Name: rearing and double-stranded rna-mediated gene knockdown in the hide beetle, dermestes maculatus
Uploaded: 2016-12-28T13:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Rearing and Double-stranded RNA-mediated Gene Knockdown in the Hide Beetle, Dermestes maculatus at JoVE.com

We thank Drs. Alison Heffer and Yong Lu for setting up the microinjection apparatus and sharing their invaluable knowledge and experience with insect RNAi. This work was supported by the National Institutes of Health (R01GM113230 to L.P.).

1. stell av D. maculatus MERK: En kolonien av D. maculatus ble satt opp i forfatternes lab ved hjelp av voksne og larver kjøpt kommersielt. Arten identitet ble bekreftet ved hjelp av DNA-strekkoding 53. <ol><li> Å sette opp et nytt bur i laboratoriet, spre et tynt lag med sagflis i et mellomstort insekt bur (30,5 x 19 x 20,3 cm 3). Plasser en ~ 10 x 6 x 3 cm 3 del av isopor i buret å la larvene skjul for pupation. Tilsett 20 - 50 biller...

Mens et fåtall avanserte modellsystemer (mus, fluer, ormer) ble utviklet i løpet av det 20. århundre, har det 21. århundre sett en bølge av nye dyre systemer blir utviklet i laboratorier over hele verden. Disse nye systemene tillate forskere å løse komparative, evolusjonære spørsmål som ikke kan probet med kun de &#39;standard&#39; modellsystemer. Dette utplassering av nye modeller krever den raske utviklingen av metoder for lab dyrking, genet identifikasjon og funksjonelle tilnærminger ...

