Name: single molecule fluorescence in situ hybridization (smfish) analysis in budding yeast vegetative growth and meiosis
Uploaded: 2018-05-25T15:00:00
Duration: 9 min 28 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Single Molecule Fluorescence In Situ Hybridization smFISH Analysis in Budding Yeast Vegetative Growth and Meiosis at JoVE.com

Wir bedanken uns bei Anne Dodson und Stephanie Heinrich für Ratschläge, wie Sie das SmFISH-Protokoll zu optimieren, Xavier Darzacq für helfen bei der Analyseplattform, Haiyan Huang für Anregungen über die statistische Auswertung. Diese Arbeit wurde mit Mitteln der March of Dimes (5-FY15-99), Pew Charitable Trusts (00027344), Damon Runyon Cancer Research Foundation (35-15) und Glenn Foundation zu EÜ und NSF Graduate Research Fellowship Grant No unterstützt. DGE-1106400, JC.

Hinweis: Alle Puffer und in diesem Protokoll verwendeten Medien sind in Tabelle 1aufgeführt. Die Herstellerinformationen für Reagenzien wird in der Tabelle der Materialienaufgeführt.
Tag 1/Tag 1-2:
Hinweis: Für die vegetative Kultur wachsen Sie Zellen zu einem OD-600 von 0,4 bis 0,6 in ein bevorzugtes Medium. Induzieren Sie für die meiotische Kultur Zellen Meiose eine bevorzugte Methode (in der Regel in einem OD-600 von 1,85 Kultivierung) zu unterziehen.
1. Probe Fixierung und Verdauung
<ol><li>Insgesamt ~3.5 OD600 Zellen in 3 % Formaldehyd zu beheben.<ol>
<li>Fügen Sie für vegetative Kultur 5,52 mL Kultur zu 480 µL 37 % Formaldehyd in 15 mL konische Röhrchen hinzu.</li>
		<li>Meiotische Kultur fügen Sie 1840 µL der Kultur zu 160 µL 37 % Formaldehyd in 2-mL Mikrozentrifugenröhrchen hinzu. Invertieren ~ 5 Mal zu mischen. Achtung: Formaldehyd ist giftig. Handhabung und Entsorgung nach institutionellen Regelungen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Eine Bandage bei Raumtemperatur für 20 min Rohre aufsetzen. Für meiotische Proben nach der Fixierung bei Raumtemperatur für 20 min Befestigung über Nacht bei 4 ° c weiter, drehen. Hinweis: Die Übernachtung Fixierung erhöht die Reproduzierbarkeit und die Qualität der SmFISH Daten für meiotische Proben. Fixierzeit sollte optimiert werden.</li>
	<li>Während der Proben beheben, tauen Sie 200 mM Vanadyl Ribonucleoside komplexe (VRC) bei 65 ° c für mindestens 10 min auf.</li>
	<li>Verdauung-master-Mix in einem 15-mL-Tube vorzubereiten: 425 µL Puffer B mix für 1 Probe mit 40 µL 200 mM VRC (erwärmt auf 65 ° c); 2125 µL Puffer B mix für 5 Proben mit 200 µL 200 mM VRC (erwärmt auf 65 ° c). Vortex ~ 5 s voll Aufschwemmen der VRC vor dem Hinzufügen zu den master-Mix, der leicht bräunlich grün nach VRC Zugabe erscheint. Hinweis: Zugabe von VRC während der Verdauung verbessert die Konsistenz der SmFISH Ergebnisse, möglicherweise durch Hemmung der Nuklease Verunreinigung durch die Zymolyase-Mischung, die aus Rohöl Extrakt gereinigt wird eingeführt. Die Höhe der VRC erforderlich bei diesem Schritt sollte optimiert werden.</li>
	<li>Zentrifugieren Sie für vegetative Proben Schläuche am ~ 1057 X g 3 Minuten lang. Für meiotische Proben (nach der Übernachtung Fixierung) Zentrifugieren bei 21.000 x g für 1,5 min. Dekantieren oder Aspirieren des Überstands zu Formaldehyd Verschwendung. Hinweis: Die Zentrifugation Schritte sind bei Raumtemperatur durchgeführt.</li>
	<li>Aufschwemmen Sie Zellen in 1,5 mL kaltem Puffer B durch pipettieren rauf und runter oder durch Umkehrung der Rohre und streichen um zu mischen. Übertragen Sie vegetative Proben auf 2-mL-Tuben nach Wiederfreisetzung.</li>
	<li>Zentrifuge bei 21.000 x g für 1,5 min. entfernen Sie den Großteil der Flüssigkeit durch Vakuum Aspiration oder pipettieren, ~ 100 µL hinterlässt.</li>
	<li>Aufschwemmen der Zellen in 1,5 mL kaltem Puffer B.</li>
	<li>Zentrifuge bei 21.000 x g für 1,5 min. entfernen Sie den Großteil der Flüssigkeit durch Vakuum Aspiration oder pipettieren, ~ 100 µL hinterlässt.</li>
	<li>Aufschwemmen Sie Zellen in 1,5 mL kaltem Puffer B. Zentrifuge bei 21.000 x g für 1,5 min. Absaugen der Flüssigkeit vollständig durch Vakuum oder pipettieren.</li>
	<li>Aufzuwirbeln Sie Zellen in 425 µL Verdauung master-Mix und kurz Vortex zu Aufschwemmen. Jedes Rohr 5 µL 100 t 10 mg/mL Zymolyase hinzufügen. Hinweis: Vortex Zymolyase jedes Mal, wenn die Rohre vor hinzufügen. Fügen Sie Zymolyase für jedes Rohr einzeln hinzu, anstatt zu den master-Mix. Beide Schritte helfen Verdauung Konsistenz unter den Röhren zu gewährleisten, weil Zymolyase schnell ausfällt.</li>
	<li>Vortex 2-3 s zu mischen. Legen Sie die Röhren auf eine Bandage, und bei 30 ° c für 15-30 min zu verdauen. Für vegetativen Zellen und meiotischen Anfangsphase in der Regel dauert es ca. 15 min und meiotischen Divisionen und meiotischen Prophase dauert in der Regel ~ 30 min. Hinweis: Überprüfen Sie auf dem Mikroskop alle 5 min nach 15 min und stoppen Sie die Verdauung zu, wenn ~ 80 % der Zellen nicht transparent und nicht-Refraktive erscheinen. Von diesem Zeitpunkt an Zellen sind sehr zerbrechlich. Handhaben Sie Zellen vorsichtig und vermeiden Sie die Verwendung von Vakuum Aspiration oder Vortexen.
</li>
	<li>Zentrifugieren Sie die Rohre bei ~ 376 X g für 3 min. entfernen die Flüssigkeit vollständig durch pipettieren.</li>
	<li>Sanft Aufschwemmen Zellen mit 1 mL Puffer B durch pipettieren oben und unten 1 - 2 Mal zu mischen.</li>
	<li>Zentrifugieren Sie die Rohre bei ~ 376 X g für 3 min. entfernen Puffer B Flüssigkeit durch pipettieren. Aufschwemmen Sie sanft Zellen in 1 mL 70 % igem Ethanol (mit RNase-freies Wasser verdünnt).</li>
	<li>3,5-4 Stunden bei Raumtemperatur inkubieren.</li>
</ol>2. Hybridisierung
<ol><li>Formamid auf Raumtemperatur bringen (für 50-mL-aliquoten, dauert es ca. 30 min im Wasserbad). Hinweis: Öffnen Sie die Formamid-Flasche nicht, bis die Flasche Raumtemperatur zur Vermeidung von Oxidation von Formamid erreicht. Achtung: Formamid ist giftig. Handhabung und Entsorgung nach institutionellen Regelungen.</li>
	<li>10 % Formamid Waschpuffer in einem 15 mL konische Röhrchen vorzubereiten.</li>
	<li>Zentrifugieren Sie die Rohre bei ~ 376 X g für 3 min. entfernen 500 µL 70 % Ethanol durch pipettieren. Sanft nach oben und unten zu Aufschwemmen der verbleibenden Zellen, und übertragen Sie dann die Zellen auf niedrigem Kraftschlußbeiwert Röhrchen pipettieren. Hinweis: Mit niedrigem Kraftschlußbeiwert Rohre stark Zellverlust reduziert, bei nachfolgenden Wäschen.</li>
