Name: preparation of prokaryotic and eukaryotic organisms using chemical drying for morphological analysis in scanning electron microscopy (sem)
Uploaded: 2019-01-07T14:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Preparation of Prokaryotic and Eukaryotic Organisms Using Chemical Drying for Morphological Analysis in Scanning Electron Microscopy SEM at JoVE.com

Quest'opera è stata finanziata da una sovvenzione per MLS e un estate Scholar Award a MAK dal ufficio di ricerca e studi universitari presso l'Università centrale del Michigan. I cianobatteri sono stati forniti dal Zimba e laboratorio di plancton, parte del centro per studi costieri, Texas A & M University al Corpus Christi. Euglene sono stati forniti dal laboratorio Triemer, Michigan State University.

1. preparazione e la fissazione
<ol><li>Preparare i cianobatteri.<ol>
<li>Coltivare colture unialgali in F/2 media24,25 ad una temperatura di 28 ° C su un 14:10 h ciclo scuro della luce. Trasferire cultura sufficiente in una microcentrifuga da 1,5 mL, in modo che dopo 15 min di stabilirsi, il pellet batterico è circa 0,05 mL di dimensioni. Rimuovere il supporto e sostituire con 1,5 mL di fissativo (1,25% glutaraldeide, 0.1 M tampone fosfato pH 7.0), delicatam...

<ol>
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(120), (2017).</li><li>Miquel Guennoc, ., C, , et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+New+Method+for+Qualitative+Multi-scale+Analysis+of+Bacterial+Biofilms+on+Filamentous+Fungal+Colonies+Using+Confocal+and+Electron+Microscopy.">A New Method for Qualitative Multi-scale Analysis of Bacterial Biofilms on Filamentous Fungal Colonies Using Confocal and Electron Microscopy.</a> Journal of visualized experiments. (119), (2017).</li><li>Bucher, T., Kartvelishvily, E., Kolodkin-Gal, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methodologies+for+Studying+B.+subtilis+Biofilms+as+a+Model+for+Characterizing+Small+Molecule+Biofilm+Inhibitors.">Methodologies for Studying B. subtilis Biofilms as a Model for Characterizing Small Molecule Biofilm Inhibitors.</a> Journal of visualized experiments. 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Qui abbiamo descritto un protocollo utilizzando SEM per ottenere informazioni dettagliate sulle caratteristiche morfologiche esterne di tre tipi di organismi che gli altri possono applicare per esaminare le caratteristiche di molti tipi di organismi o tessuti. All'interno di ogni passaggio del protocollo, ci sono potenziali punti di errore che possono verificarsi e sono discussi in dettaglio di seguito.
Mentre i volumi per il fissativo e lavaggi dati qui sono specifici, in generale il fissativ...

