Name: imaging intermediate filaments and microtubules with 2-dimensional direct stochastic optical reconstruction microscopy
Uploaded: 2018-03-06T13:30:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Imaging Intermediate Filaments and Microtubules with 2-dimensional Direct Stochastic Optical Reconstruction Microscopy at JoVE.com

אנו מודים מיכאל Lelek, Orestis Faklaris, ניקולס Bourg לדיון פורה, אנדריי Aristov, אלנה Rensen לעזרה עם טכניקה סופר רזולוציה, דני Seetharaman עבור קריאה זהירה של כתב היד. אנו להכיר בהכרת תודה UtechS BioImaging פוטוני (Imagopole) Citech של מכון פסטר (פריז, צרפת), כמו גם את רשת תשתית צרפת-BioImaging הנתמכים על ידי הסוכנות מחקר לאומי צרפתי (ANR-10-INSB-04; השקעות לעתיד), ולא את Région ile-de-(תוכנית Domaine d'Intérêt Majeur-Malinf) לשימוש של המיקרוסקופ Elyra. עבודה זו נתמכה על ידי הסרטן le ליגה חדר מרווח וחדיש, הסוכנות מחקר לאומי צרפתי (ANR-16-CE13-0019).

1. Coverslips הכנה (יום 1, 30 דקות)
<ol><li>במקום coverslips זכוכית של 18 מ מ nº1.5H (170 מיקרומטר + /-5µm) דקה על מתלה פלסטיק.</li>
	<li>לשים ארון התקשורת גביע 100-mL מלא עם אצטון ומשרים למשך 5 דקות.</li>
	<li>העברת ארון התקשורת גביע 100-mL מלא עם אתנול מוחלטת ומשרים למשך 5 דקות.</li>
	<li>להעביר את המדף גביע 100 מ ל חדש מלא עם אתנול מוחלטת...

