Name: rearing and double-stranded rna-mediated gene knockdown in the hide beetle, dermestes maculatus
Uploaded: 2016-12-28T13:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Rearing and Double-stranded RNA-mediated Gene Knockdown in the Hide Beetle, Dermestes maculatus at JoVE.com

We thank Drs. Alison Heffer and Yong Lu for setting up the microinjection apparatus and sharing their invaluable knowledge and experience with insect RNAi. This work was supported by the National Institutes of Health (R01GM113230 to L.P.).

1. Разведение D. тасиШиз Примечание: Гнездовая колония D. тасиШиз была создана в лаборатории авторов с помощью взрослых и личинок закуплен. Идентичность видов была проверена с использованием ДНК - штрихкодирования 53. <ol><li> Для того, чтобы создать новую клет...

В то время были разработаны небольшое количество сложных модельных систем (мышей, мух, червей) в течение 20 - го века, 21 - й век видел волна новых систем животных , которые разрабатываются в лабораториях по всему миру. Эти новые системы позволяют ученым решать сравнительные, эво...

В 1998 году , Огонь и Мелло сообщил , что двухцепочечной РНК (дцРНК) может вызывать ингибирование функции генов в Caenorhabditis Элеганс 1. Эта реакция вызвана дсРНК была названа РНК - интерференция (RNAi), и такие RNAi-опосредованной ген глушителей , как сообщалось, сохраняется у животных, растений и грибов 2-7. У растений и некоторых животных, функции RNAi системно, а это означает , что эффект может распространиться на другие клетки / ткани , где дцРНК не непосредственно вводить (обзор в 8-10). Ученые использовали этот эндогенный клеточный ответ RNAi путем разработки дцРНК целевых генов , представляющих интерес, тем самым сбивая функцию гена без прямого манипулирования геном (обзор в 11-14). RNAi является мощным инструментом для функциональных исследований из-за следующих преимуществ. Во-первых, даже при минимальной информации о последовательности гена, ген может быть направлена ​​с помощью RNAi. Это особенно важно для стudies не-модельных организмов, не имеющих геномные или транскриптомных данных. Во-вторых, в организмах, где ответ РНКи робастно системным, RNAi-опосредованной нокдаун гена может быть выполнен практически в любом стадии развития. Эта функция очень полезна для изучения функции плейотропных генов. В- третьих, в некоторых случаях, RNAi эффекты распространяются на гонады и потомству, таким образом, что фенотипы наблюдаются у потомства 15,16. Это явление, известное как родительская RNAi (pRNAi), особенно выгодно для генов, влияющих на эмбриональное развитие, а многочисленное потомство производится одним закачиваемой родителем может быть рассмотрено без прямого манипулирования яиц. По этим причинам, pRNAi является методом выбора. Тем не менее, если pRNAi неэффективен, например, для генов, необходимых для оогенеза, то эмбриональная RNAi (eRNAi) должен быть использован. В-четвертых, РНК-интерференция может быть использован для создания эквивалент серии аллельного в том, что количество дцРНК поставляется может варьироваться в диапазоне производить слабого до сильного дефектов, Такая градация фенотипов может быть полезным для понимания функции гена, когда ген участвует в сложном процессе и / или полной потере функции летально. В-пятых, поставка дсРНК как правило, легко и практически осуществимо, особенно у животных, показывая надежные системные реакции RNAi. дцРНК могут быть введены путем микроинъекции 1,5, питание / проглатывания 17,18, замачивание, 19,20 и вирус / доставки бактерии опосредованные 21,22. В-шестых, в отличие от некоторых методов нацеливание / редактирования генов, нет необходимости скрининга для организмов, несущих мутацию или проводить генетические кресты для генерации гомозиготы при использовании RNAi. Таким образом, по сравнению со многими другими методами для изучения функции генов, RNAi быстро, недорого, и может быть применен для крупномасштабных экранов 23-25. Широкая полезность RNAi обеспечивает средства для проведения функциональных исследований в широком диапазоне организмов, расширение спектра видов для изучения beyond традиционные модельные системы, для которых были разработаны генетические инструменты. Например, исследования с использованием не-модельных систем необходимы , чтобы дать понимание эволюции генов и генных сетей путем сравнения функции ортологах из видов , представляющих различные режимы развития или имеющие различные морфологические особенности 26-29. Эти типы исследований обеспечит лучшее понимание биологического разнообразия, с последствиями как для прикладных и фундаментальных исследований. Будучи крупнейшей группой животных на планете, насекомые предоставляют