	<li>Zentrifugieren Sie die Rohre wieder bei ~ 376 X g für 3 min. entfernen das Ethanol durch pipettieren.</li>
	<li>Hinzufügen 1 mL 10 % Formamid Waschpuffer und sanft pipettieren rauf und runter 2-3mal Aufschwemmen der Zellen.</li>
	<li>Lassen Sie die Zellen, die bei Raumtemperatur für ~ 20 min sitzen, während der Vorbereitung der Hybridisierung-Lösung. Vermischen Sie für 1 Probe 50 µL der Hybridisierung Puffer (Raum Temp), 5 µL 200 mM VRC (erwärmt auf 65 ° c) und 1 µL jede Sonde (200 nM Final). Vermischen Sie für 5 Proben 250 µL Hybridisierung Puffer (Raum Temp), 25 µL 200 mM VRC (erwärmt auf 65 ° c) und 5 µL jede Sonde (200 nM Final).<ol>
<li>Tauen Sie Hybridisierung Puffer (bei-20 ° c eingefroren) auf Raumtemperatur vor dem Öffnen der Tube um Formamid Oxidation zu verhindern.</li>
		<li>Nach Zugabe von 200 mM VRC, Wirbel für 5-10 s vor dem Hinzufügen der Sonden sind die entwickelt und kommerziell erworben und gemäß den Anweisungen des Herstellers rekonstituiert.</li>
		<li>Wenn zwei Sonden Co inkubierten sind, fügen Sie 1 µL der 01:10 Verdünnung der Sonde #1 bestand, sowie 1 µL der 01:10 Verdünnung der Sonde #2 Lager, zu einer Endverdünnung von ~ 1: 500 für jede Sonde. Die Konzentration für die beste Signal-Rausch-Verhältnis muss optimiert (siehe Diskussion für Details).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Zentrifugieren Sie Proben bei ~ 376 X g für 3 min. Entfernen des Überstands in Sondermüll durch pipettieren.</li>
	<li>Jedes Rohr mindestens 50 µL der Hybridisierung Lösung hinzufügen. Streichen Sie die Rohre zu mischen.</li>
	<li>Mindestens 16 Stunden im Dunkeln bei 30 ° c auf eine Bandage inkubieren.</li>
</ol>2/3 Tag
3. Waschen und imaging
<ol><li>Bringen Sie Formamid auf Raumtemperatur.</li>
	<li>10 % Formamid Waschpuffer (FWB) in einem 15 mL konische Röhrchen vorzubereiten.</li>
	<li>Entfernen Sie die Röhren aus der Bandage und legen Sie sie in ein Feld Folie abgedeckt, um vor Licht zu schützen.</li>
	<li>Zentrifugieren Sie Proben bei ~ 376 X g für 3 min. Entfernen des Überstands in Sondermüll durch pipettieren.</li>
	<li>In 1 mL 10 % FWB durch sanft auf und ab pipettieren Aufschwemmen 2-3 Mal.</li>
	<li>Inkubation bei 30 ° c für 30 min (nicht rotierend) im Feld Folie abgedeckt.</li>
	<li>Zentrifugieren Sie die Proben bei ~ 376 X g für 3 min. Überstands um gefährliche Abfälle durch pipettieren entfernen und verlassen Sie ~ 50 µL zu.</li>
	<li>Unterdessen bereiten DAPI/FWB in einem 15 mL konische Röhrchen: 1000 µL 10 % Formamid Waschpuffer mit 1 µL von 5 mg/mL DAPI für 1 Probe vermischen. Mischen Sie für 10 Proben 10 mL 10 % Formamid Waschpuffer mit 10 µL von 5 mg/mL DAPI. In 1 mL DAPI/FWB durch sanft auf und ab pipettieren Aufschwemmen 2-3 Mal.</li>
	<li>Inkubation bei 30 ° c für 30 min (nicht rotierend) im Feld Folie abgedeckt.</li>
	<li>Anti-Bleichmittel Reagenzien auf Eis Auftauen.</li>
	<li>Zentrifugieren Sie Proben bei ~ 376 X g für 3 min. Entfernen des Überstands vollständig durch pipettieren. Bei Bedarf wieder entfernen Sie alle des Überstands Zentrifugieren.</li>
	<li>Für Proben, die nicht sofort abgebildet sind, erneut das Pellet in 50 µL GLOX-Puffer ohne Enzyme. Pipettieren rauf und runter 3-bis 4-Mal zu mischen.<ol>
<li>Halten Sie alle unimaged Proben im Feld Folie bedeckt bei 4 ° c bis bereit zu Bild. Wenn Sie bereit zum Bild, die Proben bei ~ 376 X g für 2 min zentrifugieren und überstand vollständig durch pipettieren entfernen. Aufschwemmen Sie in GLOX mit Enzymen wie unten.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Fügen Sie für die Proben sofort abgebildet wird 15-20 µL GLOX-Puffer mit Enzymen. Pipettieren Sie sanft auf und ab zu mischen. Hinweis: Das Volume hinzugefügt kann variieren abhängig von der Größe des Pellet-Zelle. Wir empfehlen resuspending das Pellet in 15 µL GLOX-Puffer mit Enzymen und prüfen die Zelldichte am Mikroskop. Wenn Zellen sind zu dicht (Zellen verklumpen übereinander), fügen Sie zusätzliche GLOX-Puffer mit Enzymen. Wenn Zellen zu spärlich sind, Zentrifugieren der Probenmaterials und ~ 5 µL Puffer zu entfernen.</li>
	<li>Pipettieren 5 µL auf ein Deckglas (18 mm x 18 mm, Nr. 1), und setzen Sie das Deckglas auf einer Folie.</li>
	<li>Setzen Sie eine Labor wischen auf der Folie platziert das Deckglas. Drücken Sie vorsichtig auf das Labor-Tuch, Folie festlegen (siehe flüssige Abspringen von allen vier Rändern der das Deckglas sollte).</li>
	<li>Übertragen der Folie auf das Mikroskop-Zimmer in einer Box von Alu-Folie abgedeckt.</li>
	<li>Bild mit einem Weitfeld-Fluoreszenzmikroskop mit starker Vergrößerung (60-100 X) und hoher numerischer Apertur. Hinweis: Um die maximale Anzahl der Photonen, die durch die SmFISH Sonden zu sammeln, sind konfokale Mikroskope nicht empfohlen, da sie die Menge des Lichtes zu erhebenden erheblich einschränken. Hier die Daten auf einem Mikroskop, ausgestattet mit einem 100 X 1,4 NA Ziel, Verwendung von Filtern CY5 (EX632/22, EM679/34) abgebildet bei 1,3 s, 100 % T; TRITC (EX542/27, EM597/45), 1.3 s, 100 % T; und DAPI (EX390/18, EM435/48), 0,05-0,1 s, 32-50 % T. Hellfeld Referenzbild sollte auch erworben werden. Erwerben von 15-25 Scheiben mit einer Schrittweite von 0,1-0,2 µm, von ganz unten im Mittelpunkt das Sichtfeld zu ganz oben, um sicherzustellen, dass alle die RNA-Spots entfallen.</li>
</ol>(4) Bildanalyse