<ol>
	<li>Herrmann, H., Aebi, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intermediate+Filaments:+Structure+and+Assembly.">Intermediate Filaments: Structure and Assembly.</a> Cold Spring Harb Perspect Biol. 8 (11), (2016).</li><li>Huber, F., Boire, A., Lopez, M. P., Koenderink, G. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cytoskeletal+crosstalk:+when+three+different+personalities+team+up.">Cytoskeletal crosstalk: when three different personalities team up.</a> Curr Opin Cell Biol. 32, 39-47 (2015).</li><li>Leduc, C., Etienne-Manneville, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intermediate+filaments+in+cell+migration+and+invasion:+the+unusual+suspects.">Intermediate filaments in cell migration and invasion: the unusual suspects.</a> Curr Opin Cell Biol. 32, 102-112 (2015).</li><li>Heilemann, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subdiffraction-resolution+fluorescence+imaging+with+conventional+fluorescent+probes.">Subdiffraction-resolution fluorescence imaging with conventional fluorescent probes.</a> Angew Chem Int Ed Engl. 47 (33), 6172-6176 (2008).</li><li>Gevaux, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nobel+Prize+in+Chemistry:+seeing+the+nanoscale.">Nobel Prize in Chemistry: seeing the nanoscale.</a> Nat Nanotechnol. 9 (11), 878 (2014).</li><li>Betzig, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+intracellular+fluorescent+proteins+at+nanometer+resolution.">Imaging intracellular fluorescent proteins at nanometer resolution.</a> Science. 313 (5793), 1642-1645 (2006).</li><li>Rust, M. J., Bates, M., Zhuang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sub-diffraction-limit+imaging+by+stochastic+optical+reconstruction+microscopy+(STORM).">Sub-diffraction-limit imaging by stochastic optical reconstruction microscopy (STORM).</a> Nat Methods. 3 (10), 793-795 (2006).</li><li>Metcalf, D. J., Edwards, R., Kumarswami, N., Knight, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Test+samples+for+optimizing+STORM+super-resolution+microscopy.">Test samples for optimizing STORM super-resolution microscopy.</a> J Vis Exp. (79), (2013).</li><li>Dempsey, G. T., Vaughan, J. C., Chen, K. H., Bates, M., Zhuang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+fluorophores+for+optimal+performance+in+localization-based+super-resolution+imaging.">Evaluation of fluorophores for optimal performance in localization-based super-resolution imaging.</a> Nat Methods. 8 (12), 1027-1036 (2011).</li><li>Dempsey, G. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+user's+guide+to+localization-based+super-resolution+fluorescence+imaging.">A user's guide to localization-based super-resolution fluorescence imaging.</a> Methods Cell Biol. 114, 561-592 (2013).</li><li>van de Linde, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+stochastic+optical+reconstruction+microscopy+with+standard+fluorescent+probes.">Direct stochastic optical reconstruction microscopy with standard fluorescent probes.</a> Nat Protoc. 6 (7), 991-1009 (2011).</li><li>Chazeau, A., Katrukha, E. A., Hoogenraad, C. C., Kapitein, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Studying+neuronal+microtubule+organization+and+microtubule-associated+proteins+using+single+molecule+localization+microscopy.">Studying neuronal microtubule organization and microtubule-associated proteins using single molecule localization microscopy.</a> Methods Cell Biol. 131, 127-149 (2016).</li><li>Olivier, N., Keller, D., Rajan, V. S., Gonczy, P., Manley, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simple+buffers+for+3D+STORM+microscopy.">Simple buffers for 3D STORM microscopy.</a> Biomed Opt Express. 4 (6), 885-899 (2013).</li><li>Eliasson, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intermediate+filament+protein+partnership+in+astrocytes.">Intermediate filament protein partnership in astrocytes.</a> J Biol Chem. 274 (34), 23996-24006 (1999).</li><li>Leduc, C., Etienne-Manneville, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+of+microtubule-associated+motors+drives+intermediate+filament+network+polarization.">Regulation of microtubule-associated motors drives intermediate filament network polarization.</a> J Cell Biol. 216 (6), 1689-1703 (2017).</li><li>Gan, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vimentin+Intermediate+Filaments+Template+Microtubule+Networks+to+Enhance+Persistence+in+Cell+Polarity+and+Directed+Migration.">Vimentin Intermediate Filaments Template Microtubule Networks to Enhance Persistence in Cell Polarity and Directed Migration.</a> Cell Syst. 3 (5), 500-501 (2016).</li><li>Nieuwenhuizen, R. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Co-Orientation:+Quantifying+Simultaneous+Co-Localization+and+Orientational+Alignment+of+Filaments+in+Light+Microscopy.">Co-Orientation: Quantifying Simultaneous Co-Localization and Orientational Alignment of Filaments in Light Microscopy.</a> PLoS One. 10 (7), e0131756 (2015).</li><li>Yang, Z., Wang, K. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glial+fibrillary+acidic+protein:+from+intermediate+filament+assembly+and+gliosis+to+neurobiomarker.">Glial fibrillary acidic protein: from intermediate filament assembly and gliosis to neurobiomarker.</a> Trends Neurosci. 38 (6), 364-374 (2015).</li><li>Maslehaty, H., Cordovi, S., Hefti, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Symptomatic+spinal+metastases+of+intracranial+glioblastoma:+clinical+characteristics+and+pathomechanism+relating+to+GFAP+expression.">Symptomatic spinal metastases of intracranial glioblastoma: clinical characteristics and pathomechanism relating to GFAP expression.</a> J Neurooncol. 101 (2), 329-333 (2011).</li><li>Hol, E. M., Pekny, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glial+fibrillary+acidic+protein+(GFAP)+and+the+astrocyte+intermediate+filament+system+in+diseases+of+the+central+nervous+system.">Glial fibrillary acidic protein (GFAP) and the astrocyte intermediate filament system in diseases of the central nervous system.</a> Curr Opin Cell Biol. 32, 121-130 (2015).</li><li>Skalli, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Astrocytoma+grade+IV+(glioblastoma+multiforme)+displays+3+subtypes+with+unique+expression+profiles+of+intermediate+filament+proteins.">Astrocytoma grade IV (glioblastoma multiforme) displays 3 subtypes with unique expression profiles of intermediate filament proteins.</a> Hum Pathol. 44 (10), 2081-2088 (2013).</li><li>Endesfelder, U., Malkusch, S., Fricke, F., Heilemann, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+method+to+estimate+the+average+localization+precision+of+a+single-molecule+localization+microscopy+experiment.">A simple method to estimate the average localization precision of a single-molecule localization microscopy experiment.</a> Histochem Cell Biol. 141 (6), 629-638 (2014).</li><li>Whelan, D. R., Bell, T. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Image+artifacts+in+single+molecule+localization+microscopy:+why+optimization+of+sample+preparation+protocols+matters.">Image artifacts in single molecule localization microscopy: why optimization of sample preparation protocols matters.</a> Sci Rep. 5, 7924 (2015).</li><li>Ovesny, M., Krizek, P., Borkovec, J., Svindrych, Z., Hagen, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ThunderSTORM:+a+comprehensive+ImageJ+plug-in+for+PALM+and+STORM+data+analysis+and+super-resolution+imaging.">ThunderSTORM: a comprehensive ImageJ plug-in for PALM and STORM data analysis and super-resolution imaging.</a> Bioinformatics. 30 (16), 2389-2390 (2014).</li><li>Olivier, N., Keller, D., Gonczy, P., Manley, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resolution+doubling+in+3D-STORM+imaging+through+improved+buffers.">Resolution doubling in 3D-STORM imaging through improved buffers.</a> PLoS One. 8 (7), e69004 (2013).</li><li>Nahidiazar, L., Agronskaia, A. V., Broertjes, J., van den Broek, B., Jalink, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimizing+Imaging+Conditions+for+Demanding+Multi-Color+Super+Resolution+Localization+Microscopy.">Optimizing Imaging Conditions for Demanding Multi-Color Super Resolution Localization Microscopy.</a> PLoS One. 11 (7), e0158884 (2016).</li><li>Huang, B., Wang, W., Bates, M., Zhuang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-dimensional+super-resolution+imaging+by+stochastic+optical+reconstruction+microscopy.">Three-dimensional super-resolution imaging by stochastic optical reconstruction microscopy.</a> Science. 319 (5864), 810-813 (2008).</li><li>Mikhaylova, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resolving+bundled+microtubules+using+anti-tubulin+nanobodies.">Resolving bundled microtubules using anti-tubulin nanobodies.</a> Nat Commun. 6, 7933 (2015).</li><li>Nieuwenhuizen, R. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measuring+image+resolution+in+optical+nanoscopy.">Measuring image resolution in optical nanoscopy.</a> Nat Methods. 10 (6), 557-562 (2013).</li><li>Schnitzbauer, J., Strauss, M. T., Schlichthaerle, T., Schueder, F., Jungmann, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Super-resolution+microscopy+with+DNA-PAINT.">Super-resolution microscopy with DNA-PAINT.</a> Nat Protoc. 12 (6), 1198-1228 (2017).</li></ol>

