Name: screening cotton genotypes for reniform nematode resistance
Uploaded: 2019-05-02T12:30:00
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Cette recherche a été financée par le Département de l'agriculture des États-Unis, Le Service de recherche agricole. La mention des noms commerciaux et des produits commerciaux dans cet article a pour but uniquement de fournir des renseignements précis et n'implique pas de recommandations ou d'approbations de la part du ministère de l'Agriculture des États-Unis. L'USDA est un fournisseur et un employeur de l'égalité des chances. Les auteurs n'ont aucun conflit d'intérêts à déclarer. L'assistance technique a été fournie par Kristi Jordan.

1. Maintenir une source de R. reniformis (en) Inoculum
<ol><li>Remplir les pots d'argile en terre cuite (15 cm de diamètre, 13,5 cm de hauteur) avec un mélange pasteurisé à la vapeur de limon sablonneux en 1 partie et de sable en 2 parties. Plantez une variété de tomate sensible (socopersicon) dans chaque pot et placez les pots dans une serre. REMARQUE : D'autres variétés végétales sensibles comme le coton peuvent être utilisées à la place de la tomate.</li>
	<li>Inoculer les ...

<ol>
	<li>Heald, C. M., Robinson, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Survey+of+current+distribution+of+Rotylenchulus+reniformis.+in+the+United+States.">Survey of current distribution of Rotylenchulus reniformis. in the United States.</a> Journal of Nematology. 22 (4), 695-699 (1990).</li><li>Koenning, S. R., Wrather, J. A., Kirkpatrick, T. L., Walker, N. R., Starr, J. L., Mueller, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plant-parasitic+nematodes+attacking+cotton+in+the+United+States:+old+and+emerging+production+challenges.">Plant-parasitic nematodes attacking cotton in the United States: old and emerging production challenges.</a> Plant Disease. 88 (2), 100-113 (2004).</li><li>Robinson, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reniform+in+U.S.+cotton:+when,+where,+why,+and+some+remedies.">Reniform in U.S. cotton: when, where, why, and some remedies.</a> Annual Review of Phytopathology. 45, 263-288 (2007).</li><li>Robinson, A. F., Inserra, R. N., Caswell-Chen, E. P., Vovlas, N., Troccoli, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rotylenchulus+species:+identification,+distribution,+host+ranges,+and+crop+plant+resistance.">Rotylenchulus species: identification, distribution, host ranges, and crop plant resistance.</a> Nematropica. 27 (2), 127-180 (1997).</li><li>Davis, R. F., Koenning, S. R., Kemerait, R. C., Cummings, T. D., Hurley, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rotylenchulus+reniformis+management+in+cotton+with+crop+rotation.">Rotylenchulus reniformis management in cotton with crop rotation.</a> Journal of Nematology. 35 (1), 58-64 (2003).</li><li>Starr, J. L., Koenning, S. R., Kirkpatrick, T. L., Robinson, A. F., Roberts, P. A., Nichols, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+future+of+nematode+management+in+cotton.">The future of nematode management in cotton.</a> Journal of Nematology. 39 (4), 283-294 (2007).</li><li>Weaver, D. B., Lawrence, K. S., van Santen, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reniform+nematode+resistance+in+upland+cotton+germplasm.">Reniform nematode resistance in upland cotton germplasm.</a> Crop Science. 47 (1), 19-24 (2007).</li><li>Robinson, A. F., Cook, C. G., Percival, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resistance+to+Rotylenchulus+reniformis+and+Meloidogyne+incognita+race+3+in+the+major+cotton+cultivars+planted+since+1950.">Resistance to Rotylenchulus reniformis and Meloidogyne incognita race 3 in the major cotton cultivars planted since 1950.</a> Crop Science. 39 (3), 850-858 (1999).</li><li>Carter, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resistance+and+resistant+reaction+of+Gossypium+arboreum+to+the+reniform+nematode,+Rotylenchulus+reniformis.">Resistance and resistant reaction of Gossypium arboreum to the reniform nematode, Rotylenchulus reniformis.</a> Journal of Nematology. 13 (3), 368-374 (1981).</li><li>Erpelding, J. E., Stetina, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetics+of+reniform+nematode+resistance+in+Gossypium+arboreum+germplasm+line+PI+529728.">Genetics of reniform nematode resistance in Gossypium arboreum germplasm line PI 529728.</a> World Journal of Agricultural Research. 1 (4), 48-53 (2013).</li><li>Robinson, A. F., Bridges, A. C., Percival, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+sources+of+resistance+to+the+reniform+(Rotylenchulus+reniformis)+and+root-knot+(Meloidogyne+incognita)+nematode+in+upland+(Gossypium+hirsutum+L.)