<ol><li>Analysieren Sie die SmFISH-Daten mit veröffentlichten SmFISH Analyse-Tools wie Fisch-Quant17 und StarSearch2oder kundenspezifischen Programmen, je nach der genauen Anforderungen des Experiments. Hinweis: Eine gute Analyse-Pipeline soll erlauben den Benutzern, eine Schwelle, die wahre RNA-Spots vom Hintergrund zu trennen, und Ausgang Statistiken wie die X, Y und Z Koordinaten (optionalen) und die Intensität von jedem Fleck, die Anzahl der Plätze in jeder Zelle zu bestimmen , und eventuell Anpassung als ein Weg, um Fehlalarme herausfiltern.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Femino, A. M., Fay, F. S., Fogarty, K., Singer, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualization+of+single+RNA+transcripts+in+situ.">Visualization of single RNA transcripts in situ.</a> Science. 280 (5363), 585-590 (1998).</li><li>Raj, A., van den Bogaard, P., Rifkin, S. A., van Oudenaarden, A., Tyagi, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+individual+mRNA+molecules+using+multiple+singly+labeled+probes.">Imaging individual mRNA molecules using multiple singly labeled probes.</a> Nat Methods. 5 (10), 877-879 (2008).</li><li>Rahman, S., Zenklusen, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-molecule+resolution+fluorescent+in+situ+hybridization+(smFISH)+in+the+yeast+S.+cerevisiae.">Single-molecule resolution fluorescent in situ hybridization (smFISH) in the yeast S. cerevisiae.</a> Methods Mol Biol. 1042, 33-46 (2013).</li><li>Gaspar, I., Ephrussi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Strength+in+numbers:+quantitative+single-molecule+RNA+detection+assays.">Strength in numbers: quantitative single-molecule RNA detection assays.</a> Wiley Interdiscip Rev Dev Biol. 4 (2), 135-150 (2015).</li><li>Vargas, D. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-molecule+imaging+of+transcriptionally+coupled+and+uncoupled+splicing.">Single-molecule imaging of transcriptionally coupled and uncoupled splicing.</a> Cell. 147 (5), 1054-1065 (2011).</li><li>Waks, Z., Klein, A. M., Silver, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell-to-cell+variability+of+alternative+RNA+splicing.">Cell-to-cell variability of alternative RNA splicing.</a> Mol Syst Biol. 7, 506 (2011).</li><li>Zenklusen, D., Larson, D. R., Singer, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-RNA+counting+reveals+alternative+modes+of+gene+expression+in+yeast.">Single-RNA counting reveals alternative modes of gene expression in yeast.</a> Nat Struct Mol Biol. 15 (12), 1263-1271 (2008).</li><li>Raj, A., Peskin, C. S., Tranchina, D., Vargas, D. Y., Tyagi, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stochastic+mRNA+synthesis+in+mammalian+cells.">Stochastic mRNA synthesis in mammalian cells.</a> PLoS Biol. 4 (10), e309 (2006).</li><li>Senecal, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcription+factors+modulate+c-Fos+transcriptional+bursts.">Transcription factors modulate c-Fos transcriptional bursts.</a> Cell Rep. 8 (1), 75-83 (2014).</li><li>Levesque, M. J., Ginart, P., Wei, Y., Raj, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualizing+SNVs+to+quantify+allele-specific+expression+in+single+cells.">Visualizing SNVs to quantify allele-specific expression in single cells.</a> Nat Methods. 10 (9), 865-867 (2013).</li><li>Hansen, C. H., van Oudenaarden, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Allele-specific+detection+of+single+mRNA+molecules+in+situ.">Allele-specific detection of single mRNA molecules in situ.</a> Nat Methods. 10 (9), 869-871 (2013).</li><li>Ginart, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualizing+allele-specific+expression+in+single+cells+reveals+epigenetic+mosaicism+in+an+H19+loss-of-imprinting+mutant.">Visualizing allele-specific expression in single cells reveals epigenetic mosaicism in an H19 loss-of-imprinting mutant.</a> Genes Dev. 30 (5), 567-578 (2016).</li><li>Long, R. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mating+type+switching+in+yeast+controlled+by+asymmetric+localization+of+ASH1+mRNA.">Mating type switching in yeast controlled by asymmetric localization of ASH1 mRNA.</a> Science. 277 (5324), 383-387 (1997).</li><li>Park, H. Y., Trcek, T., Wells, A. L., Chao, J. A., Singer, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+unbiased+analysis+method+to+quantify+mRNA+localization+reveals+its+correlation+with+cell+motility.">An unbiased analysis method to quantify mRNA localization reveals its correlation with cell motility.</a> Cell Rep. 1 (2), 179-184 (2012).</li><li>Jourdren, L., Delaveau, T., Marquenet, E., Jacq, C., Garcia, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CORSEN,+a+new+software+dedicated+to+microscope-based+3D+distance+measurements:+mRNA-mitochondria+distance,+from+single-cell+to+population+analyses.">CORSEN, a new software dedicated to microscope-based 3D distance measurements: mRNA-mitochondria distance, from single-cell to population analyses.</a> RNA. 16 (7), 1301-1307 (2010).</li><li>Chen, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kinetochore+inactivation+by+expression+of+a+repressive+mRNA.">Kinetochore inactivation by expression of a repressive mRNA.</a> eLife. 6, e27417 (2017).</li><li>Mueller, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FISH-quant:+automatic+counting+of+transcripts+in+3D+FISH+images.">FISH-quant: automatic counting of transcripts in 3D FISH images.</a> Nat Methods. 10 (4), 277-278 (2013).</li><li>Brar, G. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-resolution+view+of+the+yeast+meiotic+program+revealed+by+ribosome+profiling.">High-resolution view of the yeast meiotic program revealed by ribosome profiling.</a> Science. 335 (6068), 552-557 (2012).</li><li>Carlile, T. M., Amon, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Meiosis+I+is+established+through+division-specific+translational+control+of+a+cyclin.">Meiosis I is established through division-specific translational control of a cyclin.</a> Cell. 133 (2), 280-291 (2008).</li><li>Benjamin, K. R., Zhang, C., Shokat, K. M., Herskowitz, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+landmark+events+in+meiosis+by+the+CDK+Cdc28+and+the+meiosis-specific+kinase+Ime2.">Control of landmark events in meiosis by the CDK Cdc28 and the meiosis-specific kinase Ime2.</a> Genes Dev. 17 (12), 1524-1539 (2003).</li><li>Dodson, A. E., Rine, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heritable+capture+of+heterochromatin+dynamics+in+Saccharomyces+cerevisiae.">Heritable capture of heterochromatin dynamics in Saccharomyces cerevisiae.</a> eLife. 4, e05007 (2015).</li><li>Trcek, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-mRNA+counting+using+fluorescent+in+situ+hybridization+in+budding+yeast.">Single-mRNA counting using fluorescent in situ hybridization in budding yeast.</a> Nat Protoc. 7 (2), 408-419 (2012).</li><li>Youk, H., Raj, A., van Oudenaarden, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+single+mRNA+molecules+in+yeast.">Imaging single mRNA molecules in yeast.</a> Methods Enzymol. 470, 429-446 (2010).</li></ol>

