Name: minimally invasive embryo transfer and embryo vitrification at the optimal embryo stage in rabbit model
Uploaded: 2019-05-16T12:30:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Minimally Invasive Embryo Transfer and Embryo Vitrification at the Optimal Embryo Stage in Rabbit Model at JoVE.com

Este trabajo fue apoyado por fondos del Ministerio de economía y competitividad de España (AGL2017-85162-C2-1-R) y del programa de investigación de la Generalitat Valenciana (PrometeoII 2014/036). Versión de texto en inglés revisada por el servicio de lenguaje inglés N. Macowan

Todos los procedimientos experimentales utilizados en este estudio se realizaron de conformidad con la Directiva 2010/63/CEE de la UE para experimentos con animales y fueron revisados y aprobados por el Comité ético para la experimentación con animales de la Universitat Politècnica de València, España (código de investigación: 2015/VSC/PEA/00170). XGD, FMJ, MPVC y JSV posee un certificado de autorización expedido por la administración gubernamental Valenciana para experimentar con animales. XGD está autorizada...

Desde el primer caso documentado de nacimiento vivo de embriones transferidos9, esta técnica y las especies de conejo se han vuelto cruciales en los estudios reproductivos. Además, los estudios de investigación embrionaria que implican manipulación, producción, criopreservación, etc. requieren como último paso la evaluación de la capacidad de los embriones para generar crías sanas a término completo. Por lo tanto, la técnica de transferencia de embriones es indispensable<sup cl...