Un microscopio elettronico a scansione (SEM) usa un fascio focalizzato di elettroni ad alta energia per generare un'immagine da elettroni secondari che mostra la morfologia e topografia di un campione1. SEM può essere utilizzato per determinare direttamente la dimensione fisica di un campione, la struttura della superficie e la forma tridimensionale e offre una risoluzione maggiore e maggiore profondità di campo rispetto alla microscopia. Un'altra forma di microscopia elettronica (EM), microscopia elettronica a trasmissione (TEM) utilizza concentrati gli elettroni che passano attraverso il campione, generando le immagini con dettagli raffinati della struttura interna. Mentre TEM ha risoluzione superiore a quella luce o SEM e può essere utilizzato per risolvere strutture piccole come singoli atomi, ha tre inconvenienti principali: preparazione del campione vasto, un piccola campo di vista e una profondità di campo2,3. Anche se altri visualizzati protocolli esistano utilizzando SEM per esaminare specifiche cellule, organelli o tessuti4,5,6,7,8,9, 10 , questo protocollo è unico in quanto Descriviamo i metodi che possono essere ampiamente applicate a una vasta gamma di organismi per la valutazione morfologica.
SEM ha trovato grandi applicazioni per l'esame di materiali inorganici tra cui nanoparticelle11,12, polimeri13e numerose applicazioni in Scienze geologiche, industriale e materiale14, 15,16. In biologia, SEM è stato utilizzato a lungo come un metodo per l'esame di campioni biologici che vanno da singole proteine a interi organismi17,18. SEM è di particolare valore perché morfologiche particolari di superficie possono essere utilizzati per informare la scoperta scientifica. Analisi SEM sono un metodo veloce, economico e semplice per ottenere informazioni dettagliate sulla struttura, dimensioni e caratteristiche superficiali di una vasta gamma di campioni biologici.
Perché un SEM opera normalmente sotto alto vuoto (10-6 Torr minimo) per supportare un fascio coerente di elettroni ad alta velocità, liquidi (acqua, oli, alcoli) non sono consentito nel pozzetto di misurazione, come liquidi che impedire il formarsi di un vuoto. Così, tutti i campioni esaminati usando SEM devono essere disidratati, in genere utilizzando una serie di graduali etanolo seguita da un processo di essiccazione per rimuovere l'etanolo. Ci sono diversi metodi di essiccazione tessuti biologici per l'uso nel SEM, tra cui essiccazione all'aria, liofilizzazione, utilizzo di un dispositivo di punto critico essiccazione (CPD), o essiccazione utilizzando alcol t-butilico (TBA) o esametildisilazano (HMDS)19, chimica 20 , 21 , 22. più spesso, la selezione di un metodo di essiccazione è empirico poiché ogni campione biologico può reagire diversamente a ogni metodo di essiccazione. Per qualsiasi dato campione, tutti questi metodi può essere appropriati, quindi confrontare i vantaggi e gli svantaggi di ciascuno è utile per selezionare il metodo appropriato.
Mentre aria asciugatura un campione a temperatura ambiente o in un forno di essiccazione (60 ° C) è il metodo più semplice, maggior parte dei campioni biologici mostrano danni indotti da essiccazione come avvizzimento e collasso, con conseguente distorsione del campione. Il processo di liofilizzazione inoltre rimuove l'acqua (o ghiaccio) da un campione, ma richiede campioni per essere congelato flash e messo sottovuoto per rimuovere il ghiaccio tramite il processo di sublimazione, potenzialmente danneggiare il campione. Inoltre, l'utente deve avere accesso a un liofilizzatori. Il metodo più comunemente usato per la disidratazione di campioni per il SEM è punto critico essiccazione (CPD). In CPD, l'etanolo in un campione viene sostituita con liquido anidride carbonica (CO2) e, sotto specifica condizioni di temperatura e pressione conosciute come il punto critico (31,1 ° C e 1.073 psi), CO2 vaporizza senza creare tensione superficiale, quindi in modo efficace mantenendo le caratteristiche morfologiche e strutturali del campione. Mentre CPD è generalmente il metodo standard, ha diversi inconvenienti. In primo luogo, il processo richiede l'accesso a un punto critico asciugacapelli, che non è solo costoso, ma richiede anche l'uso di anidride carbonica liquida. In secondo luogo, la dimensione del campione che possa essere essiccato è limitata alla dimensione camera del punto critico asciugacapelli. In terzo luogo, lo scambio di liquidi durante CPD può causare turbolenze che possono danneggiare il campione.
Essiccazione chimica offre molti vantaggi rispetto CPD e serve come un'alternativa appropriata diventando ampiamente utilizzato nella preparazione del campione di SEM. L'uso di dehydrants chimici quali TBA e HMDS offre un'alternativa veloce, poco costoso e semplice ad altri metodi, pur mantenendo l'integrità strutturale del campione. Recentemente abbiamo dimostrato che non c'era nessuna differenza nell'integrità del tessuto o la qualità dell'immagine finale catturato quando si utilizza CPD o TBA come il metodo di essiccazione in adulto Drosophila tessuto retinico23. A differenza di CPD, TBA e HMDS non necessitano di uno strumento di essiccazione o liquido CO2 e non c'è nessuna limitazione sulla dimensione del campione per essere asciugato. Oltre a ottenere le sostanze chimiche, solo una cappa chimica standard e appropriati dispositivi di protezione individuale (guanti, camice da laboratorio e occhiali di sicurezza) sono necessari per completare il processo di essiccazione. Mentre TBA sia HMDS sono infiammabili, TBA è meno tossico e meno costoso (circa 1/3 del costo di HMDS) di HMDS.
In questo articolo, descriviamo come difficoltà, lavare, disidratare, asciugare, montare, polverizza il cappotto e tre tipi di organismi di immagine: cianobatteri (Toxifilum mysidocida, SP. Golenkina e an SP sconosciuto), due euglene dal genere Monomorphina (M. Enigmonia e M. pseudopyrum) e la Mosca della frutta (Drosophila melanogaster). Questi organismi rappresentano una vasta gamma di dimensioni (0,5 µm a 4 mm) e la diversità cellulare (unicellulare a pluricellulare), eppure tutte sono facilmente suscettibili di analisi SEM con solo piccole variazioni necessarie per la preparazione dei campioni. Questo protocollo descrive i metodi per l'utilizzo di disidratazione chimica e analisi SEM per esaminare i dettagli morfologici di tre tipi di organismi e sarebbe ampiamente applicabile all'esame di molti organismi e tipi di tessuto.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:1285px;" width="1284">
	<tbody>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:351px;">&#160;gold&#8211;palladium</td>
			<td style="width:373px;">Ted Pella, Inc.</td>
			<td style="width:395px;">91212</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Silver conductive adhesive 503</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>12686-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:351px;">Whatman Nuclepore Track-Etched Membranes; diam. 25 mm, pore size 8 &#956;m, polycarbonate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>WHA110614</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:351px;">Whatman Nuclepore Track-Etched Membranes; diam. 25 mm, pore size 0.8 &#956;m, polycarbonate, black</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>WHA110659</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:351px;">Whatman Nuclepore Track-Etched Membranes; diam. 25 mm, pore size 0.2 &#956;m, polycarbonate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>WHA110606</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">aluminum weighing dish&#160;</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>08-732-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">aluminum mounting stubs (12 mm)</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>75210</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">aluminum mounting stubs (25 mm)</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>75186</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Adhesive tabs&#160;</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>76760</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">conductive carbon adhesive tabs</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>77825</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">F/2 media</td>
			<td style="width:373px;">Culture Collection of Algae at the University of Texas at Austin</td>
			<td style="width:395px;">https://utex.org/products/f_2-medium</td>
			<td>No Catalog number given - see link&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">AF6 media</td>
			<td style="width:373px;">Bigelow - National Center for Marin Algae and Microbiota</td>
			<td style="width:395px;">https://ncma.bigelow.org/media/wysiwyg/Algal_recipes/NCMA_algal_medium_AF6_1.pdf</td>
			<td>No Catalog number given - see link&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Soil water medium</td>
			<td>Carolina Biological Supply Company</td>
			<td>153785</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Polyethylene glycol tert-octylphenyl ether (Triton X-100)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>97062-208</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Hummer 6.2 Sputter Coater</td>
			<td>Anatech USA</td>
			<td>http://www.anatechusa.com/hummer-sputter-systems/4</td>
			<td>No Catalog number given - see link&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Hitachi 3400N-II SEM&#160;</td>
			<td>Hitachi</td>
			<td style="width:395px;">https://www.hitachi-hightech.com/us/product_list/?ld=sms2&#38;md=sms2-1&#38;sd=sms2-1-2&#38;gclid=EAIaIQobChMIpq_jtJfj3AIVS7jACh2mdgkPEAAYASAAEgKAnfD_BwE</td>
			<td>The company doesn&#39;t appear to sell this model any longer&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