שלבים קריטיים בפרוטוקול
אנו מציגים כאן פרוטוקול אשר ממזערת חפצים של תמונות dSTORM של microtubules, IFs גלייה. חפצים יכולים להיווצר בכל צעד של הכנת הדוגמא, הדמיה: יציבות, חסימת, immunolabeling, להיסחף במהלך הרכישה, בלתי אופטימאליים מהבהב תנאים23. אנחנו ברשימה להלן השלבים ?...

Cytoplasmic ביניים (IFs) זיריהם nm 10-קוטר הומו - או heteropolymers של קבוצת תאים סוג משנה ספציפית של אם חלבונים. IFs להשתתף מגוון רחב של פונקציות הסלולר כגון תגובות תנועתיות, התפשטות, מתח התא. תפקידם מפתח מודגשת על ידי העובדה כי מחלות אנושיות יותר מ-90 נגרמות ישירות על ידי מוטציות בחלבונים אם; למשל, שינויים בהרכב אם מלווה בצמיחה הגידול והפצת1,2,3. שם גדל ראיות שלוש מערכות שלד התא לעבוד בשיתוף פעולה כדי הפונקציות הסלולר כגון תא קיטוב, מחלקת ההגירה2,3. מאז יש זוג חזק בין אדריכלות מרחבי פונקציות, זה הכרחי לקבל תובנות בארגון המבני של IF זיריהם אחרים ולהבין טוב יותר את cytoskeletal צולבות לדבר. מאמר זה מספק פרוטוקול לבצע את dSTORM כפול-צבע (ישיר סטוכסטי אופטי שחזור מיקרוסקופ) טכניקה רזולוציה סופר4 , איך זה משמש כדי לחקור את האינטראקציה בין אם ו microtubules, קבוע, תרבותי תאים ובדו מימד (2D).
פותחו מספר שיטות זיהוי סופר האחרונות בעשור התגליות שם היו על המקור של פרס נובל לכימיה בשנת 20145. בין כל שיטות אלה שקרים השיטות מבוססות על לוקליזציה מולקולה בודדת כמו פאלם6 (Photo-Activated לוקליזציה מיקרוסקופ) העושה שימוש photoswitchable פלורסנט חלבונים, סופה7 עם זוגות של fluorophores או dSTORM4 עם fluorophores קונבנציונלי. כל שיטות אלה מבוססות על אותו עיקרון אשר מורכב (i) הבורר של רוב הכתבים פלורסנט למצב "כבוי" "(הלא-פלורסנט), (ii) ההפעלה סטוכסטי של קבוצת משנה של אותם לתוך פלורסנט המדינה כדי להתאים לשפה שלהם מיקום מרחבי עם דיוק ננומטר, וכן (iii) החזרה על התהליך הזה על מנת להפעיל כמה שיותר קבוצות משנה של fluorophores ככל האפשר. תמונה סופית הוא שיחזר באמצעות כל הגרסא המקומית של מולקולות מופעל, מתן החלטה לרוחב ל ~ 20-40 ננומטר. מספר מערכות אופטיות ממוסחר ומאפשר דקל/סופה זמינים כעת עבור ביולוגים לניסויים שגרתית. . מערכת אחת כזאת שימשה ללמוד איגוד מבניים microtubules, IFs. בין כל מולקולה בודדת המבוסס על לוקליזציה השיטות, הטכניקה dSTORM כפול-צבע נבחר, כי זה גם מתאים להתבונן אזורים מחליפי דק מאוד (< 1 מיקרומטר) של תאים חסיד יכולה לספק שיפור משמעותי של רזולוציית תמונה השקעה מינימלית של זמן וכסף. אכן, dSTORM היא טכניקה צדדי ונוח מאוד תואם תקן צבעים אורגניים בשימוש שגרתי עבור צביעת סלולרית ו- immunofluorescence.
בעוד תמונות dSTORM צבע אחד הם פשוטים יחסית להשיג באמצעות fluorophore את, Alexa6478, dSTORM צבע כפול דורש כדי למטב את תנאי הניסוי כך שני צבעי יכולה למצמץ כראוי במאגר שבחרת, במיוחד כאשר יש מוגבלת עוצמת הלייזר. ניירות מעולה כבר זמינים על שיטות כדי להגדיר צבע רב הדמיה עם dSTORM9,10,11,12,13, הניירות האלה להסביר בפירוט את מקורות אפשריים רזולוציית תמונה מפורק והאיורים וכן כיצד להתגבר עליהם. מאמר זה, התנאים ניסיוני אופטימלית קיבוע תאים, immunostaining, הכנת הדוגמא, הדמיה רכישה ושחזור תמונות מתוארות על מנת לרכוש תמונות של רשתות צפופות אם cytoplasmic microtubules ב גלייה עם dSTORM צבע כפול. בקצרה, שיטת החילוץ/קיבוע המתוארים Chazeau ואח12 היה מותאם גלייה ומשמש בצעד קיבוע שאחרי, ריכוז נוגדנים ממוטבת, מאגר סערה עם 10 מ מ MEA שמתואר דמפסי9 ואח שהיה מצא אופטימלי כדי להפוך את ניסיוני להגדיר סוג הדגימה.
גלייה אקספרס בעיקר שלושה סוגים של חלבונים אם: vimentin, nestin ו- GFAP (חלבון fibrillary חומצי גליה). חלבונים אלה שלושה הראו להם במשותף פולימריזציה האסטרוציטים14. הראנו קודם לכן באמצעות רזולוציה סופר מובנה תאורה מיקרוסקופ (SR SIM) כי ניתן למצוא חלבונים אם שלושת אלה באותה נימה אם יחיד, כי הם מציגים את דומה הפצה ודינמיקה תאי גליה 15. בשל הדמיון בין החלבונים אם שלוש, vimentin מכתים שימש ככתב עבור הרשת אם כל. שימוש dSTORM, הצלחנו לפתור כמה צרורות אם טופס לאורך microtubules, דבר שלא היה אפשרי עם עקיפה מוגבלת מיקרוסקופ טכניקות15. תצפיות אלה עשוי לעזור כדי להבין איך vimentin IFs תבנית microtubules ולווסת את מסלול הצמיחה שלהם, לקידום שמירה על ציר קוטביות במהלך ההעברה תא16. תמונות ברזולוציה סופר סיפק מידע מפתח האינטראקציה הדדית של שתי תת-מערכות cytoskeletal, והביא תובנה הקישור בין האגודה מרחבי פונקציה מקומיים אשר יכול להיות הסלולרי-סוג ספציפי17. באופן כללי, ניתן להשתמש בצבעים dual dSTORM ללמוד crosstalk בין אלמנטים cytoskeletal או סוגים אחרים של organelles, ובלבד תנאים טובים immunostaining נגישים מבחינת צפיפות וספציפיות. טכניקה זו יהיה שימושי כדי לאפיין טוב יותר את השינויים שלד התא במהלך astrogliosis, ב גליובלסטומה, הגידול הנפוץ ביותר, ממאיר ביותר של מערכת העצבים המרכזית, איפה הביטוי של חלבונים אם שינו 18 ,19,20,21.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Minimum Essential Media (MEM)</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>41090-028</td>