Con los objetivos de eludir la infertilidad humana o mejorar la difusión de ganado de alto valor genético y preservar los recursos genéticos animales, un conjunto de técnicas colectivamente denominadas tecnologías de reproducción asistida, tales como la superovulación, en la fertilización vitro, la cultura embrionaria o la criopreservación, se desarrollaron1,2. Actualmente, se administran tratamientos hormonales para estimular los ovarios y producir un gran número de folículos ováricos antrales1. Los ovocitos recolectados de estos folículos se pueden madurar, fertilizar y desarrollar in vitro hasta que sean criopreservados o transferidos a madres sustitutas3. Sin embargo, durante estos tratamientos, los gametos y los cigotos están expuestos a una serie de procesos no fisiológicos que podrían requerir la adaptación del embrión para sobrevivir en estas condiciones4,5. Esta adaptación es posible debido a la plasticidad embrionaria temprana, que permite cambios en los embriones en la expresión génica y la programación del desarrollo6. Sin embargo, estas modificaciones pueden influir en las etapas subsiguientes del desarrollo del embrión hasta la edad adulta, y ahora se acepta ampliamente que los métodos, el tiempo, el procedimiento de criopreservación o las condiciones de cultivo muestran diferentes resultados en el destino del embrión7 , 8. por lo tanto, para dilucidar los efectos específicos inducidos de las artes, el uso de modelos animales bien caracterizados es inevitable.
El primer parto en vivo documentado resultante de la transferencia de embriones de mamíferos tuvo lugar en 18909. Hoy, la transferencia de embriones (ET) a una hembra sustituta es un paso crucial en el estudio de los efectos inducidos por el arte durante la preimplantación en las siguientes etapas de desarrollo del embrión10. Las técnicas ET dependen del tamaño y la estructura anatómica de cada animal. En el caso de modelos animales de gran tamaño, ha sido posible realizar ET por técnicas no quirúrgicas ET transcervicales, pero en las especies de tamaño más pequeño el cateterismo del cuello uterino es más complejo y las técnicas quirúrgicas se utilizan con frecuencia11. Sin embargo, la ET quirúrgica puede causar hemorragia que podría perjudicar la implantación y el desarrollo del embrión, ya que la sangre puede invadir el lumen uterino, causando la muerte del embrión10. Las técnicas transcervicales no quirúrgicas et se siguen aplicando en humanos, babuinos, bovinos, cerdos y ratones12,13,14,15,16,17, pero quirúrgicos Los ETS se siguen utilizando en especies como cabras, ovejas u otros animales que presentan dificultades adicionales10,18,19,20,21, como conejos (dos cervices independientes) o ratones (tamaño pequeño). Sin embargo, los métodos de transferencia quirúrgica tienden a haber sido reemplazados gradualmente por métodos menos invasivos. La endoscopia se utilizó para transferir embriones, por ejemplo, en conejos, cerdos y pequeños rumiantes18,19,20. Estos métodos de endoscopia mínimamente invasivas se pueden utilizar para transferir embriones a la ampolla a través del infundibulum, que es esencial en los conejos y ha demostrado efectos beneficiosos en algunas especies20. Esto se basa en la importancia del diálogo correcto entre el embrión y la madre durante las etapas tempranas del embrión en el oviducto. Como se mencionó anteriormente, la remodelación del embrión que tiene lugar en conejos durante la migración de embriones a través del oviducto es esencial para lograr embriones capaces de implantar22,23.
Los modelos animales de mayor tamaño, como el bovino, son interesantes porque las características bioquímicas y preimplantarias son similares a las de las especies humanas24. Sin embargo, los animales grandes son demasiado caros de usar en los ensayos preliminares, y los roedores se consideran un modelo ideal (76% los organismos modelo son roedores) para la investigación de laboratorio25. Sin embargo, el modelo de conejo ofrece algunas ventajas sobre los roedores en los estudios reproductivos, ya que algunos procesos biológicos reproductivos expuestos por los seres humanos son más similares en conejos que en los ratones. Los humanos y los conejos presentan una activación cronológica del genoma embrionario similar, la gastrulación y la estructura emocorial de la placenta. Además, el uso de conejos es posible conocer el momento exacto de la fertilización y las etapas del embarazo debido a su ovulación inducida25. Los ciclos de vida del conejo son cortos, completando la gestación en 31 días y alcanzando la pubertad en aproximadamente 4-5 meses; el animal es fácil de manejar debido a su comportamiento dócil y no agresivo, y su mantenimiento es muy económico comparado con el gasto de animales más grandes. Por otra parte, es crucial mencionar que los conejos tienen un útero dúplex con dos cervixes independientes11,25. Esto coloca al conejo en una posición preferencial, ya que los embriones de los diferentes grupos experimentales pueden transferirse al mismo animal, pero en un cuerno uterino diferente. Esto nos permite comparar ambos efectos experimentales, reduciendo el factor materno de los resultados.
En la actualidad, los métodos de ET no quirúrgicos no se utilizan en conejos. Algunos estudios realizados a finales de los años 90 utilizando una técnica transcervical et resultaron en tasas de entrega bajas que oscilan entre el 5,5% y el 20,0%11,26 versus el 50-65% por métodos quirúrgicos, entre ellos el procedimiento de laparoscopia descrito por Besenfelder y Brem18. Las bajas tasas de éxito de estos métodos no quirúrgicos de ET en conejos coinciden con la falta de la remodelación necesaria del embrión en el oviducto, que se evita en la ET transcervical. Aquí, describimos un procedimiento de ET laparoscópica mínimamente invasivo eficaz utilizando conejos como un organismo modelo. Esta técnica proporciona un modelo para una mayor investigación reproductiva en animales grandes y humanos.
Debido a que los conejos tienen una ventana de tiempo particularmente estrecha para la implantación de embriones, la ET en esta especie requiere un alto grado de sincro entre la etapa de desarrollo del embrión en ET y el estado fisiológico del receptor27. En algunos casos, después de un tratamiento reproductivo que ralentiza el desarrollo del embrión (como la cultura in vitro ) o altera la receptividad endometrial (como los tratamientos de superovulación), no hay ninguna sincronía entre el embrión y el útero materno. Estas situaciones pueden afectar negativamente al resultado. Para responder en estos contextos, describimos un protocolo de vitrificación de mórula de conejo eficaz que nos permite pausar, organizar y reanudar los experimentos. Este proceso es logísticamente deseable para los estudios reproductivos y nos da la capacidad para el almacenamiento a largo plazo de embriones, permitiendo su transporte. El procedimiento laparoscópico y las estrategias de criopreservación permiten una mejor planificación de los estudios con menos animales. Por lo tanto, nuestra metodología ofrece ventajas higiénicas y económicas y se ajusta al concepto de la 3Rs (sustitución, reducción y refinamiento) de la investigación animal con el objetivo declarado de mejorar el tratamiento humano de los animales experimentales. Así, con estos métodos, los conejos constituyen un organismo modelo ideal para los ensayos reproductivos in vivo .