I 1998, Brann og Mello rapportert at dobbel-strandet RNA (dsRNA) kan indusere hemming av gen-funksjon i Caenorhabditis elegans 1. Dette svaret utløst av dsRNA ble kalt RNA interferens (RNAi), og slik RNAi-mediert genet Slå ble rapportert å være konservert i dyr, planter og sopp 2-7. I planter og noen dyr, RNAi funksjoner systemisk, noe som betyr at effekten kan spre seg til andre celler / vev hvor dsRNA ikke er direkte innført (oversikt i 8-10). Forskere har gjort bruk av denne endogen cellulær RNAi respons ved å designe dsRNAs å målrette gener av interesse, og dermed slå ned gen-funksjon uten direkte å manipulere genomet (anmeldt i 11-14). RNAi er et kraftig verktøy for funksjonelle studier på grunn av følgende fordeler. Første, selv med minimal gensekvens informasjon, et gen som kan målrettes ved å bruke RNAi. Dette er spesielt viktig for studies av ikke-modellorganismer som mangler genomisk eller transcriptomic data. For det andre, i organismer der RNAi svaret er robust systemisk, RNAi-mediert genet knockdown kan utføres på nesten alle utviklingsstadiet. Denne funksjonen er svært nyttig for å studere funksjonen av pleiotrope gener. For det tredje, i noen tilfeller, RNAi effekter spre seg til gonadene og avkom, slik at fenotyper er observert i avkom 15,16. Dette fenomenet, kjent som foreldre RNAi (pRNAi), er spesielt fordelaktig for gener påvirker embryoutvikling, som mange avkom som produseres av en enkelt injisert forelder kan undersøkes uten direkte manipulasjon av egg. Av disse grunner, er pRNAi metoden for valg. Men hvis pRNAi er ineffektiv, for eksempel for gener som kreves for oogenesen, deretter embryo RNAi (eRNAi) må benyttes. For det fjerde kan RNAi brukes til å generere tilsvarende en allelisk serie ved at mengden av dsRNA levert kan varieres over et område for å frembringe svake til sterke defekter. En slik gradering av fenotypene kan være nyttig for forståelsen av genfunksjon når genet er involvert i en kompleks prosess og / eller fullstendig tap av funksjon er dødelig. Femte, er levering av dsRNA generelt enkelt og gjennomførbart, spesielt i dyr som viser robuste systemiske RNAi svar. dsRNA kan innføres ved mikroinjeksjon 1,5, fôring / inntak 17,18, soaking, 19,20 og virus / bakterier-mediert levering 21,22. Sjette, i motsetning til enkelte gene targeting / redigering metoder, er det ikke nødvendig å screene for organismer som bærer mutasjonen eller til å utføre genetiske kors å generere homozygote når du bruker RNAi. Derfor, sammenlignet med mange andre teknikker for å studere gen-funksjon, er RNAi rask, billig, og kan brukes for store skjermer 23-25. Den brede nytten av RNAi tilveiebringer midler for å utføre funksjonelle studier i et bredt spekter av organismer, utvide utvalget av arten tilgjengelig for studier beyond de tradisjonelle modellsystemer som genetiske verktøy har blitt utviklet. For eksempel er undersøkelser ved bruk av ikke-modellsystemer er nødvendig for å gi innsikt i utviklingen av gener og gen-nettverk ved å sammenligne funksjonene til ortologer fra arter som representerer forskjellige utviklings modi eller oppviser forskjellige morfologiske egenskaper 26-29. Disse typer studier vil gi en bedre forståelse av biologisk mangfold, med konsekvenser for både anvendt og grunnleggende forskning. Å være den største dyregruppen på planeten, insekter gir en flott mulighet til å utforske de mekanismene bak mangfold. I tillegg insekter er generelt små, har korte livssykluser, høy fruktbarhet, og er lett å bak i laboratoriet. I de siste to tiårene, har RNAi blitt brukt i insekter spenner bestillinger, inkludert Diptera (sanne fluer) 5, Lepidoptera (sommerfugler) 30, Coleoptera (biller) 16,31, Hymenoptera (sawfløgner, veps, maur og bier) 32, nebbmunner (teger), Isoptera (termitter) 34, Blattodea (kakerlakker) 35, Orthoptera (sirisser, gresshopper, gresshopper og katydids) 36 og Phthiraptera (lus) 37. Vellykket anvendelse av RNAi har gitt funksjonelle data for studier av mønster i tidlig embryogenese (anterior-posterior aksen 32, dorsal-ventral aksen 28, segmentering 26,38), kjønnsbestemmelse 39,40, kitin / cuticle biosyntese 41, -ekdyson signale 42, sosial atferd 43, og mer. RNAi metoder som er utviklet for forskjellige insektarter kan være av en ekstra fordel ved at de sannsynligvis vil være nyttig for skadedyrbekjempelse (oversikt i 44-46). RNAi effekter vil være genspesifikke, så vel som art-spesifikke, så lenge det ikke-konserverte regioner er valgt for målretting. For gunstige insektarter som honningbier og silkeormer, målretting gener viktige for overlevelsen avvirus eller parasitter for å kontrollere infeksjon kan gi en ny strategi for å beskytte disse artene 47,48. Dermestes maculatus (D. maculatus), felles navn skjul bille, er distribuert over hele verden bortsett fra Antarktis. Som et holometabolous insekt, inkluderer D. maculatus livssyklus embryonale, larve, pupal, og adulte stadier (figur 1). Fordi det strømmer på kjøtt, er D. maculatus brukes i museer å skeletonize døde dyr og rettsmedisinske entomologists kan bruke den til å anslå dødstidspunkt 49,50. D. maculatus strømmer på animalske produkter, inkludert skrotter, tørket kjøtt, ost og puppe / kokonger av andre insekter og dermed forårsaker skade husholdninger, lagret mat, og silke, ost og kjøtt bransjer 51,52. Bruk av RNAi i denne billen kunne gi en effektiv og miljøvennlig måte å minimere sin økonomiske konsekvenser. Vårt laboratorium har brukt D. maculatus som en ny mOdel insekt å studere segmentering 53. I tillegg til å være mottagelig for lab oppdragelse, er D. maculatus av interesse for grunnforskning som det er en middels-bakterie utvikler, noe som gjør det en nyttig art å studere overgangen mellom kort og lang bakterie utvikling. <img alt="Figur 1" src="/files/ftp_upload/54976/54976fig1.jpg" /> Figur 1: Life Cycle of D. maculatus. Fotografier av D. maculatus på ulike livsstadier, som angitt. Livssyklusen fra egg til voksen tar tre uker ved 30 ° C, men lenger ved lavere temperaturer. (A, F) fersk lagt embryoer er hvite til lys gul og oval, ca 1,5 mm i lengde. Embryogenese tar ~ 55 timer ved 30 ° C. (B, C og G) Larvene har mørke pigmenterte striper og er dekket med børster. Larvene går gjennom flere instars avhengig av miljø og sin lengde kan strekke seg opp til over 1 cm. (D, H) </strong&gt; Young puppe er lys gul. Pupation tar ~ 5 - 7 dager ved 30 ° C. (E, I) Kort tid etter eklosjonshormon, synes mørk pigmentering over voksen bille kroppen. Voksne kan leve opp til flere måneder, og en hunn kan legge hundrevis av embryoer i løpet av sin levetid. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54976/54976fig1large.jpg" target="_blank">Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.</a> Tidligere viste vi at RNAi er effektiv i å slå ned gen-funksjon hos D. maculatus 53. Her vår erfaring oppdragelse D. maculatus kolonier i laboratoriet er delt sammen med trinn-for-trinn-protokoller for både foster og foreldre RNAi oppsett, injeksjon, etter injeksjon omsorg, og fenotypeanalyser. De dsRNA-mediert genet knockdown og analysemetoder introdusert her ikke bare gi detaljert informasjon for å ta opp spørsmål i D. maculatus, men også ha potensial betydning for søker RNAi i andre ikke-modellen bille / insektarter.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="642">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Dermestes maculatus live beetles</td>
			<td style="width:140px;">Our lab or Carolina Biological Supply</td>
			<td style="width:119px;">#144168</td>
			<td style="width:167px;">Our lab strain was verified by COI barcoding; strain variation from Carolina cannot be ruled out</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Wet cat food</td>
			<td style="width:140px;">Fancy Feast</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Chunks of meat with gravy. Can buy at most pet food and grocery stores</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Dry dog food</td>
			<td style="width:140px;">Purina Puppy Chow</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Can buy at most pet food and grocery stores</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Insect cage (size medium, 30.5x19x20.3 cm)</td>
			<td style="width:140px;">Exo Terra</td>
			<td>PT2260</td>
			<td>For colony maintenance. Can use larger cage if needed</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Insect cage (size mini, 17.8x10.2x12.7 cm)</td>
			<td style="width:140px;">Exo Terra</td>
			<td>PT2250</td>
			<td>For embryo collection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Petri dish</td>
			<td style="width:140px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">89038-968</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Cotton ball</td>
			<td style="width:140px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">22-456-883</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Megascript T7 transcription kit</td>
			<td style="width:140px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">AM1334</td>
			<td>For 40 reactions</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Pneumatic pump</td>
			<td style="width:140px;">WPI</td>
			<td style="width:119px;">PV830</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Capillary holder</td>
			<td style="width:140px;">WPI</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Micromanipulator</td>
			<td style="width:140px;">NARISHIGE</td>
			<td style="width:119px;">MN-151</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Black filter paper (90 mm)</td>
			<td style="width:140px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">28342-010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Food coloring (green)</td>
			<td>McCormick</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Borosilicate glass capillary</td>
			<td style="width:140px;">Hilgenberg</td>
			<td style="width:119px;">1406119</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Needle puller (micropipette puller)</td>
			<td style="width:140px;">Sutter Instrument Co.</td>
			<td style="width:119px;">P-97</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Microscope glass slide</td>
			<td>WorldWide Life Sciences Division</td>
			<td style="width:119px;">41351157</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Sealing film (Parafilm M)</td>
			<td style="width:140px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">13-374-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Model 801 Syringe (10 &#181;l )</td>
			<td style="width:140px;">Hamilton</td>
			<td style="width:119px;">7642-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Needle (32-gauge)&#160;</td>
			<td style="width:140px;">Hamilton</td>
			<td style="width:119px;">7762-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Fixation Solution (Pampel&#39;s)</td>
			<td>BioQuip Products, Inc.</td>
			<td style="width:119px;">1184C</td>
			<td>Toxic, needs to be handled in fume hood</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Forcep (DUMONT #5)</td>
			<td style="width:140px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:119px;">11252-30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Cover slip (24X50 mm, No. 1.5)</td>
			<td style="width:140px;">Globe Scientific</td>
			<td style="width:119px;">1415-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Eppendorf Femtotips Microloader pipette tip</td>
			<td style="width:140px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">E5242956003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Dissecting microscopy for embryo injection</td>
			<td style="width:140px;">Leica</td>
			<td style="width:119px;">M420</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Dissecting microscopy for larval phenotypic visualization</td>
			<td style="width:140px;">Zeiss</td>
			<td colspan="2">SteREO Discover. V12</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">DIC microscopy</td>
			<td style="width:140px;">Zeiss</td>
			<td style="width:119px;">AXIO Imager. M1</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