			<td>cell culture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>non essential amino acid</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>1140-050</td>
			<td>cell culture 1/100e</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin-Streptomycin</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>15140-122</td>
			<td>cell culture 1/100e</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>F&#339;tal Bovine Serum</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>10270-106</td>
			<td>cell culture 1/10e</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0,05 % Trypsin-EDTA (1X)</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>25300-054</td>
			<td>cell culture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS 10x</td>
			<td>fischer scientific</td>
			<td>11540486</td>
			<td>cell culture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>coverslip 18 mm n&#176;1,5H</td>
			<td>Marienfield/Dominic dutsher</td>
			<td>900556</td>
			<td>coverslips</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>paraformaldehyde (PFA) solution</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>F8775</td>
			<td>cell fixation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>glutaraldehyde</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G5882</td>
			<td>cell fixation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>triton X100</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T9284</td>
			<td>non ionic surfactant. Used for cell fixation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sodium borohydride (NaBH4)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>452904-25ML</td>
			<td>cell fixation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BSA</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>A7906</td>
			<td>sample passivation 3% in PBS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monoclonal Anti-Vimentin (V9) antibody produced in mouse</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>V6630</td>
			<td>primary antibodies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rat anti alpha tubulin</td>
			<td>Biorad</td>
			<td>MCA77G</td>
			<td>primary antibodies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Goat anti-Rat IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor 555</td>
			<td>Fisher scientific</td>
			<td>10635923</td>
			<td>secondary antibodies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Donkey anti-Mouse IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor 647</td>
			<td>Fisher scientific</td>
			<td>10226162</td>
			<td>secondary antibodies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TetraSpeck Microspheres, 0.1 &#181;m, fluorescent blue/green/orange/dark red</td>
			<td>Fisher scientific</td>
			<td>T7279</td>
			<td>fluorescent beads</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chamlide magnetic chamber</td>
			<td>Live Cell Instrument</td>
			<td>CM-B18-1</td>
			<td>magnetic sample holder, maximum volume 1,2 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cysteamine (MEA)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>30070</td>
			<td>for the blinking buffer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>glucose oxidase from Aspergillus niger</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G0543</td>
			<td>for the blinking buffer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>glucose</td>
			<td>sigma</td>
			<td></td>
			<td>for the blinking buffer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>catalase from bovine liver</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C9322</td>
			<td>for the blinking buffer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tris (trizma)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T1503</td>
			<td>for the blinking buffer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wash-N-Dry&#160;coverslip rack</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>Z688568</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P7793-1EA</td>
			<td>paraffin film</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ultrasonic cleaner</td>
			<td>Fisher scientific</td>
			<td>15-335-6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>plasma cleaner</td>
			<td>Harrick plasma</td>
			<td>PDC-32G-2</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