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Bovine Serum Albumin (BSA)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>332</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine hydrochloride</td>
			<td>Alvet Escart&#237;</td>
			<td>626</td>
			<td>To be ordered by a licensed veterinarian.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buserelin Acetate</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>B3303</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clorhexidine digluconate soap</td>
			<td>Alvet Escart&#237;</td>
			<td>0265DCCJ500B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clorhexidine digluconate solution</td>
			<td>Alvet Escart&#237;</td>
			<td>0265DCCA500B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CO2</td>
			<td>Air Liquide</td>
			<td>99921</td>
			<td>CO2 N48.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CO2 Incubator</td>
			<td>Fisher scientific</td>
			<td>15385194</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dimethyl Sulfoxide</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>W387509</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dulbecco&#8217;s phosphate-buffered saline (DPBS)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>D5773</td>
			<td>Without calcium chloride.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electric razor</td>
			<td>Oster Golden A5</td>
			<td>078005-140-002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Endoscope camera</td>
			<td>Optomic Spain S.A</td>
			<td>OP-714</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Endoscope trocar with silicone leaflet valve</td>
			<td>Karl Storz Endoscopia Ib&#233;rica S.A.</td>
			<td>30114GK</td>
			<td>Lightweight trocar model.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Enrofloxacin</td>
			<td>Alvet Escart&#237;</td>
			<td>9993046</td>
			<td>To be ordered by a licensed veterinarian.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epicraneal needle 23G</td>
			<td>Alvet Escart&#237;</td>
			<td>514056353</td>
			<td>Smaller needles can be also used.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epidural catheter</td>
			<td>Vygon corporate</td>
			<td>187.10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epidural needle</td>
			<td>Vygon corporate</td>
			<td>187.10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethylene Glycol</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>102466-M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eye ointment</td>
			<td>Alvet Escart&#237;</td>
			<td>5273</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine hydrochloride</td>
			<td>Alvet Escart&#237;</td>
			<td>184</td>
			<td>To be ordered by a licensed veterinarian.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laparoscopy equipment</td>
			<td>Karl Storz Endoscopia Ib&#233;rica S.A.</td>
			<td>26003 AA</td>
			<td>Hopkins&#174; Laparoscope, 0&#186;-mm straight-viewing laparoscope, 30-cm length, 5-mm working channel.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Light source</td>
			<td>Optomic Spain S.A</td>
			<td>Fibrolux 250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Liquid Nitrogen</td>
			<td>Air Liquide</td>
			<td>P1505XXX</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mechanical CO2 insufflator</td>
			<td>Karl Storz Endoscopia Ib&#233;rica S.A.</td>
			<td>Endoflator&#174;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Meloxicam</td>
			<td>Alvet Escart&#237;</td>
			<td>9993501</td>
			<td>To be ordered by a licensed veterinarian.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dishes, 35-mm</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>CLS430165-500EA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic dressing (Nobecutan)</td>
			<td>IBOR medica</td>
			<td>7140028</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic Straw 0.25 mL</td>
			<td>IMV - technologies</td>
			<td>6431</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Povidone iodide solution</td>
			<td>Alvet Escart&#237;</td>
			<td>02656DPYS500S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td>ROBOZ</td>
			<td>RS-5880</td>
			<td>Any regular surgical grade steel small straight scissors will work.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicone tube for insufflator</td>
			<td>Karl Storz Endoscopia Ib&#233;rica S.A.</td>
			<td>20400040</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereomicroscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>MZ16F</td>
			<td>There are cheaper options such as Leica MZ8 or Nikon SMZ-10 or SMZ-2B, to name a few.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Gloves</td>
			<td>Alvet Escart&#237;</td>
			<td>087GL010075</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile gown</td>
			<td>Alvet Escart&#237;</td>
			<td>12261501</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile mask</td>
			<td>Alvet Escart&#237;</td>
			<td>058B15924B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straw Plug</td>
			<td>IMV - technologies</td>
			<td>6431</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>S7903</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe, 1-mL</td>
			<td>Fisher scientific</td>
			<td>11750425</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe, 5-mL</td>
			<td>Fisher scientific</td>
			<td>11773313</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Urinary catheter</td>
			<td>IMV - technologies</td>
			<td>17722</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Waterbath</td>
			<td>RAYPA</td>
			<td>BAE-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine</td>
			<td>Alvet Escart&#237;</td>
			<td>525225</td>
			<td>To be ordered by a licensed veterinarian.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbits</td>
			<td>Universitat Polit&#232;cnica de Val&#232;ncia</td>
			<td>Line A</td>
			<td>Other maternal lines, such as Line V or Line HP can be used.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

minimally invasive embryo transfer and embryo vitrification at the optimal embryo stage in rabbit model