rearing and double-stranded rna-mediated gene knockdown in the hide beetle, dermestes maculatus

Advances in genomics have raised the possibility of probing biodiversity at an unprecedented scale. However, sequence alone will not be informative without tools to study gene function. The development and sharing of detailed protocols for the establishment of new model systems in laboratories, and for tools to carry out functional studies, is thus crucial for leveraging the power of genomics. Coleoptera (beetles) are the largest clade of insects and occupy virtually all types of habitats on the planet. In addition to providing ideal models for fundamental research, studies of beetles can have impacts on pest control as they are often pests of households, agriculture, and food industries. Detailed protocols for rearing and maintenance of D. maculatus laboratory colonies and for carrying out dsRNA-mediated interference in D. maculatus are presented. Both embryonic and parental RNAi procedures-including apparatus set up, preparation, injection, and post-injection recovery-are described. Methods are also presented for analyzing embryonic phenotypes, including viability, patterning defects in hatched larvae, and cuticle preparations for unhatched larvae. These assays, together with in situ hybridization and immunostaining for molecular markers, make D. maculatus an accessible model system for basic and applied research. They further provide useful information for establishing procedures in other emerging insect model systems.

Forfatterne &#39;lab har brukt RNAi teknologi for å studere den funksjonelle utviklingen av gener som regulerer segmentering i insekter 53,55. Mens alle insekter er segmentert, genene regulerer denne prosessen synes å ha skilt lag under insekt stråler 26,38,56-63. Genetiske skjermer i Drosophila identifisert et sett med ni par-regelen segmentering gener som er ansvarlig for å fremme dannelsen av kroppens segmenter 64-70. Her er den ortolog av...

Watch this Scientific Journal Video about Rearing and Double-stranded RNA-mediated Gene Knockdown in the Hide Beetle, Dermestes maculatus at JoVE.com

Rearing and Double-stranded RNA-mediated Gene Knockdown in the Hide Beetle, Dermestes maculatus

Her presenterer vi protokoller for oppdrett en mellom-bakterie bille, Dermestes maculatus (D. maculatus) i laboratoriet. Vi deler også protokoller for foster og foreldre RNAi og metoder for å analysere embryonale fenotyper å studere gen-funksjon hos denne arten.

Oppdrett og Double-stranded RNA-mediert Gene knockdown i Hide Beetle,<em&gt; Dermestes maculatus</em

Advances in genomics have raised the possibility of probing biodiversity at an unprecedented scale. However, sequence alone will not be informative ...

