann. (D, H) </strOng&gt; Junge Puppen sind hellgelb. Verpuppung erfolgt ~ 5 bis 7 Tage bei 30 ° C. (E, I) Kurz nach dem Schlüpfen, erscheint dunkle Pigmentierung über die erwachsenen Käfer Körper. Erwachsene können bis zu mehrere Monate leben und eine Frau Hunderte von Embryonen über ihr Leben legen. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54976/54976fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54976/54976fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> Bisher haben wir gezeigt , dass RNAi in Klopfen nach unten Genfunktion in D. wirksam ist maculatus 53. Hier unsere Erfahrung Aufzucht D. maculatus Kolonien im Labor wird zusammen mit Schritt- für -Schritt - Protokolle geteilt sowohl für die embryonale und die elterliche RNAi Set-up, Injektion, Nacheinspritzung Pflege und phänotypische Analyse. Die dsRNA-vermittelte Knock-Down und Analyseverfahren hier eingeführt nicht nur detaillierte Informationen zu Fragen in D. maculatus Adressierung, sondern auch potenzielle Bedeutung haben for RNAi in anderen nicht-Modell Käfer / Insektenarten anwenden.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="642">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Dermestes maculatus live beetles</td>
			<td style="width:140px;">Our lab or Carolina Biological Supply</td>
			<td style="width:119px;">#144168</td>
			<td style="width:167px;">Our lab strain was verified by COI barcoding; strain variation from Carolina cannot be ruled out</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Wet cat food</td>
			<td style="width:140px;">Fancy Feast</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Chunks of meat with gravy. Can buy at most pet food and grocery stores</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Dry dog food</td>
			<td style="width:140px;">Purina Puppy Chow</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Can buy at most pet food and grocery stores</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Insect cage (size medium, 30.5x19x20.3 cm)</td>
			<td style="width:140px;">Exo Terra</td>
			<td>PT2260</td>
			<td>For colony maintenance. Can use larger cage if needed</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Insect cage (size mini, 17.8x10.2x12.7 cm)</td>
			<td style="width:140px;">Exo Terra</td>
			<td>PT2250</td>
			<td>For embryo collection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Petri dish</td>
			<td style="width:140px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">89038-968</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Cotton ball</td>
			<td style="width:140px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">22-456-883</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Megascript T7 transcription kit</td>
			<td style="width:140px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">AM1334</td>
			<td>For 40 reactions</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Pneumatic pump</td>
			<td style="width:140px;">WPI</td>
			<td style="width:119px;">PV830</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Capillary holder</td>
			<td style="width:140px;">WPI</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Micromanipulator</td>
			<td style="width:140px;">NARISHIGE</td>
			<td style="width:119px;">MN-151</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Black filter paper (90 mm)</td>
			<td style="width:140px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">28342-010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Food coloring (green)</td>
			<td>McCormick</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Borosilicate glass capillary</td>
			<td style="width:140px;">Hilgenberg</td>
			<td style="width:119px;">1406119</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Needle puller (micropipette puller)</td>
			<td style="width:140px;">Sutter Instrument Co.</td>
			<td style="width:119px;">P-97</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Microscope glass slide</td>
			<td>WorldWide Life Sciences Division</td>
			<td style="width:119px;">41351157</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Sealing film (Parafilm M)</td>
			<td style="width:140px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">13-374-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Model 801 Syringe (10 &#181;l )</td>
			<td style="width:140px;">Hamilton</td>
			<td style="width:119px;">7642-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Needle (32-gauge)&#160;</td>
			<td style="width:140px;">Hamilton</td>
			<td style="width:119px;">7762-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Fixation Solution (Pampel&#39;s)</td>
			<td>BioQuip Products, Inc.</td>
			<td style="width:119px;">1184C</td>
			<td>Toxic, needs to be handled in fume hood</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Forcep (DUMONT #5)</td>
			<td style="width:140px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:119px;">11252-30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Cover slip (24X50 mm, No. 1.5)</td>
			<td style="width:140px;">Globe Scientific</td>
			<td style="width:119px;">1415-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Eppendorf Femtotips Microloader pipette tip</td>
			<td style="width:140px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">E5242956003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Dissecting microscopy for embryo injection</td>
			<td style="width:140px;">Leica</td>
			<td style="width:119px;">M420</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Dissecting microscopy for larval phenotypic visualization</td>
			<td style="width:140px;">Zeiss</td>
			<td colspan="2">SteREO Discover. V12</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">DIC microscopy</td>
			<td style="width:140px;">Zeiss</td>
			<td style="width:119px;">AXIO Imager. M1</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

rearing and double-stranded rna-mediated gene knockdown in the hide beetle, dermestes maculatus

Advances in genomics have raised the possibility of probing biodiversity at an unprecedented scale. However, sequence alone will not be informative without tools to study gene function. The development and sharing of detailed protocols for the establishment of new model systems in laboratories, and for tools to carry out functional studies, is thus crucial for leveraging the power of genomics. Coleoptera (beetles) are the largest clade of insects and occupy virtually all types of habitats on the planet. In addition to providing ideal models for fundamental research, studies of beetles can have impacts on pest control as they are often pests of households, agriculture, and food industries. Detailed protocols for rearing and maintenance of D. maculatus laboratory colonies and for carrying out dsRNA-mediated interference in D. maculatus are presented. Both embryonic and parental RNAi procedures-including apparatus set up, preparation, injection, and post-injection recovery-are described. Methods are also presented for analyzing embryonic phenotypes, including viability, patterning defects in hatched larvae, and cuticle preparations for unhatched larvae. These assays, together with in situ hybridization and immunostaining for molecular markers, make D. maculatus an accessible model system for basic and applied research. They further provide useful information for establishing procedures in other emerging insect model systems.