imaging intermediate filaments and microtubules with 2-dimensional direct stochastic optical reconstruction microscopy

שלד התא, המורכב אקטין שמתרגם microtubules, חוטים ביניים (אם), ממלא תפקיד מרכזי בשליטה על צורת התא קוטביות, תנועתיות. הארגון של רשתות אקטין, microtubule נחקרה בהרחבה, אבל זה של IFs לא עדיין במלואו מאופיין. אם יש קוטר ממוצע של 10 ננומטר וטופס רשת חובק הציטופלסמה של התא. הם קשורים פיזית עם אקטין, microtubules דרך המנועים המולקולריים, cytoskeletal linkers. חזק זו בלב מנגנוני הרגולציה להבטיח ברגולציה מתואמת של שלוש הרשתות cytoskeletal הדרושים עבור רוב הפונקציות התא. לכן חשוב להמחיש IFs לבד וגם עם כל אחד cytoskeletal הרשתות האחרות. עם זאת, אם רשתות הן וצפופה רוב סוגי תאים, במיוחד בתאי גליה, מה שהופך את הרזולוציה שלה מאוד קשה להשיג עם מיקרוסקופ קרינה פלואורסצנטית רגילה (לרוחב ברזולוציה של ~ 250 ננומטר). ישיר סטוכסטי אופטי שחזור מיקרוסקופ (dSTORM) היא טכניקה המאפשרת רווח רוחבי ברזולוציה של סדר גודל אחד. כאן, אנו מראים כי dSTORM הלטראלי הרזולוציה מספיקה לפתור הארגון צפופה של הרשתות אם ושל, בפרט, אם חבילות סביב microtubules. איגוד חזק כזה סביר להניח להשתתף בוויסות מתואמת של שתי רשתות אלה מאי, להסביר איך vimentin IFs תבנית לייצב את הארגון microtubule וכן יכולת להשפיע microtubule תלויים vesicular סחר. באופן כללי יותר, אנו מראים איך התצפית של שני רכיבים cytoskeletal בטכניקה בצבעים dual dSTORM מביאה תובנה חדשה שלהם אינטראקציה הדדית.