Las técnicas de reproducción asistida (ARTs), como la cultura embrionaria in vitro o la criopreservación de embriones, afectan a los patrones de desarrollo natural con consecuencias perinatales y postnatales. Para garantizar la inocuidad de las aplicaciones de ART, es necesario realizar estudios en modelos animales. Además, como último paso, los estudios de desarrollo de embriones requieren la evaluación de su capacidad para desarrollar crías sanas a término. Aquí, la transferencia de embriones al útero es indispensable para realizar cualquier experimento relacionado con las artes.
El conejo se ha utilizado como un organismo modelo para estudiar la reproducción de mamíferos durante más de un siglo. Además de su proximidad filogenética a la especie humana y su pequeño tamaño y bajo costo de mantenimiento, tiene características reproductivas importantes como la ovulación inducida, una cronología de desarrollo embrionario temprano similar a los seres humanos y una breve gestación que nos permiten estudiar fácilmente las consecuencias de la aplicación de ART. Además, las Artes (como la inyección intracitoplasmática de espermatozoides, el cultivo de embriones o la criopreservación) se aplican con la eficiencia adecuada en esta especie.
Utilizando la técnica de transferencia de embriones laparoscópica y el protocolo de criopreservación presentados en este artículo, describimos 1) Cómo transferir embriones a través de una técnica fácil, mínimamente invasiva y 2) un protocolo eficaz para el almacenamiento a largo plazo de conejo embriones para proporcionar capacidades logísticas flexibles en el tiempo y la capacidad de transportar la muestra. Los resultados obtenidos después de la transferencia de embriones de conejo en diferentes etapas de desarrollo indican que la Mórula es la etapa ideal para la recuperación y transferencia de embriones de conejo. Por lo tanto, se requiere una transferencia de embriones oviductal, justificando el procedimiento quirúrgico. Además, las morulae de conejo se vitrifican con éxito y se transfieren por vía laparoscópica, demostrando la efectividad de las técnicas descritas.

La transferencia laparoscópica mínimamente invasiva de embriones frescos o vitrificados coloca al conejo entre los mejores animales modelo para estudios reproductivos. El cuadro 1 muestra los resultados de la et fresca en diferentes etapas de desarrollo (figura 4) de embriones transferidos. La tasa de supervivencia al nacer (porcentaje de embriones que resultan en un cachorro) demostró la eficacia de la técnica laparoscópica descrita en ...

Watch this Scientific Journal Video about Minimally Invasive Embryo Transfer and Embryo Vitrification at the Optimal Embryo Stage in Rabbit Model at JoVE.com

Minimally Invasive Embryo Transfer and Embryo Vitrification at the Optimal Embryo Stage in Rabbit Model

Transferencia de embriones mínimamente invasiva y vitrificación de embriones en la etapa óptima del embrión en el modelo Rabbit

Las técnicas de reproducción asistida (ARTs) están en continua evaluación para mejorar los resultados y reducir los riesgos asociados. Este manuscrito describe un procedimiento de transferencia de embriones mínimamente invasivo con un eficiente protocolo de criopreservación que permite el uso de conejos como un modelo animal ideal de reproducción humana.

Assisted reproductive techniques (ARTs), such as in vitro embryo culture or embryo cryopreservation, affect natural development patterns with perinatal ...

