Name: zebrafish in situ spinal cord preparation for electrophysiological recordings from spinal sensory and motor neurons
Uploaded: 2017-04-18T14:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons at JoVE.com

Este trabajo fue apoyado por subvenciones del NIH (F32 NS059120 a RLM y R01NS25217 y P30NS048154 a ABR).

Todos los procedimientos con animales fueron aprobados por el Comité Institucional Animal Cuidado y Uso (IACUC; Oficina de Recursos Animales de Laboratorio de la Universidad de Colorado Anschutz Medical Campus). 1. El pez cebra Cría <ol><li> Elevar y mantener adultos de pez cebra (Danio rerio) a 28,5 ° C en un ciclo de luz h 10 h de oscuridad / 14 y con el tratamiento de agua adecuado y el intercambio 52. </li><li> Elevar el pez cebra embriones / larvas ...

Los métodos descritos aquí permiten la caracterización eléctrica y morfológica de las neuronas sensoriales y motoras de embriones de pez cebra después de la disección mínima de la médula espinal. Las neuronas permanecen sanos durante al menos 1 h, el límite de tiempo impuesto en estas grabaciones. Las neuronas han sido registrados utilizando la configuración de célula completa estándar, así como de parches nucleadas; el último método minimiza los problemas de espacio-clamp que se opone a que un estudio b...