прекрасную возможность для изучения механизмов, лежащих разнообразия. Кроме того, насекомые, как правило, маленькие, имеют короткие жизненные циклы, высокая плодовитость, и просты в тыл в лаборатории. За последние два десятилетия, RNAi был успешно применен у насекомых , охватывающих заказы, в том числе двукрылых (мух истинные) 5, чешуекрылые (бабочки и моли) 30, жесткокрылые (жуки) 16,31, перепончатокрылых (sawfложь, осы, муравьи и пчелы) 32, Hemiptera (истинные ошибки), Isoptera (термиты) 34, Blattodea (тараканы) 35, прямокрылые (сверчки, кузнечики, саранча, и katydids) 36 и Phthiraptera (вши) 37. Успешное применение RNAi предоставило функциональные данные для исследований в паттернирования раннего эмбриогенеза (передне-задней оси 32, спинным-вентральной оси 28, сегментация 26,38), определение пола 39,40, хитин / кутикулы биосинтез 41, экдизол сигнализации 42, социальное поведение 43, и многое другое. Методы RNAi , разработанные для разных видов насекомых могут иметь дополнительное преимущество в том , что они, вероятно, будут полезны для борьбы с вредителями (обзор 44-46). RNAi эффекты будут Гено-специфические, а также видовой специфичностью, до тех пор, как несохраняющимся регионы выбраны для таргетинга. Для получения полезных видов насекомых, как пчелами и шелкопрядов, ориентированных на гены, жизненно важных для выживаниявирусы или паразиты , чтобы контролировать инфекцию может обеспечить новую стратегию защиты этих видов 47,48. Кожеед пятнистый (D. тасиШиз), общее название скрыть жук, распространяется по всему миру , за исключением Антарктиды. Как holometabolous насекомое, жизненный цикл D. тасиШиз включает в себя эмбрионального, личиночного, Куколочные и взрослых стадий (рисунок 1). Потому что он питается плотью, D. тасиШиз используется в музеях для скелетируют мертвых животных и судебно - энтомологи могут использовать его , чтобы оценить время смерти 49,50. D. тасиШиз питается продуктами животного происхождения, включая туш, сушеное мясо, сыр и куколок / коконов других насекомых и тем самым наносит ущерб домашним хозяйствам, которые хранятся продукты питания, и шелк, сыр, и мясной промышленности 51,52. Применение RNAi в этом жука может обеспечить эффективный и экологически чистый способ минимизировать его экономические последствия. Наша лаборатория использовала Д. тасиШиз как новый мОдел насекомых для изучения сегментации 53. Помимо того , что поддается лабораторным разведению, D. тасиШиз представляет интерес для фундаментальных исследований , так как он является разработчиком промежуточного росток, что делает его полезным для изучения видов перехода между кратко- и развития долгосрочных ростка. <img alt="Рисунок 1" src="/files/ftp_upload/54976/54976fig1.jpg" /> Рисунок 1: Жизненный цикл Д. тасиШиз. Фотографии Д. тасиШиз на разных этапах жизни, как указано. Жизненный цикл от яйца до взрослой особи занимает три недели при 30 ° С, но уже при более низких температурах. (A, F) свежеуложенную эмбрионы от белого до светло - желтого цвета, овальные, около 1,5 мм в длину. Эмибриогенеза ~ 55 часов при 30 ° С. (B, C и G) Личинки имеют темные пигментные полосы и покрыты щетинками. Личинки пройти через несколько возрастах в зависимости от окружающей среды, и их длина может быть увеличен до более чем 1 см. (D, H) </strОнг&gt; Молодые куколки светло-желтые. Окукливание занимает ~ 5 - 7 дней при 30 ° С. (E, I) Вскоре после вылупления, темная пигментация появляется над телом взрослого жука. Взрослые могут жить до нескольких месяцев и одна самка может отложить сотни эмбрионов в течение ее жизни. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54976/54976fig1large.jpg" target="_blank">Пожалуйста</a> , <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54976/54976fig1large.jpg" target="_blank">нажмите здесь</a> , <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54976/54976fig1large.jpg" target="_blank">чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.</a> Ранее мы показали , что RNAi является эффективным в нокдаун функции гена в D. тасиШиз 53. Вот наш опыт выращивания D. тасиШиз колонии в лаборатории совместно вместе с протоколами шаг за шагом как для эмбрионального и родительского RNAi настройке, инъекции, уход после инъекции, а также анализ фенотипической. ДцРНК-опосредованные нокдаун и методы анализа ген , введенный здесь не только предоставить подробную информацию для решения вопросов в области D. тасиШиз, но также имеют потенциальное значение Foг применение RNAi в других / видов насекомых, не модель Beetle.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="642">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Dermestes maculatus live beetles</td>