מיקרוסקופ מצויד עם 50 mW 405 ננומטר ו- 100 מגוואט 488, 561, 642 nm solid-state לייזרים, EMCCD 512 x 512 מצלמה, אלפא מתכננים Apo 100 X / 1.46 אובייקטיבית, הלהקה לעבור 570-650 / ארוך מסננים פליטה 655 שימשו את התוצאות נציג שיובאו להלן.
איור 1A נותן דוגמא של מולקולה ?...

Watch this Scientific Journal Video about Imaging Intermediate Filaments and Microtubules with 2-dimensional Direct Stochastic Optical Reconstruction Microscopy at JoVE.com

Imaging Intermediate Filaments and Microtubules with 2-dimensional Direct Stochastic Optical Reconstruction Microscopy

הדמיה חוטים ביניים Microtubules עם מיקרוסקופ 2-ממדי ישירה שחזור אופטי סטוכסטי

המטרה הכוללת של מתודולוגיה זו היא לתת את התנאים ניסיוני אופטימלית של הכנת הדוגמא ייבוא תמונות ושיחזור על מנת לבצע צבע כפול 2D תמונות dSTORM של microtubules חוטים ביניים בתאים קבוע

The cytoskeleton, composed of actin microfilaments, microtubules, and intermediate filaments (IF), plays a key role in the control of cell shape, ...