Die Autoren haben keinen Interessenkonflikt, offen zu legen.

Das Protokoll hier vorgestellten stammt von anderen veröffentlichten SmFISH Protokolle2,3,21,22,23, und ist speziell für den Hefe-Stamm Hintergrund SK1 optimiert. Die Parameter optimiert enthalten Zellzahl, Fixierung Dauer, Zentrifugation Geschwindigkeit und Dauer, Dauer der Verdauung, Verdauung Puffer, Sonde Konzentration und Hybridisierung Puffer. Andere Parameter wie Hybridisierung Temperatur und Dauer wurden nicht optimiert. In diesem Abschnitt haben wir ein paar Hinweise, die helfen würden, dieses Protokoll Hefe-Stamm-Hintergrund und die Wachstumsbedingungen von Interesse anzupassen.
Die Zellwand der angehende Hefe ist eine große Herausforderung gegen hochwertige SmFISH Bilder in der angehenden Hefe zu erhalten, weil die Zellwand Sonde Eindringen verhindert. Unvollständige Verdauung der Zellwand von Zymolyase führt zu ineffizienter Hybridisierung von Sonden und hohe Variabilität von Zelle zu Zelle im Signal. Aber können über Verdauung Zellen zu schwach zu machen, führt zu erheblichen Zell-Verlust während der Waschschritte und Zelle platzt während der Vorbereitung der Folie für die Bildgebung. Daher ist es entscheidend, die Dauer der Verdauung zu optimieren. Wir empfehlen die Durchführung eines pilot SmFISH Experiments durch Verdauung derselben Probe für unterschiedlich lange. In unserem Fall haben wir die besten SmFISH Daten Wenn wir die Verdauung hielten bei ~ 80 % der Zellen nicht Refraktive wurde. In der Regel können für dasselbe Wachstum, verschiedene genetische mutierte Stämme mit ähnlicher Timing verdaut werden. Allerdings unterscheidet sich die Dauer der Verdauung Vergleich unter verschiedenen Wachstumsbedingungen und verschiedenen Phasen der Meiose in der angehenden Hefe. Sobald der Zeitpunkt bestimmt ist, ist die Qualität der SmFISH reproduzierbar. Hinweis kann für mutierte Stämme mit defekten Zellwand-Synthese und/oder Zusammensetzung, Verdauung in weniger als 15 min. Einsatz verschiedener Chargen Zymolyase durchgeführt werden kann auch leicht die Verdauung Timing ändern.
Optimale Sonde Konzentration ist erforderlich, um ein hohes Signal-Rausch-Verhältnis zu erreichen. Wir entwarfen und unsere SmFISH Sonden im Handel gekauft. Gute Sonden (oft 20-Mers) sollte einen Prozentsatz von GC von 35 % bis 45 %, ein Mindestabstand von 2 Basenpaare zwischen Fühler und geringe Kreuzreaktivität haben. Wir einen Web-basiertes Sonde Designer vom Hersteller verwendet, um eine Liste der Sonden generieren, und gäbe es genügend Sonden zur Auswahl, wir würde Nutzen des BLAST-Algorithmus in der Saccharomyces-Genom-Datenbank die Sonden mit mehr als 17 Basenpaaren überlappt zu beseitigen mit anderen genomischen Regionen. Wir entschieden uns für mehr photostabilen Fluoreszenzfarbstoff (CAL-Fluor-590) für die Sonde gesetzt, die die einzigartige Region NDC80Luti (CF 590) glüht, weil in dieser Reihe, die Anzahl der Sonden, die alle der oben genannten Kriterien (20 Proben) zufrieden niedriger als war die minimale Anzahl der vom Hersteller empfohlenen (~ 25-Sonden). Nach dem Neuaufbau der Sonde Lösung nach den Anweisungen des Herstellers, wir machten eine 01:10 Verdünnung der Stammlösung und die verdünnte Lösung in 5 µL Aliquots bei-20 ° c gelagert. Jedes aliquoten wurde nur ein einziges Mal verwendet. Für die Optimierung sollte man serielle Verdünnungen ab dem 01:10 verdünnt, Lösung und testen, welche Konzentration das beste Signal-Rausch-Verhältnis ergibt. Wir empfehlen, dass eine Verdünnungsreihe 1: 250, 1: 500, 1: 1000 und 1: 2000 aus dem ursprünglichen bestand. In unserem Fall führte ein Verdünnungsfaktor von 1: 500 das beste Signal-Rausch-Verhältnis für die CF-590 und Q-670-Sonde-Sets.