The overall goal of this procedure is to explore gene function in Dermestes maculatus, a new insect model system, which represents the diverse clade of beetles, and facilitates the study of basic and applied research questions. This method can help answer key questions in the fields of developmental biology, evolutionary biology and beyond, by making it possible to test gene function in Dermestes embryos and adults. The main advantage of this technique is that RNA interference can be used to target any gene, based only on sequence information, even in the absence of a full genome sequence.Methods introduced here not only provide an approach to study gene function in Dermestes. They can also be applied to develop new insect model systems, and potentially to control insect pests. To prepare a rearing cage for a D.maculatus, first spread a thin layer of wood shavings into a medium sized insect cage.Place a section of styrofoam into the cage to allow larvae an environment, in which to pupate. Add twenty to fifty adult beetles or late instar larvae to the cage. Place wet cat food into a Petri dish or weigh boat, as a food source.Cover the cage with a mesh cloth and place it into an incubator. Before starting embryo collection, first check the cage carefully for any embryos present and remove them. Once the cage is clear, place a stretched cotton ball into the cage and incubate the colony at 30 degrees Celsius.After the appropriate time window, collect the cotton ball, and remove any adults present, and place them back into the cage. Over a piece of black construction paper, pinch the cotton ball gently, and tear it slowly into thin filament, so that any eggs present fall onto the black paper. Take a standard Petri dish lid, and use a piece of black filter paper to cover the inside.Stick a piece of double-sided tape along the edge of a standard microscope slide. Place the microscope slide onto the black filter paper in the Petri dish lid. Taking the paper containing the collected embryos, gently tap to transfer the embryos to the Petri dish lid.Using a paintbrush, align the embryos on the tape perpendicular to the slide, with the anterior or posterior end towards the edge. To begin RNAi, first take up 2-4 microliters of dsRNA into a 20 microliter micro loader pipette tip. Insert the tip into a pre-pulled glass capillary, referred to as the needle, and gently pipette the solution into the needle.Fix the needle into a glass capillary holder and then assemble the capillary holder into the micromanipulator. Next, carefully transfer the slide with embryos attached onto the stage of the dissecting microscope. Move the slide to bring one embryo into the center of the field and focus the microscope.Whilst looking into the dissecting scope, position the tip of the capillary with the micromanipulator. Bring the tip close to the end of the first embryo in the row. Switch on the nitrogen or air supply, and then set the solenoid input selector switch to vacuum.Adjust the eject pressure regulator to 10-15 psi, depending on the apparatus. Open the capillary, and the colored dsRNA solution will fill the tip, ready for injection. Move the capillary tip forward, and gently puncture the embryo.Under ideal pressure settings, no embryonic fluid will flow into the capillary. Step on the foot switch to eject dsRNA into the embryo, until the appropriate amount is dispensed. Leave the tip inside the embryo for around two seconds, and then carefully remove it.Once all of the embryos have been injected, place the slide into a Petri dish. Add a wet cotton ball to the dish, taking care not to let it come into contact with the slide. Cover the Petri dish and wrap it with sealing film.Label it with the dsRNA type, concentration, date, time and number of injected embryos. Finally, place the dish into an incubator at 30 degrees Celsius until the embryos hatch. To perform pRNAi, first collect pupae from the colony.Sort male and female pupae into two separate dishes, and place these into a 30 degree Celcius incubator. Check the plates daily for eclosed beetles, and transfer these individuals to two separate Petri dishes for male and female adults. Feed these adults and maintain the plates every other day, until enough adults have eclosed to begin injection.Once the adult pool is complete, anesthetize a female beetle, and hold the individual ventral side up with one hand, holding the syringe in the other. Gently penetrate the segmacoria membrane between sternites 2 and 3. Check the syringe scale and slowly dispense around two microliters per female.After injection, hold the needle steady for at least 5 seconds and then carefully withdraw it. Transfer injected females to a Petri dish with cat food. Label the dish appropriately.Place the dish into a 30 degrees Celcius incubator. After 24 hours, transfer the injected females to a mini cage, and add an equal number of the uninjected young males. Label the cage, and add cat food.Place the cage into a 30 degree Celsius incubator, to allow mating. The resultant offspring can then be examined to determine the effects of the pRNAi. This image shows an offspring of a pRNAi individual injected with DS GFP, green fluorescent protein as a control.Here, as with wild-type individuals, the offspring hatched with one pigmented stripe per segment. Neighboring pigmented stripes were separated by a non-pigmented gap. Following paired pRNAi, affected offspring hatched with fused neighboring pigmented stripes, indicating defective segmental boundaries.Phenotypic severity was variable, but fusions consistently appeared at certain boundary regions, indicating pair rule like defects. Similarly, cuticle phenotypes of unhatched embryos after paired knockdown showed loss of abdominal segments, as well as shortened body length. Staining of early embryos with engrailed antibody to examine molecular defects showed stripes of expression of equal intensity in each segment in control individuals.In contrast, reduced expression was detected in alternate stripes in offspring of Dmac paired dsRNA injected females. This pattern of reduced expression is consistent with the defective cuticle pattern observed in the affected hatched larvae. Here, for the first time, we present our protocol for knocking down a gene of interest, during the early embryonic development in Dermestes maculatus, using RNA interference.While attempting these procedures, it is important to remember to use embryos or female adults at the appropriate stage. Once mastered, injecting about 100 embryos or 10 female adults can be done within half an hour. Following this procedure, other methods, like embryo staining or quantitative PCR can be performed in order to answer additional questions about gene regulatory mechanisms.After watching this video, you should have a good understanding of how to set up a Dermestes lab colony, and perform both embryonic and parental RNA interference in this beetle. Currently, only a small number of insect models are available for functional studies. The techniques presented here pave the way for researchers to use Dermestes as a model system, expanding the scope of insects amenable to molecular genetic analysis.

