Name: live cell fluorescence microscopy to observe essential processes during microbial cell growth
Uploaded: 2017-11-24T15:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Live Cell Fluorescence Microscopy to Observe Essential Processes During Microbial Cell Growth at JoVE.com

Nous remercions Michael VanNieuwenhze (Université de l’Indiana) pour le don des FDAAs utilisée dans la Figure 2 et Figure 4. Nous remercions les membres du laboratoire brun pour vos commentaires lors de la préparation de ce manuscrit. La recherche en laboratoire brun sur la division et la croissance des cellules a. tumefaciens est pris en charge par la National Science Foundation (IOS1557806).

1. croissance des souches d’a. tumefaciens
<ol><li>
Mise en culture des souches d’a. tumefaciens
	<ol>
<li>Utiliser une pointe en bois de bâton ou pipette stérile pour ensemencer 1 mL de milieu de culture ATGN (voir la liste des matériaux pour la recette) avec une seule colonie de la souche désirée. NOTE : Pour les souches d’a. tumefaciens de l’appauvrissement, l’ATGN doit contenir 1 mM IPTG comme inducteur de maintenir la biosynthèse des protéines essent...

Ce protocole contient une série de procédures d’enquête sur les souches de type sauvage, mutant et appauvrissement de la couche a. tumefaciens . Il est à noter que toutes les procédures répertoriées dans la section protocole peuvent être facilement adapté pour d’autres souches bactériennes avec modifications pour tenir compte des milieux de croissance, des températures et des taux de croissance.
L’utilisation des colorants spécifiques à la cible est un outil précie...