+and+sea+island+(G.+barbadense+L.)+cotton.">New sources of resistance to the reniform (Rotylenchulus reniformis) and root-knot (Meloidogyne incognita) nematode in upland (Gossypium hirsutum L.) and sea island (G. barbadense L.) cotton.</a> Journal of Cotton Science. 8 (3), 191-197 (2004).</li><li>Robinson, A. F., Percival, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resistance+to+Meloidogyne+incognita+race+3+and+Rotylenchulus+reniformis+in+wild+accessions+of+Gossypium+hirsutum+and+G.+barbadense+from+Mexico.">Resistance to Meloidogyne incognita race 3 and Rotylenchulus reniformis in wild accessions of Gossypium hirsutum and G. barbadense from Mexico.</a> Journal of Nematology. 29 (4), 746-755 (1997).</li><li>Stetina, S. R., Young, L. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparisons+of+female+and+egg+assays+to+identify+Rotylenchulus+reniformis+resistance+in+cotton.">Comparisons of female and egg assays to identify Rotylenchulus reniformis resistance in cotton.</a> Journal of Nematology. 38 (3), 326-332 (2006).</li><li>Usery, S. R., Lawrence, K. S., Lawrence, G. W., Burmester, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+cotton+cultivars+for+resistance+and+tolerance+to+Rotylenchulus+reniformis.">Evaluation of cotton cultivars for resistance and tolerance to Rotylenchulus reniformis.</a> Nematropica. 35 (2), 121-133 (2005).</li><li>Yik, C. -. P., Birchfield, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resistant+germplasm+in+Gossypium+species+and+related+plants+to+Rotylenchulus+reniformis.">Resistant germplasm in Gossypium species and related plants to Rotylenchulus reniformis.</a> Journal of Nematology. 16 (2), 146-153 (1984).</li><li>Stetina, S. R., Erpelding, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gossypium+arboreum+accessions+resistant+to+Rotylenchulus+reniformis.">Gossypium arboreum accessions resistant to Rotylenchulus reniformis.</a> Journal of Nematology. 48 (4), 223-230 (2016).</li><li>Thies, J. A., Merrill, S. B., Corley, E. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Red+food+coloring+stain:+new,+safer+procedures+for+staining+nematodes+in+roots+and+egg+masses+on+root+surfaces.">Red food coloring stain: new, safer procedures for staining nematodes in roots and egg masses on root surfaces.</a> Journal of Nematology. 34 (2), 179-181 (2002).</li><li>Erpelding, J. E., Stetina, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+characterization+of+reniform+nematode+resistance+for+Gossypium+arboreum+accession+PI+417895.">Genetic characterization of reniform nematode resistance for Gossypium arboreum accession PI 417895.</a> Plant Breeding. 137 (1), 81-88 (2018).</li><li>Byrd, D. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+semi-automatic+elutriators+for+extracting+nematodes+and+certain+fungi+from+soil.">Two semi-automatic elutriators for extracting nematodes and certain fungi from soil.</a> Journal of Nematology. 8 (3), 206-212 (1976).</li><li>Jenkins, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+rapid+centrifugal-flotation+technique+for+separating+nematodes+from+soil.">A rapid centrifugal-flotation technique for separating nematodes from soil.</a> Plant Disease Reporter. 48 (9), 692 (1964).</li><li>Robinson, A. F., Heald, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Carbon+dioxide+and+temperature+gradients+in+Baermann+funnel+extraction+of+Rotylenchulus+reniformis.">Carbon dioxide and temperature gradients in Baermann funnel extraction of Rotylenchulus reniformis.</a> Journal of Nematology. 23 (1), 28-38 (1991).</li><li>Williams, C., Gilman, D. F., Fontenot, D. S., Birchfield, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+rapid+technique+for+screening+soybeans+for+reniform+nematode+resistance.">A rapid technique for screening soybeans for reniform nematode resistance.</a> Plant Disease Reporter. 63 (10), 827-829 (1979).</li><li>Schmitt, D. P., Shannon, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differentiating+soybean+responses+to+Heterodera+glycines+races.">Differentiating soybean responses to Heterodera glycines races.</a> Crop Science. 32 (1), 275-277 (1992).</li></ol>

Un protocole de dépistage efficace est nécessaire pour 1) l'identification de R. génotypes de coton résistants aux reniformis afin d'évaluer la génétique de la résistance et 2) l'élevage de variétés résistantes. La plupart des protocoles évaluent R. densités de population de reniformis ou taux de reproduction en extrayant des nématodes vermiformes ou des œufs du système racinaire de coton ou du sol de miseenpot 8,11<...