preparation of prokaryotic and eukaryotic organisms using chemical drying for morphological analysis in scanning electron microscopy (sem)

Microscopia elettronica (SEM) è una tecnica ampiamente disponibile che è stata applicata per lo studio di campioni biologici che vanno da singole proteine, cellule, tessuti, organelli e persino interi organismi. Questo protocollo si concentra su due metodi di essiccazione chimiche, esametildisilazano (HMDS) e alcol t-butilico (TBA) e loro applicazione all'imaging di organismi sia procarioti ed eucarioti utilizzando SEM In questo articolo, descriviamo come difficoltà, lavare, disidratare, asciugare, montare, polverizza il cappotto e tre tipi di organismi di immagine: cianobatteri (Toxifilum mysidocida, SP. Golenkina e an SP sconosciuto), due euglene dal genere Monomorphina (M. Enigmonia e M. pseudopyrum) e la Mosca della frutta (Drosophila melanogaster). Lo scopo del presente protocollo è di descrivere un metodo veloce, economico e semplice per ottenere informazioni dettagliate sulla struttura, dimensioni e caratteristiche superficiali degli esemplari che possono essere ampiamente applicati a una vasta gamma di organismi per morfologica valutazione. Completamento del presente protocollo permetterà ad altri di utilizzare SEM per visualizzare esempi di applicazione di queste tecniche al loro sistema.

I cianobatteri sono un procariotico gruppo di organismi che sono fondamentali per il globale del carbonio, ossigeno e azoto cicli28,29. Di circa 6000 specie di cianobatteri30, la maggior parte hanno una guaina mucillaginosa che coprono e collegare insieme le cellule e ad altre strutture31, che, insieme con la forma, può essere risolto microscopicamente32. Dim...