<html> George Streisinger fue pionera en el uso de Danio rerio, conocido comúnmente como el pez cebra, como un sistema modelo para el análisis genético de desarrollo de los vertebrados 10. El modelo ofrece varias ventajas, incluyendo: (1) relativamente simple y barato cría de animales; (2) fertilización externa, lo que permite un fácil acceso a los embriones de las etapas de desarrollo más tempranas; y (3) un embrión transparente, permitiendo la observación directa y repetidas de células, tejidos y órganos, ya que forman. En las décadas siguientes, varios avances aumentaron aún más el poder del modelo de pez cebra. En particular, las pantallas adelante genéticos y los esfuerzos de secuenciación de todo el genoma jugaron un papel clave en la identificación de mutaciones y genes críticos para muchos procesos de desarrollo 11, 12, 13, 14,&quot;&gt; 15, métodos de clonación 16. Puerta de enlace han permitido la aplicación rutinaria de transgénicos se aproxima a 17, 18. Los recientes avances en la edición genoma, ejemplificada por la transcripción del tipo activador de (Talens) y agrupados repeticiones intercaladas regularmente cortos palindrómicas (CRISPR) -Cas9 nucleasas, permitir la introducción selectiva de mutaciones, así como knock-out y knock-in se aproxima a 19, 20, 21, 22. combinados, estos métodos hacen que el pez cebra un poderoso modelo para el estudio de los mecanismos genéticos que subyacen a los comportamientos específicos y varias enfermedades humanas 23, 24, 25, 26, 27. Este trabajo se centra en el desarrollola regulación mental y el papel de la actividad eléctrica en el desarrollo neuronal. La atención se centra en la médula espinal, para el que el modelo de pez cebra ofrece varias ventajas. En primer lugar, es relativamente fácil de acceder pez cebra en estadios embrionario y larval; Por lo tanto, se puede estudiar la función de la médula espinal durante las etapas de desarrollo que tienen menos neuronas y circuitos simples 28, 29. Por otra parte, la médula espinal pez cebra tiene un conjunto diverso de neuronas, similar a otros vertebrados, como se demuestra por los patrones característicos y distintivos de factores de transcripción 30, 31, 32, 33, 34, 35. La mayoría de los estudios en el pez cebra que tienen como objetivo descubrir los mecanismos que subyacen a la función de los circuitos de la médula espinal, especialmentelos que apoyan la locomoción, se centran comprensiblemente en estadios larvarios 36, 37, 38, 39, 40, 41, 42, 43. Sin embargo, muchas de las neuronas que forman las redes de locomotoras espinales iniciado su diferenciación en las etapas embrionarias tempranas, ~ 9-10 h después de la fertilización (HPF) 44, 45, 46, 47, 48, 49, 50, 51. En vista de esto, la comprensión de cómo surgen las propiedades morfológicas y eléctricas de las neuronas espinales y el cambio entre las etapas embrionario y larval es importante para un overacomprensión ll de la formación y la función de circuito locomotor. Los métodos de disección descritas aquí permiten grabaciones de patch clamp de neuronas de la médula y se han aplicado con éxito en las etapas embrionarias (~ 17-48 HPF) y estadios larvarios (~ 3-7 días después de la fertilización [dpf]). Este enfoque limita la cantidad de disección requerida para proporcionar acceso a las neuronas de interés. El protocolo se diferencia de la mayoría de los otros métodos publicados para la grabación de las neuronas espinales de pez cebra en que pegamento veterinario de sutura se utiliza, en lugar de un pasador de tungsteno bien, para unir el embrión o larva a la cámara de registro. La disponibilidad de dos enfoques diferentes (es decir, cola de sutura contra el pasador de tungsteno) para el montaje de los embriones de pez cebra o larvas para el análisis electrofisiológico proporciona a los investigadores con opciones alternativas para alcanzar sus objetivos experimentales específicas. En primer lugar, los procedimientos de acceso y grabación en una emergente<html> ulación de las neuronas sensoriales primarias, células Rohon-Barba, se describen. Los cuerpos celulares de estas neuronas se encuentran dentro de la médula espinal dorsal. Existen células Rohon-Barba en numerosas especies de vertebrados, se diferencian en el desarrollo temprano, y subyacen a la respuesta táctil embrionaria 6, 44, 47, 48. En segundo lugar, los procedimientos de acceso y registro de las neuronas motoras espinales se detallan. surgen de pez cebra neuronas motoras espinales durante dos oleadas de la neurogénesis. Surgen las neuronas motoras primarias nacidos antes-al final de la gastrulación (~ 9-16 hpf), con sólo 3-4 neuronas motoras primaria presentes por hemisegment 45, 46, 49. En contraste, la población nacida después de las neuronas motoras secundarias es más numeroso y se produce durante un período prolongado, a partir de ~ 14 HPFef &quot;&gt; 45, 50. génesis secundaria de neuronas motoras en los segmentos de mediados de tronco se ha completado todo por 51 HPF 50. neuronas motoras secundarias se considera que son la contrapartida de las neuronas motoras en amniotas 46. Curiosamente, las neuronas supraespinales, a través de la dopamina, regulan la locomoción en la larva y el motor secundario génesis neurona en el embrión y larva joven 50, 51. neuronas motoras primarias y secundarias comprenden cada uno varios subtipos diferentes. cada motor primario proyectos subtipo neurona un axón periférico que inerva un grupo muscular característica, lo que resulta en un estereotipo, la identificación de trayectoria axonal. Generalmente, las neuronas motoras secundarias siguen las vías axonales previamente establecidos por las neuronas motoras primarias. por lo tanto, con respecto a las trayectorias axonales, neuronas motoras primarias y secundarias son similares, con la excepción de que el espesor axonal y somata tamaño unare mayor para las neuronas motoras primarias 45. En tercer lugar, se discuten los métodos para la grabación de algunos tipos de interneuronas. Sin embargo, en estos casos, se requiere una cantidad limitada de la eliminación de otras células de la médula espinal, y por lo tanto la médula espinal es menos intacta que para las grabaciones de células Rohon-Barba o neuronas motoras.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Vacuum filter/Storage bottle, 0.22 mm pore</td>
			<td>Corning</td>
			<td>431096</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe filter 0.2 mm</td>
			<td>Whatman</td>