Rotylenchulus reniformis (Linford et Oliveira), communément appelé nématode reniforme, est l'une des principales espèces de nématodes parasites présentes dans les sols du sud-est des États-Unis1,2,3. Le nématode est un semi-endoparasite obligatoire et sédentaire nécessitant une plante hôte pour terminer son cycle de vie2,4. Les nématodes femelles préadultes vermiformes pénètrent dans le système racinaire hôte pour établir un site d'alimentation dans la stèle2,3. Au fur et à mesure que le nématode se nourrit et mûrit, la partie postérieure qui reste à l'extérieur de la racine hôte gonflera lors de la production d'œufs, formant une forme rénale caractéristique (figure 1). Rotylenchulus reniformis est capable de se nourrir du système racinaire de plus de 300 espèces végétales, dont le coton4. Le coton upland (Gossypium hirsutum L.) est largement cultivé dans le sud-est des États-Unis, mais l'absence de R. les variétés résistantes au reniformis entravent la gestion du nématode2,3. Des stratégies de gestion telles que le traitement du nématicide et la rotation avec des espèces de cultures non hôtes ont été utilisées pour réduire la Rdu sol. densités de population de reniformis 5,6, mais les pertes de rendement de coton de graine peuvent généralement varier de 1 à 5%2. Symptômes de R. l'infection de reniformis peut inclure le retard de croissance deplante, la croissance supprimée de racine, les insuffisances nutritionnelles, l'avortement de fruit, et la maturité retardée 2. Cependant, les symptômes peuvent ne pas être apparents en raison de l'uniformité des symptômes à travers le champ ; par conséquent, les approches d'évaluation de la R. l'infection de reniformis sont nécessaires pour identifier et développer les variétés résistantes de coton upland. Évaluation de r. la résistance de reniformis dans le coton est considérée difficile7,parce que le système racinaire infecté peut sembler normal même si la plante peut montrer des symptômes d'infection8.
Un protocole efficace de dépistage des nématodes est nécessaire pour l'identification de r. adhésions résistantes de la collection de germplasme de coton, et pour la détermination de la génétique de résistance pour ces adhésions. Un tel protocole facilitera le transfert des gènes de résistance vers le coton upland. Diverses méthodes de bio-analyse ont été utilisées pour évaluer R. infection à reniformis en coton8,9,10,11,12,13,14,15. En général, deux approches principales ont été utilisées pour l'identification de r. génotypes de coton résistants aux reniformis. L'approche la plus fréquemment utilisée consiste à extraire des œufs et/ou des nématodes vermiformes à partir de plantes infectées ou du sol8,11,12,14,15. La méthodologie générale de cette approche consiste à planter des graines pour les génotypes de coton individuels dans des pots séparés, permettant aux semis de se développer pendant 7 à 14 jours, en inocérant les semis en ajoutant un mélange d'étapes vermiformes de R. reniformis au sol, et permettant aux nématodes d'infecter le système racinaire pendant 30 à 60 jours. Ensuite, les nématodes vermiformes et/ou les œufs sont extraits du système racinaire infecté de chaque plante ou du sol de mise en pot. Le nombre de nématodes ou d'œufs extraits est alors déterminé pour estimer la densité de population et le taux de reproduction, qui sont comparés aux génotypes témoins afin d'identifier les génotypes résistants.
Une autre approche, telle qu'elle est décrite ici, consiste à examiner au microscope le système racinaire du coton qui a été infecté par des nématodes pour déterminer le nombre de nématodes femelles parasitant les racines10,16. Comme d'autres approches, les génotypes de coton sont plantés dans des pots séparés et inoculés avec des nématodes vermiformes environ 7 jours après la plantation. Dans les 30 jours suivant l'inoculation, le système racinaire est retiré des plantes individuelles et le sol est rincé des racines. Ensuite, les nématodes attachés au système racinaire sont tachés de colorant alimentaire rouge17, et les racines sont examinées au microscope pour déterminer le nombre de sites d'infection avec des génotypes de coton résistants (identifiés en fonction du nombre de nématodes par gramme de racine) par rapport à un contrôle sensible16. Cette deuxième approche présente l'avantage d'augmenter le débit en réduisant le nombre de jours requis pour l'évaluation et en augmentant le nombre de génotypes individuels évalués dans une seule expérience. Les méthodes de dépistage qui évaluent la densité de population ou le taux de reproduction prennent souvent plus de temps que celles basées sur les observations visuelles des signes d'infection7. Cependant, l'une des limites de cette approche est que la résistance des plantes hôtes qui entrave la reproduction des nématodes, telle qu'elle est déterminée par la production d'œufs, n'est pas évaluée13.