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Preparation of Prokaryotic and Eukaryotic Organisms Using Chemical Drying for Morphological Analysis in Scanning Electron Microscopy SEM

Preparazione di organismi procarioti ed eucarioti mediante essiccazione chimica per analisi morfologica in microscopia elettronica (SEM)

Analisi SEM sono un metodo efficace per aiutare nell'identificazione di specie o discriminazione fenotipica. Questo protocollo descrive i metodi per l'esame di specifici dettagli morfologici dei tre tipi rappresentativi di organismi e sarebbe ampiamente applicabile ad esaminare le caratteristiche di molti organismi e tipi di tessuto.

Scanning electron microscopy (SEM) is a widely available technique that has been applied to study biological specimens ranging from individual proteins to ...

Questo protocollo si concentra su due metodi di essiccazione chimica, hexamethyldisilazane e T-butyl alcohol e la loro applicazione che imaging sia organismi procariotici che eucarioti che utilizzano SEM. Il vantaggio principale di questa tecnica è che non richiede l'uso di attrezzature di essiccazione specializzate come un essiccatore a punti critico per preparare campioni per l'analisi. Questo protocollo descrive i metodi per l'uso della disidratazione chimica e l'analisi SEM di tre tipi di organismi, ma sarebbe ampiamente applicabile all'esame di molti tipi di organismi e tessuti.A dimostrare la procedura sarà Madison Koon, una studentessa universitaria del mio laboratorio. Per iniziare, preparare i cianobatteri mediante fissazione notturna. Quindi, trasferirli in un impianto di filtrazione da 10 mL contenente un filtro in policarbonato da 25 mL.Sigillare l'avambraccio e l'imbuto del carro di filtrazione con tappi di gomma per contenere la coltura nell'imbuto. Dopo aver rimosso entrambi i tappi, rimuovere il fissatore aspirapolvere delicatamente sul pallone di filtrazione. Per preparare euglenoidi di alghe uni cellali, fissarli aggiungendo 3 gocce di tetrossido di osmio al 4% direttamente alla coltura che è stata precedentemente trasferita in un impianto di filtrazione da 10 mL.Dopo un'incubazione di 30 minuti, rimuovere entrambi i tappi e rimuovere il fissatore aspirando delicatamente sul pallone di filtrazione. Lavare gli euglenoidi fissi tre volte con 5 ml di tampone fosfato 0,1 M pH 7,0 a temperatura ambiente per dieci minuti ciascuno mantenendo il pallone e l'imbuto chiusi con i tappi per tenere il lavaggio. Dopo aver rimosso entrambi i tappi, rimuovere ogni lavaggio sottovuoto delicato sul pallone di filtrazione.Per disidratare il campione mantenendo l'immersione continua, utilizzare una serie di etanolo graduato per dieci minuti in un volume di 5 ml nell'imbuto mantenendo il pallone e l'imbuto chiusi con i tappi per contenere l'etanolo nell'imbuto. Dopo aver rimosso entrambi i tappi sottovuoto delicatamente sul pallone di filtrazione per rimuovere l'etanolo. Trasferire il campione in un piatto di pesatura in alluminio usa e getta contenente appena il 100% di etanolo sufficiente per coprire il campione.Per eseguire l'essiccazione chimica degli euglenoidi utilizzando la TBA, sostituire prima la soluzione di etanolo al 100% nella piastra di alluminio con una soluzione da 1 a 1 di TBA e 100%etanolo per venti minuti. Quindi, sostituire la soluzione da 1 a 1 con 100%TBA per venti minuti e ripetere il processo due volte. Rimuovere tba e sostituire con appena sufficiente fresco 100%TBA per coprire il campione.Posizionare il piatto a quattro gradi celsius per dieci minuti per congelare la TBA. Trasferire il campione in un essiccatore sottovuoto con confezioni di gel congelato per mantenere la TBA congelata. Utilizzare una pompa rotante per evacuare e mantenere il vuoto per consentire al campione di asciugarsi per sublimazione sottovuoto del TBA congelato per almeno tre ore.Per montare i cianobatteri negli euglenoidi, etichettare il fondo di uno stub di montaggio in alluminio da 25 mm per indicare ciò che viene posizionato sopra. Quindi posizionare ogni filtro su una linguetta adesiva in carbonio fissata nella parte superiore dello stub. Per preparare Drosophila melanogaster, immergere le mosche anestetizzate in 1 mL di fissatore per due ore a quattro gradi celsius, assicurandosi che siano completamente sommerse.Utilizzare una pipetta di vetro per rimuovere il fissatore. Lavare il campione fisso di Drosophila in un tubo di microcentrifugo da 1,5 ml tre volte con 1 ml di tampone fosfato da 0,1 M, pH 7,2 a temperatura ambiente per dieci minuti. Utilizzare una pipetta di vetro per rimuovere ogni lavaggio, facendo attenzione a non rimuovere il