El objetivo principal de este experimento es describir un procedimiento de transferencia de embriones laparoscópico en conejo como modelo. La principal ventaja de esta técnica es que este trabaja para transferir embriones utilizando una técnica fácil y mínimamente invasiva. Además, el eficaz protocolo de criopreservación de embriones aquí descrito también funciona para el almacenamiento a largo plazo de los embriones de conejo, proporcionando capacidades logísticas flexibles en el tiempo y la capacidad de transportar la muestra.Como sabemos, las tecnologías de reproducción asistida están en evaluación continua para mejorar los resultados y reducir los riesgos asociados. Por lo tanto, utilizando ambas técnicas, el conejo se puede utilizar como un modelo animal ideal de reproducción humana para responder a preguntas clave en este campo, tales como los efectos de la manipulación in vitro del embrión en la descendencia. La demostración visual de estos asuntos es crítica ya que los pasos de transferencia de embriones son difíciles de aprender, porque debe hacerse con gran precisión para asegurar el éxito de la técnica.Para la vitrificación embrionaria, sumerja los embriones en solución de equilibrio durante dos minutos, seguido de una incubación de un minuto en solución de vitrificación. Al final de la incubación, cargue los embriones en una mini-paja de plástico de 125 microlitros, y combine el extremo cerrado de la mini-paja con un microdispensor de un mililitro apropiado. Aspirar el medio base hasta un tercio de la longitud de la paja, seguido de una pequeña burbuja de aire.A continuación, utilice un estereomicroscopio para aspirar los embriones en 40 microlitros de solución de vitrificación, seguido de otra pequeña burbuja de aire y suficiente medio base para mover la primera fracción líquida hasta el algodón de la mini-paja. A continuación, cierre el extremo abierto de la mini-paja con un tapón de paja, sumerja la mini-paja directamente en nitrógeno líquido para lograr la vitrificación, y almacene la mini-paja en una dewar de nitrógeno líquido. Para descongelar los embriones para una transferencia, coloque la mini-paja horizontalmente a 10 centímetros del vapor de nitrógeno líquido durante 20 a 30 segundos.Cuando el proceso de cristalización comience dentro de la mini-paja, sumerja la mini-paja en el baño de agua de 25 grados celsius durante 10 a 15 segundos. Retire inmediatamente los tapones de mini-paja y algodón y utilice un microdispensor acoplado para expulsar el contenido de mini-paja en una placa que contenga un medio base de 25 grados centígrados complementado con una solución de sacarosa molar de 0,33, en la que los embriones deben permanecer durante cinco minutos. A continuación, transfiera los embriones a un plato de medio base fresco para otra incubación de cinco minutos.Tantos días antes como la edad de los embriones a transferir, observar la turgencia y el color de las vulvas de los conejos hembra de 4,5 meses de edad sexualmente maduros disponibles, e inducir la ovulación en los animales receptivos con una sola inyección intramuscular de un microgramo de buserelina acetato independientemente del peso corporal. El día de la transferencia, enjuague los embriones frescos o descongelados en un medio base de 37 grados centígrados bajo un estereomicroscopio, y conecte un catéter epidural de calibre 17 configurado adecuadamente a una jeringa de un mililitro. Aspirar un centímetro de media base en el catéter, seguido de una pequeña burbuja de aire.A continuación, aspirar de cinco a siete embriones y 10 microlitros de medio base, seguido de otra pequeña burbuja de aire, y un último un centímetro de media base. Una vez cargados los embriones, coloque el conejo receptor anestesiado en una jaula en una etapa de calentamiento, y aplique ung ón en los ojos del animal. Después de confirmar la falta de respuesta al reflejo del pedal, afeite el pelaje del abdomen ventral, limpie el área quirúrgica con jabón de gluconato de clorhexidina y retire el cabello restante.Cubra el área con una cortina estéril con un orificio para el área quirúrgica, e inserte un trocar endoscópico de cinco centímetros en la cavidad abdominal, dos centímetros caudales para el proceso de la phoide, y utilice un insuflador mecánico regulador de presión para inflar la cavidad peritoneal. Inserte la cámara del endoscopio a través del trocar endoscópico e inserte la aguja epidural del calibre 17 en la región inguinal, de dos a tres centímetros del infundibulum. Inserte el catéter cargado a través de la aguja epidural en el abdomen e inserte de uno a dos centímetros del catéter epidural a través del infundibulum en la ampolla.Presione suavemente el émbolo del catéter para liberar los embriones en el oviducto. Ambas burbujas de aire deben salir del catéter. Retire el catéter justo después de que los embriones hayan sido liberados, y aspire y libere el medio restante para confirmar la ausencia de los embriones.Después de confirmar una transferencia exitosa de los embriones, retire la aguja epidural y la cámara del endoscopio, y libere el dióxido de carbono abdominal a través del trocar endoscópico. Limpie la incisión del trocar con solución de clorhexidina y cierre la herida con un aluminio micronizado y un apósito de plástico. Luego trate al animal con los antibióticos y analgésicos apropiados, y monitoree al animal hasta su recuperación completa.La transferencia laparoscópica mínimamente invasiva de embriones coloca al conejo entre los mejores modelos animales para estudios reproductivos, con un alto porcentaje de embriones frescos transferidos que resultan en un cachorro. En particular, se alcanzan valores más altos cuando la transferencia de embriones frescos se realiza con embriones en la etapa morulae temprana o compacta. Se observan resultados similares después de la transferencia temprana y compacta de la morula de conejo vitrificado, particularmente con morulas compactas, lo que confirma la eficacia y fiabilidad de esta técnica para la transferencia de embriones frescos en vitrificados en conejos.Siguiendo este procedimiento, se pueden realizar otros métodos como las tecnologías de reproducción de asistencia condicional con el fin de responder a preguntas adicionales como cómo la adición de densidades puede incurrir en un efecto analgésico más adelante en la vida. Después del desarrollo reciente, esta técnica allana el camino para que los científicos en el campo de la reproducción exploren este efecto en humanos basado en la estrecha distancia filogenética entre el conejo y los seres humanos. Por lo tanto, esta técnica puede proporcionar resultados fácilmente transferibles a la medicina clínica humana, así como en otras especies de mamíferos.No olvide que nuestro método ofrece algunas ventajas higiénicas y económicas que se ajustan al concepto de tres R de bienestar animal, reemplazo, reducción y refinamiento, con la intención de mejorar el tratamiento humano de los animales experimentales.