Progression dans le cycle cellulaire bactérienne nécessite la coordination de nombreux processus, y compris la biosynthèse de la membrane et la paroi cellulaire, réplication de l’ADN et la ségrégation et la division cellulaire. Pour bien comprendre la complexité de la biologie de la cellule bactérienne, il est nécessaire d’étudier ces phénomènes essentiels ; Cependant, c’est une tâche non triviale puisque la viabilité cellulaire est compromise lorsque les éléments clés de ces voies sont mutagénisées tant. Microscopie à épifluorescence couplée avec des colorants spécifiques à la cible est une approche puissante pour sonder ces processus essentiels dans le type sauvage et les souches bactériennes mutantes.
Colorants de peptidoglycane spécifique incluent antibiotiques fluorescents (vancomycine-FL, bocillin-FL) et des acides aminés fluorescentes-d (par exemple, 7-hydroxycoumarine-3-carboxylic acide 3-amino-d-alanine, HADA ; 4-chloro-7-nitrobenzofurazan-3-amino-d-alanine , NADA ; tétraméthylrhodamine-3-amino-d-alanine ; TADA). Chez les bactéries Gram-positives, l’utilisation de concentrations sublétales de fluorescents antibiotiques analogues aux sites de la biosynthèse du peptidoglycane de la sonde a été une stratégie efficace pour révéler le peptidoglycane insertion patrons1,2, 3,4. Alors que le marquage fluorescent à la vancomycine a été utilisé pour acquérir des connaissances sur le peptidoglycane modes d’insertion dans des bactéries Gram-négatives fixe5, la membrane externe fournit généralement une barrière de perméabilité qui empêche l’utilisation de la fluorescence antibiotiques comme une sonde pour la biosynthèse du peptidoglycane dans des cellules vivantes. En revanche, des impulsions courtes de fluorescent-d acides aminés ou des acides aminés d avec les groupes fonctionnels bi-orthogonale étiquette par covalence régions d’insertion récente de peptidoglycane dans un large éventail de la vie des cellules bactériennes6,7. Modes d’insertion de peptidoglycane qui ont été observées avec les acides aminés d synthétiques comprennent ponctuée et septale (Escherichia coli et Bacillus subtilis), polar et septale (Agrobacterium tumefaciens et Listeria monocytogenes), seule septale (Staphylococcus aureus) et apicale (Streptomyces venezuelae)6,7. Ces observations indiquent que les bactéries présentent divers patrons de paroi cellulaire biogenèse et que l’utilisation d’acides aminés d synthétiques comme sondes pour l’examen des motifs de croissance est une stratégie utile dans de nombreuses bactéries.
Les colorants qui étiquette les chromosomes bactériens comprennent le liant spécifique petit sillon de l’acide désoxyribonucléique (ADN) (4, 6-diamidino-2-phénylindole ; DAPI) et colorants cyanine de haute affinité (vert et Orange ; Voir la liste des matériaux). DAPI souillant des cellules fixes aide dénombrement des bactéries présentes dans les échantillons environnementaux8, tandis que la coloration DAPI de cellules vivantes est utilisée pour indiquer la viabilité bactérienne9. En revanche, cyanine dyes comme Orange et vert sont souvent décrits comme cellule « morte » imperméants membrane taches d’énumérer des cellules non viables9. Remarquablement, lorsque ces réactifs sont utilisés pour sonder la morphologie du nucléoïde bactérienne au cours de la croissance cellulaire, DAPI, Orange et vert ont été tous avéré membrane perméable et capable de marquage des cellules vivantes10. Dans vivre cellules d’Escherichia coli , DAPI, coloration de l’ADN apparaît diffuse en raison de l’auto-fluorescence du cytoplasme et de cellules colorés au DAPI, des expositions répétées aux rayons ultraviolets (UV) perturbe le nucléoïde structure10. Coloration d’e. coli ou de b. subtilis avec Orange révèle que ce colorant est membrane perméable et fournit la fluorescence longue durée lors de la liaison à l’ADN dans des cellules vivantes sans impact sur la croissance cellulaire, réplication de l’ADN ou ségrégation des chromosomes10 . Ces observations suggèrent que cyanine ADN colorants peuvent être utilisés pour surveiller la morphologie des nucléoïdes au cours de la croissance cellulaire dans beaucoup de bactéries.
Phospholipid-specific stryl colorants tels que N-(3-triethylammoniumpropyl)-4-(6-(4-(diethylamino) phényle) hexatrienyl) dibromure de pyridinium (4-64 ; Voir la liste des matériaux) sont des composés cationiques et associer préférentiellement avec une charge négative phospholipides tels que cardiolipine et phosphatidylglycérol11. Des profils distincts sont observées lorsque 4-64 est utilisé pour indiquer la membrane des bactéries différentes. Chez Escherichia coli, 4-64 est enrichi en polonais, en bandes le long de la paroi latérale et dans les sites de la division de la fin pre-divisional des cellules de12. Chez Bacillus subtilis, 4-64 étiquetage permet la visualisation des lipides spirales13. Agrobacterium tumefaciens, 4-64 étiquettes la membrane externe et on observe un motif caractéristique « fer à cheval » dans lequel le pôle de croissance est dépourvue d’étiquetage14,15. Ces observations indiquent que ces bactéries présentent des distributions de lipides hétérogène en raison de la présence de domaines lipidiques qui contribuent à l’asymétrie cellulaire. Changements dans 4-64 étiquetage telles que la présence de marquage diffus, bulles ou de vésicules, invaginations ou rétrécissement de la membrane peut être instructif pour la caractérisation des mutants qui touchent la distribution ou la biosynthèse des lipides.
Au-delà de la coloration des cellules, il est nécessaire de déterminer la fonction des protéines participant au processus essentiels. La caractérisation de protéines essentielles est techniquement difficile car il n’est pas possible de supprimer les gènes essentiels et d’étudier les conséquences phénotypiques. Ainsi, des approches alternatives qui appauvrissent la protéine ont vu le jour. Par exemple, un gène essentiel peut être mis sous le contrôle d’un promoteur inductible plutôt que son promoteur natif. Promoteurs inductibles répondent aux petites molécules telles que ; zinc16, isopropyl β-d-1-thiogalactopyranoside (IPTG)17,18,19,20,21, arabinose,22,23du vanillate17,, et xylose23, donc la transcription du gène cible cesse et la protéine d’intérêt est épuisée lorsque l’inducteur est supprimé. Les approches alternatives pour épuisement des protéines essentielles d’intérêt incluent riborégulateurs synthétique24 qui utilisent des interactions de petite molécule-RNA faire obstacle à la transcription de gènes cibles, CRISPR interférence25,26 à bloc la transcription des gènes cibles et protéine inductible dégradation27,28 , qui utilise des balises de peptides de protéines cibles pour la dégradation par la protéase ClpXP. Souches de déplétion ne fournissent que peu de temps pour la caractérisation avant les cellules perdent la viabilité, imagerie microscopique des cellules au fil du temps pendant la déplétion protéique est donc une approche puissante pour la caractérisation. En effet, la microscopie des cellules bactériennes vivantes a permis aux chercheurs de mieux comprendre les processus biologiques fondamentaux, y compris les mécanismes d’entretien de forme cellulaire, sécrétion et compartimentation29.
A. tumefaciens est une plante bactérienne pathogène30 et ingénieur en génétique naturelle31,32. Ainsi, des mécanismes associés à la pathogénicité, y compris host-pathogen interactions33,34,35, sécrétion36et hôte transformation30,31, 37 ont été étudiées. Pour concevoir des stratégies pour prévenir les maladies de a. tumefaciens médiation ou améliorer la transformation des plantes, les processus essentiels pour la survie d’a. tumefaciens doivent être mieux comprises. L’utilisation de colorants spécifiques à la cible et le développement récent d’une stratégie de déplétion protéique pour a. tumefaciens18 fournit un moyen d’enquêter sur les processus essentiels.