The authors&#39; lab has used RNAi technology to study the functional evolution of genes regulating segmentation in insects53,55. While all insects are segmented, the genes regulating this process appear to have diverged during insect radiations26,38,56-63. Genetic screens in Drosophila identified a set of nine pair-rule segmentation genes that are responsible for promoting the formation of body segments64-70. Here, the ortholog of one of these ge...

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Rearing and Double-stranded RNA-mediated Gene Knockdown in the Hide Beetle, Dermestes maculatus

Here, we present protocols for rearing an intermediate-germ beetle, Dermestes maculatus (D. maculatus) in the lab. We also share protocols for embryonic and parental RNAi and methods for analyzing embryonic phenotypes to study gene function in this species.

Zucht- und RNA-vermittelte Gene Knockdown in der ausblenden Doppelstrang-Käfer,<em&gt; Dermestes maculatus</em

Advances in genomics have raised the possibility of probing biodiversity at an unprecedented scale. However, sequence alone will not be informative ...

The overall goal of this procedure is to explore gene function in Dermestes maculatus, a new insect model system, which represents the diverse clade of beetles, and facilitates the study of basic and applied research questions. This method can help answer key questions in the fields of developmental biology, evolutionary biology and beyond, by making it possible to test gene function in Dermestes embryos and adults. The main advantage of this technique is that RNA interference can be used to target any gene, based only on sequence information, even in the absence of a full genome sequence.Methods introduced here not only provide an approach to study gene function in Dermestes. They can also be applied to develop new insect model systems, and potentially to control insect pests. To prepare a rearing cage for a D.maculatus, first spread a thin layer of wood shavings into a medium sized insect cage.Place a section of styrofoam into the cage to allow larvae an environment, in which to pupate. Add twenty to fifty adult beetles or late instar larvae to the cage. Place wet cat food into a Petri dish or weigh boat, as a food source.Cover the cage with a mesh cloth and place it into an incubator. Before starting embryo collection, first check the cage carefully for any embryos present and remove them. Once the cage is clear, place a stretched cotton ball into the cage and incubate the colony at 30 degrees Celsius.After the appropriate time window, collect the cotton ball, and remove any adults present, and place them back into the cage. Over a piece of black construction paper, pinch the cotton ball gently, and tear it slowly into thin filament, so that any eggs present fall onto the black paper. Take a standard Petri dish lid, and use a piece of black filter paper to cover the inside.Stick a piece of double-sided tape along the edge of a standard microscope slide. Place the microscope slide onto the black filter paper in the Petri dish lid. Taking the paper containing the collected embryos, gently tap to transfer the embryos to the Petri dish lid.Using a paintbrush, align the embryos on the tape perpendicular to the slide, with the anterior or posterior end towards the edge. To begin RNAi, first take up 2-4 microliters of dsRNA into a 20 microliter micro loader pipette tip. Insert the tip into a pre-pulled glass capillary, referred to as the needle, and gently pipette the solution into the needle.Fix the needle into a glass capillary holder and then assemble the capillary holder into the micromanipulator. Next, carefully transfer the slide with embryos attached onto the stage of the dissecting microscope. Move the slide to bring one embryo into the center of the field and focus the microscope.Whilst looking into the dissecting scope, position the tip of the capillary with the micromanipulator. Bring the tip close to the end of the first embryo in the row. Switch on the nitrogen or air supply, and then set the solenoid input selector switch to vacuum.Adjust the eject pressure regulator to 10-15 psi, depending on the apparatus. Open the capillary, and the colored dsRNA solution will fill the tip, ready for injection. Move the capillary tip forward, and gently puncture the embryo.Under ideal pressure settings, no embryonic fluid will flow into the capillary. Step on the foot switch to eject dsRNA into the embryo, until the appropriate amount is dispensed. Leave the tip inside the embryo for around two seconds, and then carefully remove it.Once all of the embryos have been injected, place the slide into a Petri dish. Add a wet cotton ball to the dish, taking care not to let it come into contact with the slide. Cover the Petri dish and wrap it with sealing film.Label it with the dsRNA type, concentration, date, time and number of injected embryos. Finally, place the dish into an incubator at 30 degrees Celsius until the embryos hatch. To perform pRNAi, first collect pupae from the colony.Sort male and female pupae into two separate dishes, and place these into a 30 degree Celcius incubator. Check the plates daily for eclosed beetles, and transfer these individuals to two separate Petri dishes for male and female adults. Feed these adults and maintain the plates every other day, until enough adults have eclosed to begin injection.Once the adult pool is complete, anesthetize a female beetle, and hold the individual ventral side up with one hand, holding the syringe in the other. Gently penetrate the segmacoria membrane between sternites 2 and 3. Check the syringe scale and slowly dispense around two microliters per female.After injection, hold the needle steady for at least 5 seconds and then carefully withdraw it. Transfer injected females to a Petri dish with cat food. Label the dish appropriately.Place the dish into a 30 degrees Celcius incubator. After 24 hours, transfer the injected females to a mini cage, and add an equal number of the uninjected young males. Label the cage, and add cat food.Place the cage into a 30 degree Celsius incubator, to allow mating. The resultant offspring can then be examined to determine the effects of the pRNAi. This image shows an offspring of a pRNAi individual injected with DS GFP, green fluorescent protein as a control.Here, as with wild-type individuals, the offspring hatched with one pigmented stripe per segment. Neighboring pigmented stripes were separated by a non-pigmented gap. Following paired pRNAi, affected offspring hatched with fused neighboring pigmented stripes, indicating defective segmental boundaries.Phenotypic severity was variable, but fusions consistently appeared at certain boundary regions, indicating pair rule like defects. Similarly, cuticle phenotypes of unhatched embryos after paired knockdown showed loss of abdominal segments, as well as shortened body length. Staining of early embryos with engrailed antibody to examine molecular defects showed stripes of expression of equal intensity in each segment in control individuals.In contrast, reduced expression was detected in alternate stripes in offspring of Dmac paired dsRNA injected females. This pattern of reduced expression is consistent with the defective cuticle pattern observed in the affected hatched larvae. Here, for the first time, we present our protocol for knocking down a gene of interest, during the early embryonic development in Dermestes maculatus, using RNA interference.While attempting these procedures, it is important to remember to use embryos or female adults at the appropriate stage. Once mastered, injecting about 100 embryos or 10 female adults can be done within half an hour. Following this procedure, other methods, like embryo staining or quantitative PCR can be performed in order to answer additional questions about gene regulatory mechanisms.After watching this video, you should have a good understanding of how to set up a Dermestes lab colony, and perform both embryonic and parental RNA interference in this beetle. Currently, only a small number of insect models are available for functional studies. The techniques presented here pave the way for researchers to use Dermestes as a model system, expanding the scope of insects amenable to molecular genetic analysis.