Optimale Fixierung ist auch entscheidend für erfolgreiche SmFISH in der angehenden Hefe. Wir fanden, dass über Nacht Fixierung bei 4 ° c, anstatt Befestigung bei Raumtemperatur für 20 min, verbessert die Konsistenz und Qualität der SmFISH Ergebnisse für meiotische Proben. Obwohl wir nicht getestet haben, wie über Nacht Fixierung vegetative Proben auswirken könnten, Fixierung bei Raumtemperatur gut für dieses Wachstum Zustand gearbeitet. Also, um das SmFISH-Protokoll für neue Stämme oder Wachstumsbedingungen zu optimieren, empfehlen wir beginnend mit kurze Fixierzeit bei Raumtemperatur und Erhöhung der Fixierzeit, wenn hohe Variabilität des Signals aufgetreten ist.
Im Vergleich zu anderen veröffentlichten Protokollen3,22,23, nutzt unser Protokoll die RNase-Inhibitor VRC während der Verdauung und eine höhere Konzentration von VRC während Hybridisierung. Ergänzung der VRC in diesen zwei Schritten verbessert die Konsistenz der SmFISH Ergebnisse, möglicherweise durch eine bessere Erhaltung der RNA-Moleküle gegen Nuklease Aktivität, die durch die Zymolyase-Mischung eingeführt werden können (das Enzym wird aus groben Extrakten gereinigt und RNase enthalten kann (Verunreinigungen). Daher empfehlen wir die Menge der VRC wie entnehmen Sie bitte unserem Protokoll oder sogar höhere Konzentrationen von VRC für Optimierung.
Ein erheblicher Teil der Zellen kann während Waschschritten in Puffer B und die Formamid Waschpuffer verloren. Um Zellverlust zu reduzieren, könnte man die Zentrifugation Geschwindigkeit erhöhen. In unserem Fall wäscht mit einer hohen Geschwindigkeit (21.000 x g) zu unseren Proben innerhalb der Puffer B Pellets deutlich reduzierten Zellverlust. Jedoch werden die Zellen sehr zerbrechlich nach Zymolyase Verdauung, daher Zentrifugation Geschwindigkeit ändern nicht empfohlen. Stattdessen empfehlen wir die niedrigem Kraftschlußbeiwert Rohre aus USA, die wesentlich dazu beitragen, die Zellen während der Wäschen in der Formamid Waschpuffer pellet. Insgesamt kann unser Protokoll konsequent eine Monolage Zellen dicht genug für die effiziente Bildgebung generieren. In der Regel 7 Gesichtsfelder nachgeben sollte > 130 Zellen geeignet für Quantifizierung.
Zu guter Letzt ist es wichtig zu bestimmen, die optimale Parameter für und die Ausgänge von Bildanalyse erforderlich. Um SmFISH Flecken zu erkennen, veröffentlichten Analyse-Programme häufig filtern die raw-Bilder mit "glockenförmig" Kernel um Hintergrundsignal zu entfernen, und fordern Sie die Benutzer zu bestimmen, das Signal-Rausch-Verhältnis, für jeden Satz von Bildern2,17zu verwenden. Leider gibt es derzeit kein einheitlichen Standard die richtigen Parametern bestimmt, und so einige empirische Tests diese unterschiedlichen Einstellungen ist notwendig. Zur Einstellung der Parameter für jeden dieser Schritte benötigt, braucht man iterativ unterschiedliche Parameter eingeben und überprüfen, wie gut die Ergebnisse aus jedem Satz entspricht, die von der manuellen Zählung in ein paar repräsentative Zellen. Sobald eine Reihe von Parametern gefunden wird, kann es für den Großteil der Bilder, die trotz unterschiedlichen Wachstumsbedingungen und genetische Hintergründe verwendet werden.
Darüber hinaus kann man testen, ob maximale Intensität Projektion der SmFISH Bilder vor der Quantifizierung22durchgeführt werden kann. Dieser Schritt den spot Erkennungsalgorithmus vereinfacht und reduziert bildgebenden Zeit, allerdings auf Kosten der potenziell nützliche Informationen zu einzelnen Flecken, wie ihre subzelluläre Lokalisation. In unserem Fall war die Anzahl der mRNA-Moleküle, die durch das NDC80 -gen produziert niedrig genug, dass die Flecken gut, nach dieser Bearbeitung (nicht selten getrennt wurden für Transkripte in angehende-3,7 Hefe). In Fällen, in denen die ns1 Analyse entscheidend ist, muss die Analyse Pipeline zur Bestimmung der Position jeder SmFISH Stelle in jedem Kanal ns1 beurteilen. Je nach den konkreten Fragen gestellt, weitere Informationen wie die Intensität von jedem Fleck möglicherweise auch die Pipeline zur weiteren Analyse entnommen werden. Optimierung des Schlüssels Schritte in das Protokoll und die Bild-Analyse-Pipeline ist entscheidend bei der Beschaffung von hohen Qualität der SmFISH Daten, die Frage von Interesse zu studieren.

