Name: preparation of prokaryotic and eukaryotic organisms using chemical drying for morphological analysis in scanning electron microscopy (sem)
Uploaded: 2019-01-07T14:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Preparation of Prokaryotic and Eukaryotic Organisms Using Chemical Drying for Morphological Analysis in Scanning Electron Microscopy SEM at JoVE.com

Este trabalho foi financiado por uma concessão para a MLS e um prêmio de estudioso de verão para MAK do escritório de pesquisa e pós-graduação na Universidade de Michigan Central. Cianobactérias foram fornecidas pelo Zimba e laboratório de plâncton, parte do centro de estudos costeiros, Texas A & M University em Corpus Christi. Ciliophora foram fornecidas pelo laboratório de Triemer, Michigan State University.

1. preparação e fixação
<ol><li>Prepare cianobactérias.<ol>
<li>Crescem as culturas unialgal em mídia de F/224,25 a uma temperatura de 28 ° C em um 14:10 h luz ciclo escuro. Transferência de cultura suficiente para um tubo de microcentrifugadora de 1,5 mL tal que, após permitir 15 min resolver, a pelota bacteriana é cerca de 0,05 mL em tamanho. Remova a mídia e substituir com 1,5 mL de fixador (1,25% glutaraldeído, tampão de fosfato 0,1 M pH 7,0), ...

<ol>
	<li>Bozzola, J. J., Russell, L. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Electron microscopy, principles and techniques for biologists. , (1999).</li><li>Goldstein, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Scanning electron microscopy and X-ray microanalysis. , (2003).</li><li>Egerton, R. 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(120), (2017).</li><li>Miquel Guennoc, ., C, , et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+New+Method+for+Qualitative+Multi-scale+Analysis+of+Bacterial+Biofilms+on+Filamentous+Fungal+Colonies+Using+Confocal+and+Electron+Microscopy.">A New Method for Qualitative Multi-scale Analysis of Bacterial Biofilms on Filamentous Fungal Colonies Using Confocal and Electron Microscopy.</a> Journal of visualized experiments. (119), (2017).</li><li>Bucher, T., Kartvelishvily, E., Kolodkin-Gal, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methodologies+for+Studying+B.+subtilis+Biofilms+as+a+Model+for+Characterizing+Small+Molecule+Biofilm+Inhibitors.">Methodologies for Studying B. subtilis Biofilms as a Model for Characterizing Small Molecule Biofilm Inhibitors.</a> Journal of visualized experiments. 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Aqui descrevemos um protocolo usando SEM para obter informações detalhadas sobre características morfológicas externas dos três tipos de organismos que outros podem aplicar para examinar características de muitos tipos de organismos ou de tecidos. Dentro de cada etapa do protocolo, são os pontos potenciais de erro que possa surgir e são discutidas em detalhes abaixo.
Enquanto os volumes de fixador e lavagens dadas aqui são específicos, em geral, o fixador e lavagens devem ser 5-10x o...