			<td style="width:140px;">Our lab or Carolina Biological Supply</td>
			<td style="width:119px;">#144168</td>
			<td style="width:167px;">Our lab strain was verified by COI barcoding; strain variation from Carolina cannot be ruled out</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Wet cat food</td>
			<td style="width:140px;">Fancy Feast</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Chunks of meat with gravy. Can buy at most pet food and grocery stores</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Dry dog food</td>
			<td style="width:140px;">Purina Puppy Chow</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Can buy at most pet food and grocery stores</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Insect cage (size medium, 30.5x19x20.3 cm)</td>
			<td style="width:140px;">Exo Terra</td>
			<td>PT2260</td>
			<td>For colony maintenance. Can use larger cage if needed</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Insect cage (size mini, 17.8x10.2x12.7 cm)</td>
			<td style="width:140px;">Exo Terra</td>
			<td>PT2250</td>
			<td>For embryo collection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Petri dish</td>
			<td style="width:140px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">89038-968</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Cotton ball</td>
			<td style="width:140px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">22-456-883</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Megascript T7 transcription kit</td>
			<td style="width:140px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">AM1334</td>
			<td>For 40 reactions</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Pneumatic pump</td>
			<td style="width:140px;">WPI</td>
			<td style="width:119px;">PV830</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Capillary holder</td>
			<td style="width:140px;">WPI</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Micromanipulator</td>
			<td style="width:140px;">NARISHIGE</td>
			<td style="width:119px;">MN-151</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Black filter paper (90 mm)</td>
			<td style="width:140px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">28342-010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Food coloring (green)</td>
			<td>McCormick</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Borosilicate glass capillary</td>
			<td style="width:140px;">Hilgenberg</td>
			<td style="width:119px;">1406119</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Needle puller (micropipette puller)</td>
			<td style="width:140px;">Sutter Instrument Co.</td>
			<td style="width:119px;">P-97</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Microscope glass slide</td>
			<td>WorldWide Life Sciences Division</td>
			<td style="width:119px;">41351157</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Sealing film (Parafilm M)</td>
			<td style="width:140px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">13-374-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Model 801 Syringe (10 &#181;l )</td>
			<td style="width:140px;">Hamilton</td>
			<td style="width:119px;">7642-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Needle (32-gauge)&#160;</td>
			<td style="width:140px;">Hamilton</td>
			<td style="width:119px;">7762-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Fixation Solution (Pampel&#39;s)</td>
			<td>BioQuip Products, Inc.</td>
			<td style="width:119px;">1184C</td>
			<td>Toxic, needs to be handled in fume hood</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Forcep (DUMONT #5)</td>
			<td style="width:140px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:119px;">11252-30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Cover slip (24X50 mm, No. 1.5)</td>
			<td style="width:140px;">Globe Scientific</td>
			<td style="width:119px;">1415-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Eppendorf Femtotips Microloader pipette tip</td>
			<td style="width:140px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">E5242956003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Dissecting microscopy for embryo injection</td>
			<td style="width:140px;">Leica</td>
			<td style="width:119px;">M420</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Dissecting microscopy for larval phenotypic visualization</td>
			<td style="width:140px;">Zeiss</td>
			<td colspan="2">SteREO Discover. V12</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">DIC microscopy</td>
			<td style="width:140px;">Zeiss</td>
			<td style="width:119px;">AXIO Imager. M1</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