			<td>6780-2502</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tricaine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>A-5040</td>
			<td>Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate salt&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>a-bugarotoxin</td>
			<td>Tocris</td>
			<td>11032-79-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tetrodotoxin</td>
			<td>Tocris</td>
			<td>4368-28-9</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa-549 hydrazine salt</td>
			<td>Molecular Probes</td>
			<td>A-10438</td>
			<td>fluorescent dye</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spin-X centrifuge tube filter</td>
			<td>Corning</td>
			<td>8161</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass microscope slide</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>12-550C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sylgard silicone elastomer kit</td>
			<td>Dow Corning</td>
			<td>184</td>
			<td>silicone elastomer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dishes</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>351029</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Borosilicate glass capillaries</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>30-0038</td>
			<td>inner and outer diameters of 0.78 and 1.0 mm (thin walled glass capillaries)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Borosilicate glass capillaries</td>
			<td>Drummond Scientific</td>
			<td>1-000-1000-100</td>
			<td>inner and outer diameters of 1.13 and 1.55 mm (thick walled glass capillaries)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Miniature barbed polypropylene fitting&#160;</td>
			<td>Cole-Palmer</td>
			<td>6365-90</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vetbond tissue adhesive&#160;</td>
			<td>3M</td>
			<td>1469SB</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collagenase XI</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C7657</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microelectrode puller</td>
			<td>Sutter Instruments</td>
			<td>&#160;Model P-97&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amplifier</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>Axopatch 200B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Head stage</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>CV203BU</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Motorized micromanipulator&#160;&#160;</td>
			<td>Sutter Instruments</td>
			<td>MP-285</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tygon tubing</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>14-169-1B</td>
			<td>ID 1/16 IN, OD 1/8 IN and WALL 1/32 IN (flexible laboratory tubing)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrode holder</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>1-HC-U</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pharmaseal Three-Way Stopcocks&#160;</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>K75</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digitizer</td>
			<td>Axon Instruments</td>
			<td>Digidata 1440A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inverted microscope&#160;</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td>Axioskop2 FS plus</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>40x/0.80w Achroplan objective</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Data acquisition and analysis software&#160;</td>
			<td>Axon Instruments</td>
			<td colspan="2">PClamp 10 - Clampex and Clampfit&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropipette puller</td>
			<td>Sutter Instruments</td>
			<td>Model P-97</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Dissection and Recording Solutions(in mM)</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="4">All solutions, except the intracellular, are stable for ~ 2 - 3 months when filtered (0.22 mm filter cups) and stored at room temperature (RT).</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="4">The intracellular solution is filtered (0.2 mm syringe filters) and stored frozen (-20&#176;C) in small aliquots that are individually thawed on the day of use.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2" rowspan="1">Dissection/Ringer&#8217;s solution</td>
			<td></td>
			<td colspan="2">145 NaCl, 3 KCl, 1.8 CaCl2.2H2O, 10 HEPES; pH 7.4 (with NaOH)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Pipette (intracellular) recording solution</td>
			<td></td>
			<td colspan="2">135 KCl, 10 EGTA-acid, 10 HEPES; pH 7.4 (with KOH).</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Bath (extracellular) recording solution/voltage and current-clamp</td>
			<td></td>
			<td colspan="2">125 NaCl, 2 KCl, 10 CaCl2.2H2O, 5 HEPES; pH 7.4 (with NaOH).</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Alexa-594 hydrazine salt stock solution.&#160;</td>
			<td></td>
			<td colspan="2">Prepare a 13.2 mM stock in ddH2O, aliquot (~ 100 &#181;l) and store at -20&#176;C. For use, dilute the stock solutiond 132 fold with pipette solution to a final concentration of 100 mM. After dilution, filter the Alexa-594 containing pipette solution&#160; with a centrifuge tube filter.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Immobilizing agents</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">0.4 % ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate salt (Tricaine)</td>
			<td></td>
			<td colspan="2">Prepare a 0.4% stock solution in 0.2M Tris, pH9 (0.4 g Tricaine/100 ml 0.2 M Tris</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td colspan="2">Adjust pH to 7 with NaOH and store at -20&#176;C.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td colspan="2">For use, dilute the stock solution ~ 25 fold in embryo media</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>250 &#956;M &#945;-bungarotoxin</td>
			<td></td>
			<td colspan="2">Prepare a 250 &#956;M stock in ddH2O (1 mg/500 &#956;l), prepare 100 &#181;l aliquots, and sotre at -20&#176;C.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td colspan="2">For use, dilute 2,500-fold with extracellular solution to a final concentration of 100 nM.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mM Tetrodotoxin</td>
			<td></td>
			<td colspan="2">Prepare a 1 mM stock in ddH2O (1 mg/3 ml), prepare 100 &#181;l aliquots, and sotre at -20&#176;C.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td colspan="2">For use, dilute 2,000-fold with extracellular solution to a final concentration of 500 nM.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