The overall goal of this methodology is to create the optimal experimental conditions from sample preparation to image acquisition and reconstruction in order to perform 2D dual-colored D-STORM imaging of microtubules and intermediate filaments in fixed cells. This method can help characterize the physical interactions between dense and complex cytoskeletal networks such as intermediate filaments and microtubules. The main advantage of this technique is that it allows the observation of cellular structures, which are not resolved with conventional fluorescence microscopy.Visual demonstration of this method is critical as the control of sample preparation and acquisition of robe-linking data is crucial in order to limit the generation of artifacts. After growing U373 cells according to the text protocol, fix the cells by first using PBS to wash them once. Then, remove the PBS and add one milliliter per well of preheated extraction fixation solution.Incubate the cells at room temperature for 60 seconds. Then remove the solution and add one milliliter per well of freshly prepared and preheated 4%PFA diluted in cytoskeleton buffer. Place the 12-well plate back into the incubator at 37 degrees Celsius for 10 minutes.Then remove the PFA and add three milliliters of PBS per well. Use PBS to wash the cells twice. Then remove the PBS and add freshly prepared 10 millimolars sodium borohydride diluted in PBS in order to quench the autofluorescence from the glutaraldehyde.Incubate the cells at room temperature for seven minutes and transfer the recycled sodium borohydride into a specific bin. Use PBS to wash the wells three times for five minutes each. Then remove the PSB and add 5%BSA in PBS as a blocking solution.After immunostaining samples and preparing solutions in buffers according to the text protocol, mount the coverslip containing the labeled cells on a magnetic sample holder. And add the imaging buffer to completely fill the chamber. Apply the lid and make sure that there are no air bubbles between the imaging buffer and the lid.Using absolute ethanol, clean the bottom of the sample and verify that there are no leaks. Then if necessary, use grease to properly seal the sample hold. To carry out imaging, switch on the microscope and the acquisition software.Set up the acquisition parameters according to the text protocol, using the 100-fold NA 1.46 objective, the 1.6-fold Optivar lens, and the TIRF UHP mode. Create a 647 track to image the vimentin filaments labeled with Alexa Fluor 647. Select the 405 and 642 nanometer laser lines and the LP 655 emission filter.Then, create a 555 track to image the microtubules labeled with Alexa Fluor 555. Select the 561, 488, and 405 nanometer laser lines to image the fluorophores and the BP 570 to 650 emission filter. Next, add oil to the objective and place the sample on the lens.Then, select the locate tab and open the shutter of the fluorescence lamp. Find the focus and use the eyepiece to look for the cells to image. Then use the joystick to position the cells in the center of the field.Click on the acquisition tab to return to acquisition mode. Then select the 647 track and set the 642 laser power to 0.2%and the 405 laser power to its minimal value. Set the exposure time to 50 milliseconds and the gain to 50.Then choose continuous acquisition mode to observe the cell on the screen. Make sure that there is at least one fluorescent bead in the field of view. Use an autoscale mode for the display and adjust the focus.Next, take a wide field epifluorescence image of the vimentin network by clicking on snap and save the image. To check TIRF illumination, click on TIRF, press continuous, adjust the acquisition parameters in order to have a homogenous field of illumination. Then press snap and save the image.Check the 555 track. Uncheck the 647 track, and select the 555 track. Take an epifluorescence image of the microtubule network and save it.Then take a TIRF image and save it. Now, check the 647 track. Uncheck the 555 track, and select the 647 track.Set the gain to zero and the exposure time to 10 milliseconds. Then press continuous. Set the 642 nanometer laser power to 100%in order to pump most of the Alexa 647 dyes to the dark state.Once the fluorophores start blinking, increase the exposure to 15 milliseconds and the gain to 300. Use the range indicator mode to verify that single molecule signals do not saturate the camera as indicated by the red color. In that case, decrease the gain until the saturation disappears.The beads will remain saturated at the beginning of the acquisition. Press stop to discontinue observation of the cell. Expand the online processing tool and click online processing PALM to visualize the STORM image during acquisition.Use nine for the peak mask size and six for the peak intensity to noise. Now, press start acquisition. During acquisition, refocus on the cell if necessary.Adjust the exposure time and eventually switch on the 405 nanometer laser line starting at the 0.001%to keep a medium density of fluorophores with a minimum distance of one micrometer between single molecules. Make sure that the peak of localization precision on the histogram below the reconstructed image is centered around or below 10 nanometers. Press stop to end the movie when more than one million localizations have been reached.Save the raw data from the STORM acquisition with the CZI format. Then in the channels tool, check track 555, uncheck track 647, and select track 555. Next, press the continuous button.Set the exposure time to 30 milliseconds and the gain to zero. Then set both 488 and 561 lasers to 100%to pump Alexa 555 dyes to the dark state. Use the HILO mode of illumination.Once the fluorophores are depleted, press stop. Set the gain to 250 and decrease the 488 laser to 50%Use the range indicator to check that single molecules do not saturate the camera. If that is the case, decrease the gain.Now, press start acquisition. During acquisition, increase the gain gradually to reach the limit of saturation. Increase step-by-step the 405 nanometer laser power to activate the molecules and reach a medium density in the field of view.Decrease the 488 nanometer laser power to 30%when the 405 laser is about 15%Then decrease gradually the 488 while increasing the 405 laser power in order to keep the blinking of the molecules as fast as possible and with a medium density. The 488 laser line coupled with the 561 excitation laser at maximal intensity increases both the on and off rates of the fluorophores, whereas the 405 laser line only increases the on rate. Stop the acquisition when 500, 000 localizations or more have been reached or when no more molecules are blinking.Then save the raw data from the STORM acquisition with the CZI format. To carry out image reconstruction using the PAL-Drift tool, choose the model-based correction type with automatic segments with a maximum size of eight. Press apply multiple times in a row until the drift is corrected.This model-based correction applies an algorithm based on cross-correlation analysis, which corrects the drift. Using the PAL filter tools, improve the appearance of the STORM image by selecting only the molecules which were best localized. For example, limit the localization precision to 30 nanometers and the PSF to 120 to 180 nanometers.With the PAL-Render tool, use a pixel resolution of five or 10 nanometers and parameters according to the text protocol. Select render auto dynamic range HR with a 95%value and render auto dynamic range SWF with a 90%value. Then select render best quality.In the PALM menu of the processing tab, select PALM convert. Press select and then apply. Finally, save the created image with the format LSM and not CZI.This figure shows a typical example of a D-STORM image of vimentin filaments immuno-labeled with Alexa 647. The increase in resolution can clearly be observed upon comparison with the image acquired with a standard, wide-field microscope. The fluorescence intensity profiles presented in this graph show that super resolution microscopy imaging allows the resolution of vimentin bundles.The D-STORM resolution is sufficient to count the number of filaments present in the bundles. Shown here is a typical example of the dual-colored D-STORM imaging of vimentin and microtubule networks immuno-labeled with Alexa 647 and Alexa 555, respectively. Good vimentin images should have at least 5, 000 localizations per micrometer squared and 2, 500 per micrometer squared for microtubules.Once mastered, this technique can be done in three days if it performed properly. While attempting this procedure, it is important to adapt the methods of fixation and parametrization to the protein that would be imaged. For example, fixation with only glutaraldehyde gives poor results for intermediate filaments, but is best for microtubule fixation.It is important to remember to use freshly prepared samples and solutions, especially MEA, whose pH has to be carefully adjusted. After its development, this technique paved the way for researchers in the field of cell biology to explore the morphology of nanoscopic cellular structures. After watching this video, you should have a good understanding of how to perform sample preparation, image acquisition, and reconstruction of 2D dual-colored D-STORM images of intermediate filaments and microtubules.Don't forget that working with some solutions, especially PFA, NABH4 can be extremely hazardous and precautions such as wearing gloves, working under the chemical hood, and using specific bins should always been taken while performing this procedure.