campione.Quindi, disidratare il campione in un tubo di microfugo in un volume di 1 ml utilizzando una serie di etanolo graduato per dieci minuti ciascuno. Utilizzare una pipetta di vetro per rimuovere ogni lavaggio, facendo attenzione a non rimuovere il campione. Conservare il campione nel tubo di microcentrifugo da 1,5 ml con appena il 100% di etanolo sufficiente a coprirlo.Per eseguire l'essiccazione chimica delle mosche utilizzando HMDS, sostituire prima la soluzione di etanolo al 100% con una soluzione da 1 a 2 di HMDS e 100%etanolo per venti minuti. Quindi sostituire la soluzione con una soluzione da 2 a 1 di HMDS e 100%etanolo per venti minuti. Infine, sostituire questa soluzione con 100%HMDS per venti minuti e quindi ripetere il processo una volta.Trasferire il campione che si trova in un tubo di micro centrifuga da 1,5 ml e HMDS in un piatto di pesatura in alluminio usa e getta. Sostituire 100%HMDS con appena sufficiente 100%HMDS fresco per coprire l'esempio. Posizionare il campione all'interno della piastra di alluminio direttamente in una cappa chimica per asciugare con un coperchio sciolto come una scatola per evitare che i detriti cadano sul campione e lasciare asciugare per 12-24 ore.Per montare Drosophila, etichettare il fondo di uno stub di montaggio in alluminio. Utilizzare pinzette di precisione per posizionare le mosche essiccate nella posizione desiderata su una linguetta adesiva in carbonio fissata nella parte superiore di uno stub sotto un microscopio sezionato. Applicare adesivo conduttivo argento intorno ai bordi esterni degli stub.Utilizzare uno stuzzicadenti per collegare la vernice argentata alle mosche, garantendo la conducibilità, assicurandosi che la vernice non tocchi l'area di imaging desiderata. Posizionare gli stub in una scatola portatubi, quindi posizionare la scatola portatubi aperta in un essiccatore e lasciare asciugare la vernice argentata per almeno tre ore. Per preparare l'apparato di rivestimento dello sputter, eseguire da 4 a 5 vampate di gas argon.A seconda dei campioni da patilevare, impostare il timer su impostazioni diverse come descritto nel manoscritto. Sputter rivestire gli stub seguendo le istruzioni dei produttori. Infine, campioni di immagini utilizzando un microscopio elettronico a scansione che include un rivelatore di elettroni secondario con impostazioni che dipendono dal campione utilizzato.Una preparazione riuscita dei cianobatteri per SEM utilizzando questo protocollo ha prodotto immagini in cui sono visibili dettagli della cellula, tra cui forma e consistenza della superficie, nonché una tovaglia di mucillagine e proiezioni dalle cellule. L'immagine SEM di una specie filamentosa di acqua dolce del Colorado mostra una lucentezza visibile della mucillagine. L'immagine SEM di un batterio d'acqua dolce dell'Ohio rivela singole cellule che a volte formano colonie tenute insieme da un sottile strato di mucillagine.Le sporgenze filamentose si estendono dalle singole cellule. Immagini di specie filamentose sconosciute provenienti da un estuario ad alta salinità nelle acque costiere del Texas mostrano cellule individuali e divisorie. La SEM è stata utilizzata per visualizzare le strisce pellicle di due diverse specie euglenoidi.Quando si confrontano Monomorphina e Aenigmatica con Monomorphina pseudo pyrum, la disposizione elicoinica visibile delle strisce pellicle che emergono all'estremità posteriore per formare una coda, aiuta in filogenesi alla terminazione. Le immagini SEM dei normali occhi drosophila mostrano una serie ordinata di setole e lenti, ma l'espressione delle proteine associate al morbo di Alzheimer crea il fenotipo oculare ruvido. I geni che sopprimono o migliorano il fenotipo oculare ruvido possono svolgere un ruolo fisiologico nella progressione della malattia.Ecco esempi di potenziali cadute di pozzi da evitare, incluso un esempio della struttura compressa dell'occhio da tecnica di essiccazione impropria e carica elettronica da una codifica dello sputter insufficiente che appare durante l'acquisizione dell'immagine. I protocolli qui descritti utilizzavano organismi che molto con rispettata complicità, eppure tutti sono suscettibili all'analisi SEM per raccogliere informazioni utili e morfologiche che sono fondamentali per le scoperte scientifiche che abbracciano molte sotto discipline della biologia. Non dimenticare che lavorare con alcol T-Butile, Hexamethyldisilazane e tetrossido di osmio può essere pericoloso e le misure di sicurezza appropriate dovrebbero sempre essere osservate per proteggere gli utenti, in particolare gli studenti che maneggieranno queste sostanze chimiche.