Dynamische Regulation der Genexpression treibt die Entwicklung eines Organismus, sowie seine Reaktion auf Umwelteinflüsse, Infektionen und Veränderungen im Stoffwechsel. Studien, die sich auf transcriptional Regelung setzen auf Technologien, die RNA Fülle zu messen. Eine solche Methode, als einzelnes Molekül Fluoreszenz in Situ Hybridisierung (SmFISH) dient zur Erkennung von einzelnen RNA-Moleküle in einzelne Zellen1,2. Diese Methode ermöglicht die Messung der Zell-Zell-Variabilität in der Genexpression und Bestimmung der intrazellulären RNA-Lokalisierung.
In der am häufigsten verwendeten SmFISH-Technik erfordert Erkennung von einem einzelnen RNA-Molekül mehrere kurze DNA-Sonden (oft ~ 48 20-Mer Sonden), die komplementär zu der Ziel-RNA und sind auf der gleichen Fluoreszenzfarbstoff konjugiert. Bindung von einzelnen fluoreszierende Sonden führt zu schwaches Signal, aber das Signal aus dem Ensemble der Sonden ist robust. Diese Funktion verbessert das Signal-Rausch-Verhältnis, denn obwohl eine einzelne Sonde Ziel Bindung aufweisen kann, solches Signal erwartet wird sehr schwach im Vergleich zu der der Ziel-RNA-Molekül3. Innerhalb Fehler erkennen kann die Anzahl der RNA-Moleküle gezählt und verglichen, in ganz verschiedenen Wachstumsbedingungen und unter verschiedenen Mutanten.
Seit seiner ersten Entwicklung ist SmFISH angepasst worden, um verschiedene Aspekte der Gene Expression4, z. B. Transkription Dehnung1,2,5,6, transkriptionelle platzen7 Spleißen studieren , 8 , 9, intrazelluläre allelic Ausdruck10,11,12und RNA Lokalisierung13,14,15. Vor kurzem haben wir diese Methode verwendet, um die Expression von zwei Transkript Isoformen des gleichen Gens, in dem studieren der kurzen Transkript Isoform (NDC80ORF) hat seine gesamte Sequenz gemeinsam mit der langen Isoform (NDC80Luti )16. Zur eindeutigen Identifizierung der beiden Isoformen von mRNA, wir verwendeten Sonde zweierlei: ein Satz bezieht sich auf die einzigartige Abfolge der NDC80Lutiund die andere Gruppe, zu einem anderen Fluoreszenzfarbstoff konjugiert bindet an die gemeinsame Region der beiden Isoformen. NDC80Luti RNA wird als ein colocalized Ort mit beide fluoreszierende Signale identifiziert, während die NDC80ORF RNA ist derjenige, der nur das Signal aus dem gemeinsamen Sonde Set enthält. Da die Anzahl der der NDC80ORF Abschriften wird berechnet, indem eine "Subtraktion" Methode, hohe Effizienz der Sonde Hybridisierung und ein hohes Signal-Rausch-Verhältnis sind notwendig, um selbstbewusst SmFISH Flecken erkennen und reduzieren Fehler Ausbreitung.
Dieses Whitepaper beschreibt ein optimiertes Protokoll für die Durchführung von SmFISH in der angehenden Hefe Saccharomyces Cerevisiae. In dieses Protokoll, die Zellenzahl, Fixierzeit, Dauer der Verdauung, Verdauung Puffer, Sonde Konzentration und Hybridisierung Puffer für die SmFISH Experimente verwendet wurden optimiert für den SK1 Stamm Hintergrund S. Cerevisiae unterziehen vegetative Wachstum oder Meiose. Allerdings haben wir auch in diesem Manuskript beachten: (1) die Methode zum Überprüfen der Qualität der SmFISH Daten nach der Bildaufnahme und (2) die Schritte in das Protokoll, die zusätzliche Optimierung für verschiedene Belastungen Hintergründe und Wachstumsbedingungen erfordern.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:881px;" width="881">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:205px;">BSA, RNase-free (50 mg/mL)</td>
			<td style="width:99px;">Ambion</td>
			<td style="width:87px;">AM2616</td>
			<td style="width:491px;">Store at -20 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:205px;">Catalase</td>
			<td style="width:99px;">Sigma</td>
			<td style="width:87px;">C3515</td>
			<td style="width:491px;">Store at 4 &#176;C for short-term. Vortex before use.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:205px;">DAPI</td>
			<td style="width:99px;">Sigma</td>
			<td style="width:87px;">D9564</td>
			<td style="width:491px;">Store at -20 &#176;C after reconstitution in water. Protect from light.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:205px;">50% Dextran Sulfate</td>
			<td style="width:99px;">Milli Pore</td>
			<td style="width:87px;">S4030</td>
			<td style="width:491px;">Store at room temperature. Very viscous liquid. Handle with patience.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:205px;">E. coli tRNA</td>
			<td style="width:99px;">Sigma</td>
			<td style="width:87px;">R4251</td>
			<td style="width:491px;">Store at -20 &#176;C in aliquots after reconstitution in water.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:205px;">Ethanol (100%, 200 proof)</td>
			<td style="width:99px;">various</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:491px;">Flammable.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:205px;">37% Formaldehyde</td>
			<td style="width:99px;">Fisher</td>
			<td>F79-500</td>
			<td style="width:491px;">Store at room temperature. Toxic. Use and dispose with caution.</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:205px;">Formamide</td>
			<td style="width:99px;">Ambion</td>
			<td style="width:87px;">AM9342</td>
			<td style="width:491px;">Store at 4 &#176;C. Open after the temperature equilibrates to room temperature in order to prevent oxidation. Toxic. Use and dispose with caution.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:205px;">Glucose</td>
			<td style="width:99px;">various</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:491px;">Store at 4 &#176;C after dissolving in nuclease-free water.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:205px;">Glucose oxidase</td>
			<td style="width:99px;">Sigma</td>
			<td style="width:87px;">G2133</td>
			<td style="width:491px;">Store at -20 &#176;C in aliquots after reconstitution in 50 mM NaOAc, pH 5.</td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:27px;width:205px;">Nuclease-free water</td>
			<td style="width:99px;">Ambion</td>
			<td style="width:87px;">AM9932</td>
			<td style="width:491px;">Store at room temperature.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:205px;">Potassium phosphate (monobasic and dibasic)</td>
			<td style="width:99px;">various</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:491px;">Store at room temperature.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:205px;">Probe library, diluted in TE, pH 8.0&#160;</td>
			<td style="width:99px;">Biosearch Technologies</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:491px;">Store at -20 &#176;C in aliquots (5 &#181;L) after reconstitution in TE pH 8.0, following the instructions from the manufacturer. Protect from light.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:205px;">Sorbitol</td>
			<td style="width:99px;">various</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:491px;">Store at room temperature.</td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:27px;width:205px;">20X SSC</td>
			<td style="width:99px;">Ambion</td>
			<td style="width:87px;">AM9763</td>
			<td style="width:491px;">Store at room temperature.</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:205px;">TE, pH 8.0</td>
			<td style="width:99px;">Ambion</td>
			<td style="width:87px;">AM9849</td>
			<td style="width:491px;">Store at room temperature.</td>
		</tr>
		<tr height="30">
			<td height="30" style="height:31px;width:205px;">1 M Tris, pH 8.0</td>
			<td style="width:99px;">Ambion</td>
			<td style="width:87px;">AM9856</td>
			<td style="width:491px;">Store at room temperature.</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:205px;">Trolox</td>
			<td style="width:99px;">Sigma</td>
			<td style="width:87px;">238813</td>
			<td style="width:491px;">Store at -20 &#176;C in aliquots.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:205px;">200 mM Vanadyl ribonucleoside complex (VRC)</td>
			<td style="width:99px;">NEB</td>
			<td style="width:87px;">S1402S</td>
			<td style="width:491px;">Store at -20 &#176;C in aliquots after reconstitution, following the instructions from the manufacturer.</td>
		</tr>
		<tr height="44">
			<td height="44" style="height:44px;width:205px;">Zymolyase 100T</td>
			<td style="width:99px;">MP Biomedicals</td>
			<td style="width:87px;">08320932</td>
			<td style="width:491px;">Store at -20 &#176;C in aliquots after reconstitution in water.</td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:205px;">Low-adhesion tubes</td>
			<td style="width:99px;">USA Scientific</td>
			<td>1415-2600</td>
			<td style="width:491px;">Store at room temperature.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