Ici, des protocoles détaillés pour analyse microscopique des souches de type sauvage, mutant et protéine appauvrissement d’a. tumefaciens sont fournis. Les deux premiers protocoles décrivent comment préparer les cellules et étiquetez-les avec des colorants spécifiques à la cible. Le troisième protocole fournit des directives étape par étape pour préparer les coussinets de gel d’agarose (Figure 1) et l’imagerie des cellules bactériennes (Figure 2, Figure 3, , Figure 4). Ces protocoles peuvent également être adaptés pour d’autres bactéries avec des adaptations supplémentaires pour tenir compte des conditions de milieux différents, les taux de croissance, besoins en oxygène et structures cellulaires.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Bacterial Strains</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agrobacterium tumefaciens C58</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>33970</td>
			<td>Watson B, Currier TC, Gordon MP, Chilton MD, Nester EW. 1975. Plasmid required for virulence of Agrobacterium tumefaciens. J Bacteriol 123:255-264.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agrobacterium tumefaciens C58&#916;tetRA::mini-Tn7T-GM-Ptac-ctrA &#916;ctrA</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Figueroa-Cuilan W, Daniel JJ, Howell M, Sulaiman A, Brown PJB. 2016. Mini-Tn7 insertion in an artificial attTn7 site enables depeltion of the essentail master regulator CtrA in the phytopathogen Agrobacterium tumefaciens. Appl Environ Microbiol. 82:5015-5025.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Media Components</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ATGN Minimal Medium</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>To 1 L of sterilized water add 50 ml 20X Buffer, 50 ml 20X Salts, 12.5 ml 40% glucose. For plates, add 15 g Bacto Agar to 1 L of water and autoclave. Cool to 55 &#176;C and add 50 ml 20X Buffer, 50 ml 20X Salts, 12.5 ml 40% glucose.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20X AT Buffer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Add 214 g/L KH2PO4 to water and adjust pH to 7.0 with sodium hydroxide. Autoclave.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaOH</td>
			<td>Fisher BioReagents</td>
			<td>BP359</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KH2PO4</td>
			<td>Fisher Chemical</td>
			<td>P288</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20X AT Salts</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Add 40 g/L (NH4)2SO4, 3.2 g/L MgSO4&#8226;7H2O, 0.2 g/L CaCl2&#8226;2H2O, and 0.024 g/L MnSO4&#8226;H2O to water. Autoclave.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(NH4)2SO4</td>
			<td>Fisher Chemical</td>
			<td>A701</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgSO4&#8226;7H2O</td>
			<td>Fisher BioReagents</td>
			<td>BP213</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2&#8226;2H2O</td>
			<td>Fisher BioReagents</td>
			<td>BP510</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MnSO4&#8226;H2O</td>
			<td>Fisher Chemical</td>
			<td>M114</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose</td>
			<td>Fisher Chemical</td>
			<td>D16</td>
			<td>Prepare 40% stock in water. Filter sterilize.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bacto Agar</td>
			<td>Fisher BioReagents</td>
			<td>BP1423</td>
			<td>Add 15 g to 1 L of water when preparing plates.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Optional Media Additives</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kanamycin</td>
			<td>GoldBio</td>
			<td>K-120</td>
			<td>Prepare as a 100 mg/ml stock solution in water and filter sterilize. Use at final concentration of 200 &#181;g/ml.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IPTG</td>
			<td>GoldBio</td>
			<td>I2481C5</td>
			<td>Prepare as a 1 M stock solution in water and filter sterilize. Use at final concentration of 1 mM as needed for induction.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscopy Materials</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope Slides</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>12-550D</td>
			<td>25 X 75 X 1.0 mm. Clean with Sparkle glass cleaner.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope Cover Glass</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>12-541-B</td>
			<td>22 X 22 mm. No. 1.5. Clean with Sparkle glass cleaner.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sparkle Glass Cleaner</td>
			<td>Home Depot</td>
			<td>203261385</td>
			<td>Ammonia and alcohol free.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultra Pure Agarose</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>16500-100</td>
			<td>Add to water, PBS, or media to a final concentration of 1 - 1.5%. Melt in microwave and place on 70 C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS</td>
			<td>Fisher BioReagents</td>
			<td>BP399500</td>
			<td>10X solution to be diluted to 1X with sterile water.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Bemis</td>
			<td>PM-999</td>
			<td>Laboratory film used as gasket in agarose pad preparation.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VALAP</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Add equal weights of lanolin, parafin wax, and petroleum jelly to a conical tube. Heat tube in 70 &#176;C dry, bead or water bath to melt and mix. Apply VALAP while still molten.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lanolin Butter</td>
			<td>SAAQIN</td>
			<td>SQ-LAB-R1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petroleum Jelly</td>
			<td>Target Corp.</td>
			<td>06-17644</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraffin Wax</td>
			<td>Crafty Candles</td>
			<td>263012</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Target-specific dyes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMSO</td>
			<td>Fisher BioReagents</td>
			<td>BP231-1</td>
			<td>Use to dilute stock solutions of dyes as needed.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FDAAs (NADA, HADA,TADA)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>FDAAs can be synthesized or acquired through agreement with Mike VanNieuwenhze (Indiana University). Prepare 100 mM stock solution in DMSO. Use at a final concentration of 5 mM.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAPI</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>62247</td>
			<td>Prepare 1 mg/ml stock solution in DMSO. Use at final concentration of 1 &#181;g/ml.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SYTOX Orange Nucleic Acid Stain</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>S11368</td>
			<td>Stock concentration is 5 mM in DMSO. Use at final concentration of 5 &#181;M.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FM4-64</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>T3166</td>
			<td>Prepare 8 mg/ml stock solution in DMSO. Use at final concentration of 8 &#181;g/ml.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dry bath</td>
			<td>Sheldon Manufacturing, Inc.</td>
			<td>52120-200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metallic thermal beads</td>
			<td>Lab Armor</td>
			<td>42370-002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epifluorescence microscope equipped with an EMCDD camera</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Nikon Eclipse TiE equipped with a QImaging Rolera em-c2 1K electron-multiplying charge-coupled-device (EMCCD) camera is used in this work.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