Research

JoVE Journal

Biology

Preparation of Prokaryotic and Eukaryotic Organisms Using Chemical Drying for Morphological Analysis in Scanning Electron Microscopy (SEM)

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

Preparazione di embrioni per la microscopia elettronica del Drosophila Tubo cuore embrionale

The morphogenesis of the Drosophila  embryonic heart tube has emerged as a valuable model system for studying cell migration, cell-cell adhesion and cell ...

Ricerca

Biologia

A Standardized Method for the Analysis of Liver Sinusoidal Endothelial Cells and Their Fenestrations by Scanning Electron Microscopy

Un metodo standardizzato per l&#39;analisi delle cellule epatiche sinusoidali endoteliali e loro fenestrazioni da microscopia elettronica a scansione

Liver sinusoidal endothelial cells are the gateway to the liver, their transcellular fenestrations allow the unimpeded transfer of small and dissolved ...

Scanning Electron Microscopy of Macerated Tissue to Visualize the Extracellular Matrix

Scanning Electron Microscopy di tessuto macerato di visualizzare la matrice extracellulare

Fibrosis is a component of all forms of heart disease regardless of etiology, and while much progress has been made in the field of cardiac matrix ...

Studying the Supramolecular Organization of Photosynthetic Membranes within Freeze-fractured Leaf Tissues by Cryo-scanning Electron Microscopy

Studiando l&#39;organizzazione supramolecolare di fotosintetici membrane all&#39;interno di tessuti fogliari Gelo-fratturati da Cryo-microscopia elettronica a scansione

Cryo-scanning electron microscopy (SEM) of freeze-fractured samples allows investigation of biological structures at near native conditions. Here, we ...

Scanning Electron Microscopy (SEM) Protocols for Problematic Plant, Oomycete, and Fungal Samples

Scanning Electron Microscopy SEM Protocols for Problematic Plant, Oomycete, and Fungal Samples

Microscopia elettronica a scansione (SEM) Protocolli per problematico Plant, oomicete, e campioni fungine

Common problems in the processing of biological samples for observations with the scanning electron microscope (SEM) include cell collapse, treatment of ...

Preparation and Observation of Thick Biological Samples by Scanning Transmission Electron Tomography

Preparazione e di osservazione di campioni biologici spessi da Scanning Transmission Electron Tomografia

This report describes a protocol for preparing thick biological specimens for further observation using a scanning transmission electron microscope. It ...

Sample Preparation and Imaging of Exosomes by Transmission Electron Microscopy

Preparazione del campione e la formazione immagine di esosomi da microscopia elettronica di trasmissione

Exosomes are nano-sized extracellular vesicles secreted by body fluids and are known to represent the characteristics of cells that secrete them. The ...

Miniaturized Sample Preparation for Transmission Electron Microscopy

Preparazione del campione miniaturizzati per microscopia elettronica di trasmissione

Due to recent technological progress, cryo-electron microscopy (cryo-EM) is rapidly becoming a standard method for the structural analysis of protein ...

Biological Sample Preparation by High-pressure Freezing, Microwave-assisted Contrast Enhancement, and Minimal Resin Embedding for Volume Imaging

Preparazione del campione biologico di congelamento ad alta pressione, aumento di contrasto assistita da microonde e Minimal resina incorporamento per Imaging con volumi

The described sample preparation technique is designed to combine the best quality of ultrastructural preservation with the most suitable contrast for the ...

Array Tomography Workflow for the Targeted Acquisition of Volume Information using Scanning Electron Microscopy

Flusso di lavoro di tomografia ad array per l'acquisizione mirata di informazioni sul volume utilizzando la microscopia elettronica a scansione

Electron microscopy is applied in biology and medicine for imaging of cellular and structural details at nanometer resolution. Historically, Transmission ...