single molecule fluorescence in situ hybridization (smfish) analysis in budding yeast vegetative growth and meiosis

Einzelnes Molekül Fluoreszenz in Situ Hybridisierung (SmFISH) ist eine leistungsstarke Technik, Genexpression in Einzelzellen aufgrund seiner Fähigkeit, zu erkennen und zählen die einzelnen RNA-Moleküle zu studieren. Ergänzend zu deep Sequencing-basierte Methoden, SmFISH liefert Informationen über die Zell-Zell-Variation im Transkript Überfluss und die subzelluläre Lokalisation einer bestimmten RNA. Vor kurzem haben wir SmFISH verwendet, um die Expression des Gens NDC80 während der Meiose in der angehenden Hefe zu studieren, in welche zwei Niederschrift Isoformen vorhanden und kurze Niederschrift Isoform hat seine gesamte Sequenz mit der langen Isoform geteilt. Um jede Abschrift Isoform selbstbewusst zu identifizieren, wir optimierte bekannt SmFISH Protokolle und erzielt hohe Konsistenz und Qualität der SmFISH Daten für die Proben während angehende erworben Hefe Meiose. Hier beschreiben wir diese optimierte Protokoll, die Kriterien, die wir verwenden, um festzustellen, ob hoher Datenqualität SmFISH gewonnen wird, und ein paar Tipps für die Durchführung dieses Protokolls in anderen Hefestämme und Wachstumsbedingungen.

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Single Molecule Fluorescence In Situ Hybridization smFISH Analysis in Budding Yeast Vegetative Growth and Meiosis

Dieses Molekül Fluoreszenz in Situ Hybridisierung Protokoll ist optimiert, um die Anzahl der RNA-Moleküle in der angehenden Hefe während des vegetativen Wachstums und Meiose zu quantifizieren.

Einzigen Molekül Fluoreszenz In Situ Hybridisierung (SmFISH) Analyse in Knospen Hefe vegetativen Wachstums und Meiose

Single molecule fluorescence in situ hybridization (smFISH) is a powerful technique to study gene expression in single cells due to its ability to detect ...

The overall goal of this optimized single molecule RNA in situ hybridization, or smFISH, is to detect and quantify individual RNA molecules on a per cell basis during the vegetative growth and meiosis of budding yeast. This method reveals cell to cell variability in gene expression on subcellular RNA localization and is therefore a powerful technique to study gene regulation. Asides from the unique information that can be revealed by smFISH, the main advantage of the technique is that once optimized, it's robust and highly reproducible.A meiotic culture will be used for the demonstration of this protocol. To fix the culture in 3%formaldehyde, add 1840 microliters of the culture to 160 microliters of 37%formaldehyde in a two milliliter microcentrifuge tube. Invert about five times to mix.Place the tube on a roller drum at room temperature for 20 minutes. After 20 minutes, continue fixing at four degrees Celsius with rotation overnight. On the following day, prepare for the digestion by first thawing 200 millimolar vanadyl ribonucleoside complexes, or VRC, at 65 degrees Celsius for at least 10 minutes.To prepare the digestion master mix, first pipette 2125 microliters of buffer B into a 15 milliliter tube. Then vortex the warm VRC for five seconds to fully resuspend it and add 200 microliters of VRC to the 15 milliliter tube. The mix should appear light brownish green in color.Centrifuge the meiotic sample at 21, 000 x g for one and a half minutes at room temperature. Aspirate the supernatant carefully, placing the vacuum tip on the opposite side of the pellet to avoid disturbing the pellet. Resuspend the cells in one and a half milliliters of cold buffer B by pipetting up and down to mix.Centrifuge at 21, 000 x g for one and a half minutes. Remove the bulk of the liquid by vacuum aspiration, leaving behind about 100 microliters. Resuspend the cells in one and a half milliliters of cold buffer B.Centrifuge the samples, remove the liquid, and resuspend the cells in one and a half milliliters of cold buffer B again.Centrifuge at 21, 000 x g for one and a half minutes. Aspirate the liquid completely by pipetting. Resuspend the cells in 425 microliters of digestion master mix and vortex briefly.Add five microliters of zymolyase to the tube and vortex for two to three seconds to mix. Place the tube on a roller drum and digest at 30 degrees Celsius for 15 to 30 minutes. After 15 minutes, check the cells by microscopy every five minutes and stop the digestion when about 80%of the cells appear non-transparent and non-refractive.Centrifuge the tube at 376 x g for three minutes. Remove the supernatant completely. Gently resuspend the cells with one milliliter of buffer B by pipetting up and down one to two times to mix.Centrifuge the tube and remove the buffer. Gently resuspend the cells in one milliliter of 70%ethanol and incubate at room temperature for three and half to four hours. To begin the hybridization procedure, centrifuge the tube of cells at 376 x g for three minutes.Remove 500 microliters of the 70%ethanol from the tube. Gently pipette up and down to resuspend the remaining cells and transfer the cells to a low adhesion tube. Transferring the sample to a low adhesion tube is critical for preventing excess cell loss during the subsequent formamide washes.Centrifuge the low adhesion tube and remove all the ethanol. Add one milliliter of 10%formamide wash buffer to the tube and gently pipette up and down two to three times to resuspend the cells. Allow the cells to set at room temperature for about 20 minutes while preparing the hybridization solutions, as described in the text protocol.Centrifuge the sample and remove the supernatant into hazardous waste. Add at least 50 microliters of each hybridization solution to the tube and flick the tube to mix. Incubate at 30 degrees Celsius on a roller drum for at least 16 hours in the dark.When the hybridization is complete, place the tube of cells into a foil covered box to protect from light. Centrifuge the sample at 376 x g for three minutes. Remove the supernatant into hazardous waste by pipetting.Resuspend the sample in one milliliter of 10%formamide wash buffer by gently pipetting up and down two to three times. Place the tube of cells back into a foil covered box to protect from light and incubate at 30 degrees Celsius for 30 minutes. After 30 minutes, centrifuge the sample.Remove the supernatant to hazardous waste by pipetting, leaving about 50 microliters. Resuspend the sample in one milliliter of DAPI solution by gently pipetting up and down two to three times. Once again, place the tube of cells into the foil covered box and incubate at 30 degrees Celsius for 30 minutes.Centrifuge the sample and remove the supernatant completely by pipetting. For samples that will not be imaged immediately, resuspend the pellet in 50 microliters of GLOX buffer without enzymes. Pipette up and down three to four times to mix.Keep in the foil covered box at four degrees Celsius until ready to image. For samples being imaged immediately, add 15 to 20 microliters of GLOX buffer with enzymes. Pipette five microliters onto a cover slip and put the cover slip on a slide.Place a laboratory wipe on top of the slide where the cover slip is placed. Gently press on the wipe to set the slide. Place the slide into a box covered by aluminum foil for transfer to the microscope room.This protocol was used to examine the expression of the NDC80 gene, which expresses two mRNA isoforms. The long undecoded transcript isoform has a 400 base pairs five prime extension in comparison to the short isoform. Two sets of probes were designed.The CF 590 set binds to the unique five prime region of the long isoform, and the Q 670 set binds to the common region of both isoforms. Under optimized conditions, distinct smFISH spots were clearly identified for both probe sets. The two probe sets were used to study NDC80 expression during vegetative growth and meiosis.In vegetative cells, robust signal from the Q 670 probe set was detected, but not from the CF 590 probe set. In contrast, robust signal from both probe sets was detected in meiotic prophase, and the majority of the spots had co-localized signal. Northern blot analysis confirmed that the long isoform was expressed specifically in meiosis.Vegetative cells were found to have a median of five short isoform transcripts per cell, whereas in meiotic prophase cells, the median significantly dropped to four transcripts per cell. In meiotic prophase, the median number of long isoform transcripts per cell was 21 and 100%of the cells expressed the transcript. Once mastered, this technique can be done in 72 hours if it is performed properly.While attempting this procedure, it's important to first optimize the digestion duration and a concentration of smFISH probes required to achieve the optimal signal to noise ratio. In addition, remember to add VRC during digestion and overnight hybridization to prevent nuclease activity. With this development, this technique paved the way for researchers to explore dynamic gene regulation and subcellular RNA localization.After watching this video, you should have a good understanding of how to perform single molecular RNA FISH in budding yeast meiosis.