live cell fluorescence microscopy to observe essential processes during microbial cell growth

Le processus cellulaire de base telles que la réplication de l’ADN et la ségrégation, la synthèse des protéines, la biosynthèse de la paroi cellulaire et la division cellulaire s’appuient sur la fonction des protéines qui sont essentielles pour la survie de bactéries. Une série de colorants spécifiques à la cible peut être utilisée comme sondes afin de mieux comprennent ces processus. Coloration avec colorants lipophiles permet l’observation de la structure de la membrane, la visualisation des microdomaines lipidiques et détection des bulles de la membrane. Utilisation des acides aminés fluorescentes-d (FDAAs) pour sonder les sites de la biosynthèse du peptidoglycane peut indiquer des défauts potentiels dans la biogenèse pariétale ou patrons de croissance cellulaire. Enfin, taches d’acide nucléique peuvent indiquer des défauts possibles en ségrégation réplication ou chromosomique d’ADN. Cyanine ADN taches étiquette vivant des cellules et sont adapté pour la microscopie Time-lapse permettant des observations en temps réel de nucléoïde morphologie au cours de la croissance cellulaire. Protocoles pour l’étiquetage de la cellule peuvent être appliqués à des mutants déplétion protéique à repérer les défauts dans la structure de la membrane, biogenèse pariétale ou ségrégation des chromosomes. Par ailleurs, Time-lapse microscopie peut être utilisée pour surveiller les changements morphologiques comme une protéine essentielle est supprimée et peut fournir des indications supplémentaires en fonction de la protéine. Par exemple, l’appauvrissement de la couche de protéines essentielles division cellulaire entraînant filamentation ou ramification, considérant que la déplétion des protéines de croissance cellulaire peut-être causer des cellules à devenir plus courts ou plus rond. Ici, les protocoles pour la croissance cellulaire, l’étiquetage spécifique à la cible et la microscopie Time-lapse sont fournis pour le phytopathogène bactéries Agrobacterium tumefaciens. Ensemble, colorants spécifiques à la cible et le Time-lapse microscopie permettent la caractérisation des processus essentiels dans a. tumefaciens. Enfin, les protocoles fournis peuvent être facilement modifiés pour sonder les processus essentiels chez d’autres bactéries.

Étiquetage du type sauvage spécifique à la cible A. tumefaciens cellules Afin d’illustrer que la morphologie cellulaire n’est pas affecté par les étapes de lavage ou un traitement avec 1 % DMSO (qui sert à diluer les colorants fluorescents), les cellules ont été imagées directement à partir de culture (Figure 2 a, panneau de l’extrême gauche), après avoir lavé les cellules par ...

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Live Cell Fluorescence Microscopy to Observe Essential Processes During Microbial Cell Growth

Comprendre la fonction des processus essentiels chez les bactéries est difficile. Microscopie à fluorescence avec des colorants spécifiques à la cible peut éclairer clé dans la progression de la croissance et cycle cellulaire des cellules microbiennes. Ici, Agrobacterium tumefaciens est utilisé comme une bactérie modèle pour mettre en évidence les méthodes d’imagerie de cellules vivantes pour la caractérisation des processus essentiels.

Vivre la microscopie de Fluorescence cellulaire afin d’observer les processus essentiels au cours de la croissance des cellules microbiennes

Core cellular processes such as DNA replication and segregation, protein synthesis, cell wall biosynthesis, and cell division rely on the function of ...

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