Research

JoVE Journal

Genetics

Rearing and Double-stranded RNA-mediated Gene Knockdown in the Hide Beetle, Dermestes maculatus

Parallel Measurement of Circadian Clock Gene Expression and Hormone Secretion in Human Primary Cell Cultures

Parallell Måling av biologiske klokke genekspresjon og hormon i Human primære cellekulturer

Circadian clocks are functional in all light-sensitive organisms, allowing for an adaptation to the external world by anticipating daily environmental ...

Preparation of rAAV9 to Overexpress or Knockdown Genes in Mouse Hearts

Forberedelse av rAAV9 å overuttrykker eller Knockdown Gener i Muse Hjerter

Controlling the expression or activity of specific genes through the myocardial delivery of genetic materials in murine models permits the investigation ...

Studying Cell Cycle-regulated Gene Expression by Two Complementary Cell Synchronization Protocols

Studier av celle-regulert genuttrykk av to komplementære cellesynkroniseringsprotokoller

The gene expression program of the cell cycle represents a critical step for understanding cell cycle-dependent processes and their role in diseases such ...

A Standard Methodology to Examine On-site Mutagenicity As a Function of Point Mutation Repair Catalyzed by CRISPR/Cas9 and SsODN in Human Cells

En Standard metode for å undersøke stedet genetisk virkning som en funksjon av punkt mutasjon reparasjon katalysert av CRISPR/Cas9 og SsODN i menneskeceller

Combinatorial gene editing using CRISPR/Cas9 and single-stranded oligonucleotides is an effective strategy for the correction of single-base point ...

Sequence-specific and Selective Recognition of Double-stranded RNAs over Single-stranded RNAs by Chemically Modified Peptide Nucleic Acids

Sekvens-spesifikke og selektiv anerkjennelse av Double-strandet RNAs over Single-strandet RNAs av kjemisk endret peptid nukleinsyrer

RNAs are emerging as important biomarkers and therapeutic targets. Thus, there is great potential in developing chemical probes and therapeutic ligands ...

Efficient Production and Identification of CRISPR/Cas9-generated Gene Knockouts in the Model System Danio rerio

Efficient Production and Identification of CRISPR/Cas9-generated Gene Knockouts in the Model System Danio rerio

Effektiv produksjon og identifikasjon av CRISPR/Cas9-generert Gene Knockouts i modellsystem Danio rerio

Characterization of the clustered, regularly interspaced, short, palindromic repeat (CRISPR) system of Streptococcus pyogenes has enabled the development ...

Production and Purification of Baculovirus for Gene Therapy Application

Produksjon og rensing av Baculovirus for genterapi program

Baculovirus has traditionally been used for the production of recombinant protein and vaccine. However, more recently, baculovirus is emerging as a ...

Exploring the Root Microbiome: Extracting Bacterial Community Data from the Soil, Rhizosphere, and Root Endosphere

Utforske rot Microbiome: utpakking bakterielle samfunnet Data fra jord, Rhizosphere og rot Endosphere

The intimate interaction between plant host and associated microorganisms is crucial in determining plant fitness, and can foster improved tolerance to ...

Characterizing Histone Post-translational Modification Alterations in Yeast Neurodegenerative Proteinopathy Models

Karakterisere Histone post-translasjonell modifikasjon endringer i gjær nevrodegenerative Proteinopathy modeller

Neurodegenerative diseases, such as amyotrophic lateral sclerosis (ALS) and Parkinson&#39;s disease (PD), cause the loss of hundreds of thousands of lives ...

A Bioinformatics Pipeline to Accurately and Efficiently Analyze the MicroRNA Transcriptomes in Plants

En bioinformatikk rørledning til nøyaktig og effektivt analysere MicroRNA Transcriptomes i planter

MicroRNAs (miRNAs) are 20- to 24-nucleotide (nt) endogenous small RNAs (sRNAs) extensively existing in plants and animals that play potent roles in ...