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Microbead Implantation in the Zebrafish Embryo

Microbead Implantación en el embrión de pez cebra

The zebrafish has emerged as a valuable genetic model system for the study of developmental biology and disease. Zebrafish share a high degree of genomic ...

Investigación

Biología del Desarrollo

Imaging Subcellular Structures in the Living Zebrafish Embryo

La formación de imágenes estructuras subcelulares en el embrión vivo de pez cebra

In vivo imaging provides unprecedented access to the dynamic behavior of cellular and subcellular structures in their natural context. Performing such ...

Observing Mitotic Division and Dynamics in a Live Zebrafish Embryo

La observación de la división mitótica y dinámica en un embrión de pez cebra en vivo

Mitosis is critical for organismal growth and differentiation. The process is highly dynamic and requires ordered events to accomplish proper chromatin ...

Embryo Microinjection and Electroporation in the Chordate Ciona intestinalis

Embryo Microinjection and Electroporation in the Chordate Ciona intestinalis

La microinyección de embriones y la electroporación en el Chordate<em&gt; Ciona intestinalis</em

Simple model organisms are instrumental for in vivo studies of developmental and cellular differentiation processes. Currently, the evolutionary distance ...

Identification Of Erythromyeloid Progenitors And Their Progeny In The Mouse Embryo By Flow Cytometry

Identificación de progenitores eritromioideos y su progenie en el embrión de ratón por citometría de flujo

Macrophages are professional phagocytes from the innate arm of the immune system. In steady-state, sessile macrophages are found in adult tissues where ...

Use of Immunolabeling to Analyze Stable, Dynamic, and Nascent Microtubules in the Zebrafish Embryo

Uso de inmunomarcación para analizar microtúbulos estables, dinámicos y emergente en el embrión de pez cebra

Microtubules (MTs) are dynamic and fragile structures that are challenging to image in vivo, particularly in vertebrate embryos. Immunolabeling methods ...

AFM and Microrheology in the Zebrafish Embryo Yolk Cell

AFM y Microrheology en la celda de yema de embrión de pez cebra

Elucidating the factors that direct the spatio-temporal organization of evolving tissues is one of the primary purposes in the study of development. ...

Effectiveness of the Air Stripping in Two Salmonid Fish, Rainbow Trout (Oncorhynchus Mykiss) and Brown Trout (Salmo Trutta Morpha fario)

Effectiveness of the Air Stripping in Two Salmonid Fish, Rainbow Trout Oncorhynchus Mykiss and Brown Trout Salmo Trutta Morpha fario

Eficacia de la extracción de aire en dos peces salmónidos, trucha arco iris (Oncorhynchus Mykiss) y trucha (Salmo Trutta Morpha fario)

Egg collection is one of the most crucial procedures during fish reproduction in salmonid hatcheries. Classic methods involve the use of hand massage on ...

Following Endocardial Tissue Movements via Cell Photoconversion in the Zebrafish Embryo

Siguientes movimientos de tejido endocárdico vía Photoconversion de la célula en el embrión de pez cebra

During embryogenesis, cells undergo dynamic changes in cell behavior, and deciphering the cellular logic behind these changes is a fundamental goal in the ...

Microinjection-based System for In Vivo Implantation of Embryonic Cardiomyocytes in the Avian Embryo

Sistema basado en la microinyección en Vivo implantación de cardiomiocitos embrionarios en el embrión aviar

Interpreting the relative impact of cell autonomous patterning versus extrinsic microenvironmental influence on cell lineage determination represents a ...