Research

JoVE Journal

Genetics

Single Molecule Fluorescence In Situ Hybridization (smFISH) Analysis in Budding Yeast Vegetative Growth and Meiosis

Detection of Inter-chromosomal Stable Aberrations by Multiple Fluorescence In Situ Hybridization (mFISH) and Spectral Karyotyping (SKY) in Irradiated Mice

Detection of Inter-chromosomal Stable Aberrations by Multiple Fluorescence In Situ Hybridization mFISH and Spectral Karyotyping SKY in Irradiated Mice

Der Nachweis von Inter-chromosomale Stable Abberationen durch Mehrfachfluoreszenz<em&gt; In Situ</em&gt; Hybridisierung (MFISH) und Spektrale Karyotypisierung (SKY) in Bestrahlte Mäuse

Ionizing radiation (IR) induces numerous stable and unstable chromosomal aberrations. Unstable aberrations, where chromosome morphology is substantially ...

Forschung

Genetik

Targeted in Situ Mutagenesis of Histone Genes in Budding Yeast

Targeted in Situ Mutagenesis of Histone Genes in Budding Yeast

Gezielt<em&gt; In Situ</em&gt; Mutagenese von Histon-Gene in Bäckerhefe

We describe a PCR- and homologous recombination-based system for generating targeted mutations in histone genes in budding yeast cells. The resulting ...

Single Molecule Analysis of Laser Localized Psoralen Adducts

Einzelmolekülanalyse von Laser Lokalisierte Psoralen Addukten

The DNA Damage Response (DDR) has been extensively characterized in studies of double strand breaks (DSBs) induced by laser micro beam irradiation in live ...

High Resolution Fluorescent In Situ Hybridization in Drosophila Embryos and Tissues Using Tyramide Signal Amplification

High Resolution Fluorescent In Situ Hybridization in Drosophila Embryos and Tissues Using Tyramide Signal Amplification

Hochauflösender Fluoreszenz In Situ Hybridisierung in Drosophila Embryos und Gewebe mit Tyramide Signalverstärkung

In our efforts to determine the patterns of expression and subcellular localization of Drosophila RNAs on a genome-wide basis, and in a variety of ...

Visualization of Microbiota in Tick Guts by Whole-mount In Situ Hybridization

Visualization of Microbiota in Tick Guts by Whole-mount In Situ Hybridization

Visualisierung der Mikrobiota in Tick Mut durch ganze-Mount In Situ Hybridisierung

Infectious diseases transmitted by arthropod vectors continue to pose a significant threat to human health worldwide. The pathogens causing these ...

Quantitative Analysis of Alternative Pre-mRNA Splicing in Mouse Brain Sections Using RNA In Situ Hybridization Assay

Quantitative Analysis of Alternative Pre-mRNA Splicing in Mouse Brain Sections Using RNA In Situ Hybridization Assay

Quantitative Analyse der alternativen Pre-mRNA Spleißen in Maus Gehirn Abschnitten mit RNA In Situ Hybridisierung Assay

Alternative splicing (AS) occurs in more than 90% of human genes. The expression pattern of an alternatively spliced exon is often regulated in a cell ...

Tissue-specific miRNA Expression Profiling in Mouse Heart Sections Using In Situ Hybridization

Tissue-specific miRNA Expression Profiling in Mouse Heart Sections Using In Situ Hybridization

Gewebespezifische MiRNA Expression Profiling in Maus Herz Abschnitte In Situ Hybridisierung

micro-RNAs (miRNAs) are single-stranded RNA transcripts that bind to messenger RNAs (mRNAs) and inhibit their translation or promote their degradation. To ...

Mating-based Overexpression Library Screening in Yeast

Paarung-basierte Überexpression Bibliothek Screening in der Hefe

Budding yeast has been widely used as a model in studying proteins associated with human diseases. Genome-wide genetic screening is a powerful tool ...

Characterizing Histone Post-translational Modification Alterations in Yeast Neurodegenerative Proteinopathy Models

Charakterisierung von Histon Post-translationale Modifikation Veränderungen in Hefe Neurodegenerative Proteinopathy Modelle

Neurodegenerative diseases, such as amyotrophic lateral sclerosis (ALS) and Parkinson&#39;s disease (PD), cause the loss of hundreds of thousands of lives ...