rearing and double-stranded rna-mediated gene knockdown in the hide beetle, dermestes maculatus

Advances in genomics have raised the possibility of probing biodiversity at an unprecedented scale. However, sequence alone will not be informative without tools to study gene function. The development and sharing of detailed protocols for the establishment of new model systems in laboratories, and for tools to carry out functional studies, is thus crucial for leveraging the power of genomics. Coleoptera (beetles) are the largest clade of insects and occupy virtually all types of habitats on the planet. In addition to providing ideal models for fundamental research, studies of beetles can have impacts on pest control as they are often pests of households, agriculture, and food industries. Detailed protocols for rearing and maintenance of D. maculatus laboratory colonies and for carrying out dsRNA-mediated interference in D. maculatus are presented. Both embryonic and parental RNAi procedures-including apparatus set up, preparation, injection, and post-injection recovery-are described. Methods are also presented for analyzing embryonic phenotypes, including viability, patterning defects in hatched larvae, and cuticle preparations for unhatched larvae. These assays, together with in situ hybridization and immunostaining for molecular markers, make D. maculatus an accessible model system for basic and applied research. They further provide useful information for establishing procedures in other emerging insect model systems.

Лаборатория авторов использовал технологию RNAi для изучения функциональной эволюции генов , регулирующих сегментацию у насекомых 53,55. В то время как все насекомые сегментирован, гены , регулирующие этот процесс , как представляется, расходились во излучениями на...

Watch this Scientific Journal Video about Rearing and Double-stranded RNA-mediated Gene Knockdown in the Hide Beetle, Dermestes maculatus at JoVE.com

Rearing and Double-stranded RNA-mediated Gene Knockdown in the Hide Beetle, Dermestes maculatus

Здесь мы представляем протоколы для выращивания в средней зародышевой жука, кожеед пятнистый (D. тасиШиз) в лабораторных условиях . Мы также разделяем протоколы для эмбрионального и родителей RNAi и методы для анализа эмбриональные фенотипы для изучения функции генов у этого вида.

Разведению и двухцепочечную РНК-опосредованный нокдаун гена в Скрыть Beetle,<em&gt; Кожеед пятнистый</em

Advances in genomics have raised the possibility of probing biodiversity at an unprecedented scale. However, sequence alone will not be informative ...