Protocoles de dépistage pour R. La résistance au reniformis détruit souvent le système racinaire lors de l'évaluation7 et implique que la pousse végétative soit jetée. Pour surmonter cette limitation, une méthode de propagation végétative a été développée pour permettre la récupération des plantes pour la production de semences18. Après l'enlèvement du système racinaire pour l'évaluation des nématodes, la pousse végétative est plantée dans le sol de mise en pot pour permettre au système racinaire de repousser. Cette méthode a de larges applications pour la plupart des R. protocoles de dépistage reniformis. Une méthode simple et rapide de propagation végétative est d'une importance cruciale pour la reproduction R. variétés de coton upland résistantes aux reniformis, où la récupération de la progéniture est nécessaire pour faire progresser les génotypes résistants à la prochaine génération.
Un protocole est présenté pour le criblage à grande échelle des génotypes de coton pour la résistance aux nématodes reniformes. L'objectif est de développer une méthode de dépistage non destructive simple et rapide pour évaluer les populations de reproduction du coton pour la résistance aux nématodes afin d'aider à l'élevage de variétés de coton résistantes des terres des terres. À l'aide de ce protocole, les données sont généralement obtenues dans les 35 jours, avec plus de 300 génotypes évalués en une seule expérience. Les données sont présentées pour les génotypes résistants et sensibles pour illustrer la variation couramment observée à l'aide de ces méthodes.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:928px;" width="928">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:367px;">Ray Leach Cone-tainer</td>
			<td style="width:155px;">Stuewe and Sons Inc.</td>
			<td style="width:155px;">SC10U</td>
			<td style="width:252px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:367px;">Cone-tainer tray</td>
			<td>Stuewe and Sons Inc.</td>
			<td style="width:155px;">RL98</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:367px;">Sand</td>
			<td style="width:155px;">various</td>
			<td style="width:155px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:367px;">Cotton balls</td>
			<td style="width:155px;">various</td>
			<td style="width:155px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:367px;">Pylon 4 inch plant labels (4 in L x 5/8 in W)</td>
			<td style="width:155px;">Pylon Platics</td>
			<td style="width:155px;">L-4-W</td>
			<td>Any brand or vendor is acceptible.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:367px;">4 oz. specimen containers</td>
			<td style="width:155px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:155px;">16-320-731</td>
			<td>Any brand or vendor is acceptible.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:367px;">Red food coloring</td>
			<td style="width:155px;">McCormick &#38; Co., Inc.</td>
			<td style="width:155px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:367px;">1 mL Pipet tips</td>
			<td style="width:155px;">various</td>
			<td style="width:155px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:367px;">10 L container</td>
			<td style="width:155px;">various</td>
			<td style="width:155px;"></td>
			<td>Inexpensive buckets work well.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:367px;">6 L pots</td>
			<td>Nursery Supplies Inc.</td>
			<td>Poly-Tainer-Can No2A</td>
			<td>Any brand or vendor is acceptible. Different size pots can be used</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:367px;">Potting media</td>
			<td>Sun Gro Horticulture</td>
			<td>Metro-Mix 360</td>
			<td>Any brand or vendor is acceptible.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:367px;">Fertilizer</td>
			<td>Everris NA Inc.</td>
			<td>Osmocote Plus</td>
			<td>Any brand or vendor is acceptible.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Plastic container (73.6 cm L x 45.7 cm W x 15.2 cm D)</td>
			<td style="width:155px;">Rubbermaid</td>
			<td style="width:155px;">3O29&#160;</td>
			<td>Any brand or vendor is acceptible.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