Research

JoVE Journal

Biology

Labeling Stem Cells with Fluorescent Dyes for non-invasive Detection with Optical Imaging

תיוג בתאי גזע עם צבעי ניאון על איתור פולשני עם דימות אופטי

Optical imaging (OI) is an easy, fast and inexpensive tool for in vivo monitoring of new stem cell based therapies. The technique is based on ex vivo ...

Proper Care and Cleaning of the Microscope

טיפול ניקוי נאות של המיקרוסקופ

Keeping the microscope optics clean is important for high-quality imaging. Dust, fingerprints, excess immersion oil, or mounting medium on or in a ...

Major Components of the Light Microscope

הרכיבים העיקריים של מיקרוסקופ אור

The light microscope is a basic tool for the cell biologist, who should have a thorough understanding of how it works, how it should be aligned for ...

Phase Contrast and Differential Interference Contrast (DIC) Microscopy

Phase Contrast and Differential Interference Contrast DIC Microscopy

שלב ניגודיות הפרעות דיפרנציאלי ניגודיות (DIC) מיקרוסקופית

Phase-contrast microscopy is often used to produce contrast for transparent, non light-absorbing, biological specimens. The technique was discovered by ...

Imaging Exocytosis in Retinal Bipolar Cells with TIRF Microscopy

הדמיה Exocytosis בתאים עם הפרעה דו רשתית מיקרוסקופית TIRF

Total internal reflectance fluorescence (TIRF) microscopy is a technique that allows the study of events happening at the cell membrane, by selective ...

Direct Imaging of ER Calcium with Targeted-Esterase Induced Dye Loading (TED)

Direct Imaging of ER Calcium with Targeted-Esterase Induced Dye Loading TED

הדמיה ישירה של סידן ER עם ממוקד esterase מושרה טעינת צבע (טד)

Visualization of calcium dynamics is important to understand the role of calcium in cell physiology. To examine calcium dynamics, synthetic fluorescent ...

Imaging and 3D Reconstruction of Cerebrovascular Structures in Embryonic Zebrafish

הדמיה ו3D שחזור של מבני כלי דם במוח בעוברי דג הזברה

Zebrafish are a powerful tool to study developmental biology and pathology in vivo.  The small size and relative transparency of zebrafish embryos make ...

In Vivo 4-Dimensional Tracking of Hematopoietic Stem and Progenitor Cells in Adult Mouse Calvarial Bone Marrow

In Vivo 4-Dimensional Tracking of Hematopoietic Stem and Progenitor Cells in Adult Mouse Calvarial Bone Marrow

במעקב 4 ממדי Vivo של תאי גזע ואבות היווצרות דם במבוגרי עכבר calvarial מח עצם

Through a delicate balance between quiescence and proliferation, self renewal and production of differentiated progeny, hematopoietic stem cells (HSCs) ...

Tandem High-pressure Freezing and Quick Freeze Substitution of Plant Tissues for Transmission Electron Microscopy

הקפאה בלחץ גבוהה טנדם ומהיר הקפאת חילוף של צמח רקמות למיקרוסקופים אלקטרונים חודרים

Since the 1940s transmission electron microscopy (TEM) has been providing biologists with ultra-high resolution images of biological materials. Yet, ...

Three-dimensional Super Resolution Microscopy of F-actin Filaments by Interferometric PhotoActivated Localization Microscopy (iPALM)

Three-dimensional Super Resolution Microscopy of F-actin Filaments by Interferometric PhotoActivated Localization Microscopy iPALM

תלת מימדי סופר רזולוציה מיקרוסקופית של סיבים F- אקטין ידי interferometric PhotoActivated לוקליזציה מיקרוסקופית (iPALM)

Fluorescence microscopy enables direct visualization of specific biomolecules within cells. However, for conventional fluorescence microscopy, the spatial ...