The overall goal of this procedure is to explore gene function in Dermestes maculatus, a new insect model system, which represents the diverse clade of beetles, and facilitates the study of basic and applied research questions. This method can help answer key questions in the fields of developmental biology, evolutionary biology and beyond, by making it possible to test gene function in Dermestes embryos and adults. The main advantage of this technique is that RNA interference can be used to target any gene, based only on sequence information, even in the absence of a full genome sequence.Methods introduced here not only provide an approach to study gene function in Dermestes. They can also be applied to develop new insect model systems, and potentially to control insect pests. To prepare a rearing cage for a D.maculatus, first spread a thin layer of wood shavings into a medium sized insect cage.Place a section of styrofoam into the cage to allow larvae an environment, in which to pupate. Add twenty to fifty adult beetles or late instar larvae to the cage. Place wet cat food into a Petri dish or weigh boat, as a food source.Cover the cage with a mesh cloth and place it into an incubator. Before starting embryo collection, first check the cage carefully for any embryos present and remove them. Once the cage is clear, place a stretched cotton ball into the cage and incubate the colony at 30 degrees Celsius.After the appropriate time window, collect the cotton ball, and remove any adults present, and place them back into the cage. Over a piece of black construction paper, pinch the cotton ball gently, and tear it slowly into thin filament, so that any eggs present fall onto the black paper. Take a standard Petri dish lid, and use a piece of black filter paper to cover the inside.Stick a piece of double-sided tape along the edge of a standard microscope slide. Place the microscope slide onto the black filter paper in the Petri dish lid. Taking the paper containing the collected embryos, gently tap to transfer the embryos to the Petri dish lid.Using a paintbrush, align the embryos on the tape perpendicular to the slide, with the anterior or posterior end towards the edge. To begin RNAi, first take up 2-4 microliters of dsRNA into a 20 microliter micro loader pipette tip. Insert the tip into a pre-pulled glass capillary, referred to as the needle, and gently pipette the solution into the needle.Fix the needle into a glass capillary holder and then assemble the capillary holder into the micromanipulator. Next, carefully transfer the slide with embryos attached onto the stage of the dissecting microscope. Move the slide to bring one embryo into the center of the field and focus the microscope.Whilst looking into the dissecting scope, position the tip of the capillary with the micromanipulator. Bring the tip close to the end of the first embryo in the row. Switch on the nitrogen or air supply, and then set the solenoid input selector switch to vacuum.Adjust the eject pressure regulator to 10-15 psi, depending on the apparatus. Open the capillary, and the colored dsRNA solution will fill the tip, ready for injection. Move the capillary tip forward, and gently puncture the embryo.Under ideal pressure settings, no embryonic fluid will flow into the capillary. Step on the foot switch to eject dsRNA into the embryo, until the appropriate amount is dispensed. Leave the tip inside the embryo for around two seconds, and then carefully remove it.Once all of the embryos have been injected, place the slide into a Petri dish. Add a wet cotton ball to the dish, taking care not to let it come into contact with the slide. Cover the Petri dish and wrap it with sealing film.Label it with the dsRNA type, concentration, date, time and number of injected embryos. Finally, place the dish into an incubator at 30 degrees Celsius until the embryos hatch. To perform pRNAi, first collect pupae from the colony.Sort male and female pupae into two separate dishes, and place these into a 30 degree Celcius incubator. Check the plates daily for eclosed beetles, and transfer these individuals to two separate Petri dishes for male and female adults. Feed these adults and maintain the plates every other day, until enough adults have eclosed to begin injection.Once the adult pool is complete, anesthetize a female beetle, and hold the individual ventral side up with one hand, holding the syringe in the other. Gently penetrate the segmacoria membrane between sternites 2 and 3. Check the syringe scale and slowly dispense around two microliters per female.After injection, hold the needle steady for at least 5 seconds and then carefully withdraw it. Transfer injected females to a Petri dish with cat food. Label the dish appropriately.Place the dish into a 30 degrees Celcius incubator. After 24 hours, transfer the injected females to a mini cage, and add an equal number of the uninjected young males. Label the cage, and add cat food.Place the cage into a 30 degree Celsius incubator, to allow mating. The resultant offspring can then be examined to determine the effects of the pRNAi. This image shows an offspring of a pRNAi individual injected with DS GFP, green fluorescent protein as a control.Here, as with wild-type individuals, the offspring hatched with one pigmented stripe per segment. Neighboring pigmented stripes were separated by a non-pigmented gap. Following paired pRNAi, affected offspring hatched with fused neighboring pigmented stripes, indicating defective segmental boundaries.Phenotypic severity was variable, but fusions consistently appeared at certain boundary regions, indicating pair rule like defects. Similarly, cuticle phenotypes of unhatched embryos after paired knockdown showed loss of abdominal segments, as well as shortened body length. Staining of early embryos with engrailed antibody to examine molecular defects showed stripes of expression of equal intensity in each segment in control individuals.In contrast, reduced expression was detected in alternate stripes in offspring of Dmac paired dsRNA injected females. This pattern of reduced expression is consistent with the defective cuticle pattern observed in the affected hatched larvae. Here, for the first time, we present our protocol for knocking down a gene of interest, during the early embryonic development in Dermestes maculatus, using RNA interference.While attempting these procedures, it is important to remember to use embryos or female adults at the appropriate stage. Once mastered, injecting about 100 embryos or 10 female adults can be done within half an hour. Following this procedure, other methods, like embryo staining or quantitative PCR can be performed in order to answer additional questions about gene regulatory mechanisms.After watching this video, you should have a good understanding of how to set up a Dermestes lab colony, and perform both embryonic and parental RNA interference in this beetle. Currently, only a small number of insect models are available for functional studies. The techniques presented here pave the way for researchers to use Dermestes as a model system, expanding the scope of insects amenable to molecular genetic analysis.