screening cotton genotypes for reniform nematode resistance

Un protocole de dépistage rapide du nématode reniforme non destructif (Rotylenchulus reniformis) est nécessaire pour le développement de variétés de coton résistant(Gossypium hirsutum)afin d'améliorer la gestion du nématode. La plupart des protocoles consistent à extraire des nématodes vermiformes ou des œufs du système racinaire du coton ou à mettre en pot le sol pour déterminer la densité de population ou le taux de reproduction. Ces approches prennent généralement beaucoup de temps et un petit nombre de génotypes sont évalués. Une approche alternative est décrite ici dans laquelle le système racinaire est visuellement examiné pour l'infection de nématode. Le protocole consiste à inoculer les semis de coton 7 jours après la plantation avec des nématodes vermiformes et à déterminer le nombre de femelles attachées au système racinaire 28 jours après l'inoculation. Les données sont exprimées comme le nombre de femelles par gramme de poids frais des racines pour s'ajuster à la variation de la croissance des racines. Le protocole fournit une excellente méthode pour évaluer la résistance hôte-plante associée à la capacité du nématode d'établir un site d'infection; cependant, la résistance qui entrave la reproduction des nématodes n'est pas évaluée. Comme avec d'autres protocoles de criblage, la variation est généralement observée dans l'infection de nématode parmi les génotypes individuels à l'intérieur et entre les expériences. Les données sont présentées pour illustrer l'éventail des variations observées à l'aide du protocole. Pour s'adapter à cette variation, des génotypes témoins sont inclus dans les expériences. Néanmoins, le protocole fournit une méthode simple et rapide pour évaluer la résistance hôte-plante. Le protocole a été utilisé avec succès pour identifier les adhésions résistantes du G. arboreum germplasm collection et évaluer les populations de ségrégation de plus de 300 individus pour déterminer la génétique de la résistance. Une méthode de propagation végétative pour la récupération des plantes pour la reproduction de résistance a également été développée. Après l'enlèvement du système racinaire pour l'évaluation des nématodes, la pousse végétative est replantée pour permettre le développement d'un nouveau système racinaire. Plus de 95 % des pousses développent généralement un nouveau système racinaire dont les plantes atteignent leur maturité.

Rotylenchulus reniformis infection du système racinaire pour deux variétés est présenté dans la figure 1. Relativement moins de nématodes reniformes femelles sont en mesure d'établir un site d'alimentation pour le génotype de coton résistant par rapport au génotype sensible. La variation de la croissance des racines est courante entre les adhésions, comme l'illustre la figure 2. Cette variation mesurée par le...

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Screening Cotton Genotypes for Reniform Nematode Resistance

Dépistage des génotypes de coton pour la résistance au nématode reniforme

Ici, un protocole est présenté pour le criblage non destructif soudifieux rapide des génotypes de coton pour la résistance aux nématodes reniformes. Le protocole consiste à examiner visuellement les racines des semis de coton infectés par les nématodes afin de déterminer la réponse à l'infection. La pousse végétative de chaque plante est ensuite propagée pour récupérer les plantes pour la production de semences.

A rapid non-destructive reniform nematode (Rotylenchulus reniformis) screening protocol is needed for the development of resistant cotton (Gossypium ...