zebrafish in situ spinal cord preparation for electrophysiological recordings from spinal sensory and motor neurons

El pez cebra, introducido por primera vez como un modelo de desarrollo, han ganado popularidad en muchos otros campos. La facilidad de la cría de un gran número de organismos que se desarrollan rápidamente, combinada con la claridad óptica embrionario, sirvió como atributos de peso iniciales de este modelo. Durante las últimas dos décadas, el éxito de este modelo ha sido impulsado además por su susceptibilidad a las pantallas de mutagénesis a gran escala y por la facilidad de transgénesis. Más recientemente, los enfoques de edición gen haber aumentado la potencia del modelo. Para los estudios del desarrollo neurológico, el embrión de pez cebra y larva proporcionan un modelo al que se pueden aplicar varios métodos. Aquí, nos centramos en los métodos que permiten el estudio de una propiedad esencial de las neuronas, excitabilidad eléctrica. Nuestra preparación para el estudio electrofisiológico de neuronas de la médula de pez cebra implica el uso de pegamento veterinario de sutura para asegurar la preparación de una cámara de registro. Los métodos alternativos para la grabacióna partir de embriones de pez cebra y larvas implicar la unión de la preparación a la cámara utilizando un alfiler fino de tungsteno 1, 2, 3, 4, 5. Un pasador de tungsteno es la más utilizada para montar la preparación en una orientación lateral, aunque se ha usado para montar larvas dorsal del lado hasta 4. El pegamento de sutura se ha usado para montar embriones y larvas en ambas orientaciones. Usando el pegamento, una disección mínima se puede realizar, permitiendo el acceso a las neuronas espinales sin el uso de un tratamiento enzimático, evitando así cualquier daño resultante. Sin embargo, para las larvas, es necesario aplicar un tratamiento enzimático breve para eliminar el tejido muscular que rodea la médula espinal. Los métodos descritos aquí se han utilizado para estudiar las propiedades eléctricas intrínsecas de las neuronas motoras, interneuronas, y las neuronas sensoriales en varios developmental etapas 6, 7, 8, 9.

Hemos registrado con éxito de las neuronas Rohon-barba en 17 hpf embriones a través de 7 dpf larvas (Figura 5A y 5B). Cuando se registraron células Rohon-barba, la preparación se monta en el lado dorsal hacia arriba. Dicho montaje permite la identificación inequívoca de células Rohon-Barba sobre la base de sus posiciones dorsal superficial y grandes tamaños soma. La identificación se confirmó adicionalmente por el potencial de membrana en repos...

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Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

Este manuscrito describe métodos para registros electrofisiológicos de neuronas espinales de embriones de pez cebra y larvas. La preparación mantiene las neuronas in situ y a menudo implica la disección mínimo. Estos métodos permiten para el estudio electrofisiológico de una variedad de neuronas de la médula, de la adquisición inicial de la excitabilidad eléctrica a través de las primeras etapas larvales.

El pez cebra<em&gt; In Situ</em&gt; Médula Espinal Preparación para Registros electrofisiológicos de Spinal Sensory y neuronas motoras

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing ...