Research

JoVE Journal

Genetics

Rearing and Double-stranded RNA-mediated Gene Knockdown in the Hide Beetle, Dermestes maculatus

Parallel Measurement of Circadian Clock Gene Expression and Hormone Secretion in Human Primary Cell Cultures

Параллельное измерение циркадных часов экспрессии генов и гормональную секрецией человека первичных клеточных культур

Circadian clocks are functional in all light-sensitive organisms, allowing for an adaptation to the external world by anticipating daily environmental ...

Preparation of rAAV9 to Overexpress or Knockdown Genes in Mouse Hearts

Подготовка rAAV9 к гиперэкспрессией или Нокдаун Гены в мышиных сердец

Controlling the expression or activity of specific genes through the myocardial delivery of genetic materials in murine models permits the investigation ...

Studying Cell Cycle-regulated Gene Expression by Two Complementary Cell Synchronization Protocols

Изучение экспрессии генов, регулируемых клеточным циклом, двумя протоколами синхронизации комплементарных ячеек

The gene expression program of the cell cycle represents a critical step for understanding cell cycle-dependent processes and their role in diseases such ...

A Standard Methodology to Examine On-site Mutagenicity As a Function of Point Mutation Repair Catalyzed by CRISPR/Cas9 and SsODN in Human Cells

Стандартная методология для изучения на месте мутагенность как функция Точечная мутация ремонта, катализируемые ТРИФОСФАТЫ/Cas9 и SsODN в клетках человека

Combinatorial gene editing using CRISPR/Cas9 and single-stranded oligonucleotides is an effective strategy for the correction of single-base point ...

Sequence-specific and Selective Recognition of Double-stranded RNAs over Single-stranded RNAs by Chemically Modified Peptide Nucleic Acids

Последовательность конкретных и избирательное признание двуцепочечной РНК над одноцепочечной РНК, химически изменены пептид нуклеиновых кислот

RNAs are emerging as important biomarkers and therapeutic targets. Thus, there is great potential in developing chemical probes and therapeutic ligands ...

Efficient Production and Identification of CRISPR/Cas9-generated Gene Knockouts in the Model System Danio rerio

Efficient Production and Identification of CRISPR/Cas9-generated Gene Knockouts in the Model System Danio rerio

Эффективное производство и генерируемые идентификации ТРИФОСФАТЫ/Cas9 гена нокауты в модели системы данио рерио

Characterization of the clustered, regularly interspaced, short, palindromic repeat (CRISPR) system of Streptococcus pyogenes has enabled the development ...

Production and Purification of Baculovirus for Gene Therapy Application

Производства и очистки бакуловирусы для применения генной терапии

Baculovirus has traditionally been used for the production of recombinant protein and vaccine. However, more recently, baculovirus is emerging as a ...

Exploring the Root Microbiome: Extracting Bacterial Community Data from the Soil, Rhizosphere, and Root Endosphere

Изучения корня микрофлора: извлечение данных бактериальных сообщества из почвы, ризосфере и корень Endosphere

The intimate interaction between plant host and associated microorganisms is crucial in determining plant fitness, and can foster improved tolerance to ...

Characterizing Histone Post-translational Modification Alterations in Yeast Neurodegenerative Proteinopathy Models

Характеризуя гистона столб-поступательные изменения изменения в моделях Neurodegenerative Proteinopathy дрожжей

Neurodegenerative diseases, such as amyotrophic lateral sclerosis (ALS) and Parkinson&#39;s disease (PD), cause the loss of hundreds of thousands of lives ...

A Bioinformatics Pipeline to Accurately and Efficiently Analyze the MicroRNA Transcriptomes in Plants

Биоинформатика трубопровод точно и эффективно анализировать microRNA транскриптомы в растениях

MicroRNAs (miRNAs) are 20- to 24-nucleotide (nt) endogenous small RNAs (sRNAs) extensively existing in plants and animals that play potent roles in ...