Cette méthode pourrait aider au développement de variétés de coton résistantes aux nématodes rénifformes. Grâce à l’identification de génotypes résistants provenant d’autres espèces cotonnières et à l’évaluation des populations reproductrices. Le principal avantage de cette technique est qu’elle fournit une méthode simple et nontructive pour le criblage reniforme de nématode.Commencez par placer une boule de coton au fond d’un diamètre de quatre centimètres, 21 pot en plastique conique de hauteur centrale par graine. Et remplir les pots avec du mélange de sol pasteurisé à la vapeur à environ deux centimètres du haut de la casserole. Placez un pieu en plastique dans chaque pot en nommant le génotype à planter et plantez une graine du génotype de coton correspondant approprié dans chaque pot.Remplissez chaque pot d’un sol supplémentaire pour couvrir les graines et placez les pots dans une chambre de croissance réglée à une température constante de 28 degrés Celsius avec une période de photo fluorescente et incandescente de 16 heures. Ensuite, placez les émetteurs d’eau dans chaque pot et utilisez un système d’arrosage automatique pour arroser les pots deux fois par jour. Sept jours après la plantation, créer une petite dépression dans le sol à côté de chaque plante et ajouter un millilitre de suspension de nématode reniforme dans chaque dépression.Après l’inoculation, l’eau du pot doit être soigneusement contrôlée afin d’éviter de laver les nématodes de la zone racinaire. 28 jours après l’inoculation, utiliser des ciseaux pour enlever la plupart des feuilles complètement élargies des plantes avant de presser chaque casserole et glisser le sol dans une main pour enlever les plantes. Agiter doucement le système racinaire dans l’eau du robinet dans un récipient de 10 litres pour enlever le sol des racines, suivi d’un bref rinçage dans un récipient d’eau propre du robinet.Utilisez des ciseaux pour enlever le système racinaire nettoyé de la plante à environ un centimètre sous la ligne du sol. Placez les racines dans un contenant de spécimen jetable non stérile de 120 millilitres en plastique. Ensuite, couvrez complètement le système racinaire d’environ 30 millilitres de solution de coloration des aliments rouges et placez le contenant de l’échantillon dans un four à micro-ondes pour le chauffage de la solution de coloration jusqu’à ce qu’il commence à bouillir.Lorsque l’échantillon a refroidi à température ambiante, remplacer la solution de coloration des aliments rouges par 100 millilitres d’eau du robinet pour éliminer tout excès de tache. Placez ensuite le couvercle sur le contenant de l’échantillon et stockez l’échantillon à quatre degrés Celsius jusqu’à l’analyse de l’infection racinaire. Pour récupérer les plantes pour la production de graines, placez une boule de coton au fond d’une nouvelle casserole en plastique conique et remplissez partiellement la casserole avec du milieu de mise en pot de mousse de tourbe.Placer un système racinaire récolté pousse végétative dans la casserole et ajouter fermement le milieu de mise en pot pour remplir la casserole. Placez un nouveau pieu en plastique étiqueté dans chaque pot pour désigner le génotype de coton et placez le plateau des pots dans un récipient en plastique d’eau. Arrosez brièvement les plantes pour humidifier le milieu de mise en pot et placez les pots dans une chambre de croissance réglée à une température constante de 28 degrés Celsius et une période photo de 16 heures.Après environ 30 jours, remplir partiellement un pot en plastique de six litres par plante avec un milieu de mise en pot. Transférer chaque plante dans un pot de six litres, en ajoutant fermement le milieu de mise en pot à chaque pot au fur et à mesure que chaque semis est planté. Placez ensuite les plantes dans une maison de verre et ajoutez de l’eau pour humidifier le milieu de mise en pot.Pour évaluer l’infection de racine de R.reniformis, retirez un échantillon de racine du récipient d’échantillon. Utilisez un microscope stéréo pour compter le nombre de nématodes femelles attachés au système racinaire sous grossissement 20X. Une infection réussie du système racinaire nématode peut être influencée par plusieurs facteurs, y compris la viabilité du nématode utilisé pour l’inoculation et la variation saisonnière, car les nématodes sont moins actifs pendant les mois d’hiver.Ensuite, placez le système racinaire sur du papier absorbant pendant environ 10 minutes pour éliminer l’excès d’humidité. Pesez le système racinaire pour déterminer le poids frais des racines. Les variations de la croissance des racines sont fréquentes entre les excisions.Ces variations, mesurées par le poids frais des racines, peuvent également être observées entre les plantes du même génotype. Relativement moins de nématodes réniformes femelles sont en mesure d’établir un site d’alimentation pour le génotype de coton résistant par rapport au génotype sensible. Les données fraîches sur le poids des racines peuvent être utilisées pour calculer le nombre de nématodes reniformes féminins par gramme de tissu racinaire pour chaque génotype.Le nombre de nématodes reniformes femelles par gramme de racine pour les génotypes résistants est généralement inférieur à 10, tandis que les génotypes sensibles ont généralement plus de 30 nématodes par gramme de racine. Ici, un sous-ensemble de données provenant d’une population f2 ségrégatrice qui comprenait 300 plantes est montré. Ces gammes de variations pour la croissance des racines et l’infection par les nématodes des systèmes racinaires sont couramment observées pour les évaluations des nématodes, illustrant la capacité de cette procédure à être utilisée pour examiner un grand nombre de plantes dans une seule expérience, pour minimiser cette variation et pour faciliter une évaluation précise de la génétique de la résistance.Après cette procédure, la génétique de la résistance aux nématodes reniformes peut être déterminée pour identifier les marqueurs d’ADN associés à la résistance. Ces marqueurs peuvent ensuite être utilisés pour la reproduction assistée par marqueurs et pour le transfert de la résistance aux nématodes au coton des hautes terres. Après son développement, cette technique a fourni une méthode non destructive pour permettre aux chercheurs de récupérer les plantes après le re-criblage des nématodes pour faciliter l’élevage de variétés de coton résistantes.

Research

JoVE Journal

Genetics

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Génétique

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