The overall goal of this preparation is to allow the electrophysiological study of zebrafish spinal neurons in situ at the embryonic and larval stages. The electrophysiological analyses compliment the powerful genetic and imaging approaches that are also possible with the zebrafish model. While the method was originally developed to study rohon beard neurons, we have easily adapted the approach over time and now we can study various types of spinal neurons.Demonstrating the procedure will be Dr.Rosa Moreno, a research associate, with whom I've had the pleasure of collaborating for many years. To begin this procedure remove the black bulb from one glass bore, and replace it with a white rubber adaptor from another glass bore. Next, cut a piece of flexible tubing to a length of about 38 centimeters.Then, attach the flexible tubing via a small, straight polypropylene fitting. To prepare the silicone elastomer add the base and the curing agent to a plastic conical tube at a ratio of four to one. Afterward, mix the elastomer base and curing agent thoroughly.Pour the mixture into two 100 millimeter Petri dishes up to about one millimeter deep in one Petri dish and about 2.5 millimeters deep in the other. Allow the silicone elastomer to cure by exposure to air for four to five days. If cured elastomer is needed sooner, incubate it at 60 degrees Celsius.Afterward, cut out a 3.8 centimeter by 6.3 centimeter rectangle from the one millimeter thick cured elastomer to serve as the bottom of the chamber. From the 2.5 millimeter thick cured silicone cut a rectangle of 3.8 centimeters by 6.3 centimeters. Then from that, cut out an internal rectangle of 2.5 centimeters by five centimeters to generate a frame for the top of the chamber.To make the dissection recording chamber place the thin silicone rectangle directly on top of the glass slide, making sure to remove any air bubbles between the silicone and the glass. Then place the silicone rectangle frame on top of the thin bottom layer of silicone. In this procedure place an embryo in a dissection chamber containing two to three milliliters of ringer's solution.Immobilize the embryo by adding 100 microliters of 0.4%tricaine solution to the chamber. Then pull some injection micro pipettes with long thin tips from the thin wall glass with a micro pipette puller. Attach a pulled glass micro pipette to the glass floor of the glue dispenser.Under the dissecting microscope use tweezers to break the tip of the glass micro pipette resulting in a tip of about 75 micrometers in diameter. Now, load the glass micro pipette with three to five microliters of glue by applying suction through the mouth piece. Bring the glue filled tip to the dissection chamber.Then bring the tip of the glue loaded micro pipette near the head of the embryo while maintaining slight positive pressure to the micro pipette via the mouth tube. Once the tip is near the head of the embryo, apply sufficient positive pressure to expel a small drop of glue onto the bottom of the chamber. Use a dissecting pin to move the embryo towards the drop of glue so that the head makes contact with the glue.Orient the embryo dorsal side up, and press on the head to ensure good contact with the glue. As the glue slowly hardens use the dissecting pin to reposition the embryo so that it lies ventral side down, dorsal side up. Dip the dissecting pin into the drop of glue and drag a few threads of the glue over and across the head of the embryo to further secure its position.Once the head is securely attached to the silicone and the glue has solidified sacrifice the embryo by transection at the hind brain level with another glass micro pipette. Use a fresh glass micro pipette to superficially cut the skin several times at a position caudal the hind brain. Pierce the skin superficially by moving the pipette perpendicular to rostro caudal axis on each side of the trunk for dorsally mounted specimens, or on the exposed side of the trunk for laterally mounted specimens.To create a flap of skin for the tweezers to grab, scrape the skin several times with the micro pipette, at the level of and perpendicularly to the initial cut. Using tweezers, gradually lift the skin flap, and pull the skin caudally. After that, deliver a small drop of glue near the tail of the embryo.Use this glue to attach the tail to the bottom of the dissection chamber. As the glue hardens, adjust the position of the trunk with the dissecting pin to ensure that the trunk remains dorsally oriented, and that it is firmly attached to the chamber. Following this initial dissection, rinse the preparation extensively with ringer's solution to remove the tricaine and debris, and allow the preparation to rest for five minutes.Next, replace the dissection solution with extra cellular recording solution. If needed, add an immobilizing agent to the preparation. Next, transfer the dissection chamber with the mounted embryo to the stage of an upright compound microscope, equipped with a 40 X water immersion long working distance objective.Then mount an empty bore of silicate thick wall glass micro pipette onto the electrode holder of the head stage. Attach the tubing at one end to the air outlet of the electrode holder and at the other end to a three way stop cock. After that, place a mouth piece at one end of another piece of tubing, and attach it to the three way stop cock at the other end.Subsequently, bring the micro pipette tip to the most dorsal portion of the spinal cord, and gently pierce the meninges. Follow with swift, short, sideways movements to loosen the meninges. After the micro pipette tip has traversed the meninges advance and raise the micro pipette to pull the meninges away from the spinal cord.Subsequently move the micro pipette rostorally advancing over one to two hemi segments to expose the rohon beard cells. In our experience, rohon beard neurons are more fragile than other spinal neurons. To maintain them healthy we expose one or two rohon beards at a time.Voltage clamp recordings of outward and inward currents were obtained from the rohon beard neurons in one, two, and seven days post fertilization embryos and larvae. The holding potential was 80 millivolts, and the currents were elicited by a depolarizing step to positive 20 millivolts. In current clamp mode, 0.35 nano amp current injection for one millisecond elicits a single action potential from the rohon beard neurons in both embryos and larvae.In the absence of electrical stimulation, rohon beard neurons do not show spontaneous spiking. The resting potential of the rohon beard neurons becomes increasingly more negative as the development progresses. Once this method is mastered, embryos may be mounted and dissected to expose rohon beards within 10 minutes.As mentioned in the protocol, it is important to understand the factors that determine how quickly the glue hardens. This video highlights the critical steps for recording from spinal neurons in zebrafish.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

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La disección y la Cultura de las neuronas comisurales de médula espinal embrionaria

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Investigación

Neurociencias

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DII-etiquetado de las neuronas DRG para el Estudio de ramificación axonal en una preparación Todo el montaje del cable del ratón embrionario espinal

Here we  present a technique to label the trajectories of small groups of DRG neurons  into the embryonic spinal cord by diffusive staining using the ...

Spinal Cord Transection in the Larval Zebrafish

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