Research

JoVE Journal

Genetics

Rearing and Double-stranded RNA-mediated Gene Knockdown in the Hide Beetle, Dermestes maculatus

Parallel Measurement of Circadian Clock Gene Expression and Hormone Secretion in Human Primary Cell Cultures

Parallel Messung von Circadian Clock Genexpression und Hormon-Sekretion in primären humanen Zellkulturen

Circadian clocks are functional in all light-sensitive organisms, allowing for an adaptation to the external world by anticipating daily environmental ...

Forschung

Genetik

Preparation of rAAV9 to Overexpress or Knockdown Genes in Mouse Hearts

Herstellung von rAAV9 überexprimiert oder Sturz Gene in Mäuseherzen

Controlling the expression or activity of specific genes through the myocardial delivery of genetic materials in murine models permits the investigation ...

Studying Cell Cycle-regulated Gene Expression by Two Complementary Cell Synchronization Protocols

Das Studium der Zellzyklus-regulierten Genexpression durch zwei komplementäre Zellsynchronisationsprotokolle

The gene expression program of the cell cycle represents a critical step for understanding cell cycle-dependent processes and their role in diseases such ...

A Standard Methodology to Examine On-site Mutagenicity As a Function of Point Mutation Repair Catalyzed by CRISPR/Cas9 and SsODN in Human Cells

Eine Standardmethodik, vor-Ort-Mutagenität als Funktion der Punktmutation Reparatur katalysiert durch CRISPR/Cas9 und SsODN in den menschlichen Zellen zu untersuchen

Combinatorial gene editing using CRISPR/Cas9 and single-stranded oligonucleotides is an effective strategy for the correction of single-base point ...

Sequence-specific and Selective Recognition of Double-stranded RNAs over Single-stranded RNAs by Chemically Modified Peptide Nucleic Acids

Sequenz-spezifische und gezielte Anerkennung der Doppelstrang-RNA über Single-Stranded RNA durch chemisch modifiziert Peptid-Nukleinsäuren

RNAs are emerging as important biomarkers and therapeutic targets. Thus, there is great potential in developing chemical probes and therapeutic ligands ...

Efficient Production and Identification of CRISPR/Cas9-generated Gene Knockouts in the Model System Danio rerio

Efficient Production and Identification of CRISPR/Cas9-generated Gene Knockouts in the Model System Danio rerio

Effiziente Produktion und Kennzeichnung der CRISPR/Cas9 generiert gen Knockouts im Modellsystem Danio rerio

Characterization of the clustered, regularly interspaced, short, palindromic repeat (CRISPR) system of Streptococcus pyogenes has enabled the development ...

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