Um microscópio eletrônico de varredura (MEV) utiliza um feixe focalizado de elétrons de alta energia para gerar uma imagem de elétrons secundários que mostra a morfologia e topografia de uma amostra de1. SEM pode ser usado para determinar diretamente o tamanho físico de uma amostra, a estrutura de superfície e a forma tridimensional e oferece maior resolução e maior profundidade de campo em comparação com microscopia de luz. Outra forma de (EM) microscopia eletrônica de varredura, microscopia eletrônica de transmissão (TEM) usa focalizado de elétrons que passam através da amostra, gerando imagens com detalhes finos da estrutura interna. Enquanto TEM tem uma resolução maior do que a luz ou SEM e pode ser usado para resolver estruturas tão pequenas quanto átomos único, tem três desvantagens principais: preparação da amostra extensa, um pequeno campo de visão e uma profundidade de campo,2,3. Embora outros visualizado protocolos existem usando SEM examinar específicas das células, organelas ou tecidos4,5,6,7,8,9, 10 , este protocolo é o único que podemos descrever métodos que podem ser amplamente aplicados a uma grande variedade de organismos, para avaliação morfológica.
SEM tem encontrado grandes aplicações pela análise de materiais inorgânicos, incluindo as nanopartículas11,12, polímeros13e numerosas aplicações em Ciências Geológicas, industrial e material14, 15,16. Em biologia, SEM tem sido muito utilizado como um método para analisar amostras biológicas variando entre proteínas individuais para toda organismos17,18. SEM é de particular valor porque detalhes morfológicos de superfície podem ser usados para informar a descoberta científica. SEM análise é um método rápido, barato e simples para obter informações detalhadas sobre a estrutura, tamanho e características de superfície de uma vasta gama de amostras biológicas.
Porque um SEM normalmente opera sob alto vácuo (10-6 Torr mínimo) para oferecer suporte a um feixe coerente de elétrons de alta velocidade, nada de líquidos (água, óleos, álcoois) é permitida na câmara de amostra, como líquidos evitar um vácuo de formando. Assim, todas as amostras examinadas usando SEM devem ser desidratadas, tipicamente usando uma série gradual do etanol, seguida por um processo de secagem para remover o etanol. Existem vários métodos de secagem de tecidos biológicos para uso em SEM, incluindo o ar de secagem, liofilização, uso de um ponto crítico secagem (CPD) dispositivo, ou químico de secagem usando álcool t-butílico (TBA) ou hexamethyldisilazane (HMDS)19, 20 , 21 , 22. mais frequentemente, a seleção de um método de secagem é empírica desde que cada amostra biológica pode reagir de forma diferente para cada método de secagem. Para qualquer determinada amostra, todos esses métodos podem ser apropriados, comparar as vantagens e desvantagens de cada um é útil na seleção do método apropriado.
Enquanto o ar de secagem de uma amostra em temperatura ambiente ou em um forno de secagem (60 ° C) é o método mais simples, a maioria das amostras biológicas mostrar danos induzida por secagem como murchar e entrar em colapso, resultando em distorção da amostra. O processo de liofilização também remove a água (ou gelo) de uma amostra, mas requer amostras para ser congelado e colocado sob vácuo para remover o gelo através do processo de sublimação, potencialmente danificar a amostra. Além disso, o usuário deve ter acesso a um liofilizador. O método mais comumente usado para desidratar amostras para SEM é ponto crítico (CPD) de secagem. No CPD, o etanol em uma amostra é substituído com líquido de dióxido de carbono (CO2) e, sob temperatura específica e as condições de pressão, conhecidas como o ponto crítico (31,1 ° C e 1.073 psi), CO2 , vaporiza sem criar tensão de superfície, desse modo efetivamente, mantendo as características morfológicas e estruturais da amostra. Enquanto o CPD é geralmente o método padrão, tem várias desvantagens. Em primeiro lugar, o processo requer acesso a um ponto crítico secador, que não só é caro, mas também exige o uso de líquido de dióxido de carbono. Em segundo lugar, o tamanho da amostra que pode ser secada é limitado ao tamanho da câmara do secador ponto crítico. Em terceiro lugar, a troca de líquidos durante o CPD pode causar turbulência que pode danificar a amostra.
Secagem química oferece muitas vantagens sobre o CPD e serve como uma alternativa adequada que está se tornando amplamente utilizada na preparação da amostra SEM. O uso de produtos químicos dehydrants como TBA e HMDS oferece uma alternativa rápida, barata e simples para outros métodos, mantendo ainda a integridade estrutural da amostra. Recentemente mostramos que não houve diferença na integridade do tecido ou da qualidade da imagem final capturada quando usando CPD ou TBA como método de secagem em adultos Drosophila tecido retinal23. Ao contrário de CPD, TBA e HMDS não necessitam de um instrumento de secagem ou líquido de CO2 e não há nenhuma limitação no tamanho da amostra a ser secada. Além de obterem os produtos químicos, apenas um padrão químico de coifa e equipamento de protecção adequado (luvas, jaleco e óculos de segurança) são necessários para completar o processo de secagem. Enquanto ambos TBA e HMDS são inflamáveis, TBA é menos tóxico e mais barato (aproximadamente 1/3 do custo de HMDS) do que HMDS.
Neste artigo, descrevemos como corrigir, lavar, desidratar, secar, montar, salpicar o casaco e três tipos de organismos de imagem: cianobactérias (Toxifilum mysidocida, Golenkina SP. e um desconhecido SP.), dois Ciliophora do género Monomorphina (M. aenigmatica e M. pseudopyrum) e a mosca da fruta (Drosophila melanogaster). Estes organismos representam uma ampla gama de tamanho (0,5 µm a 4 mm) e diversidade celular (unicelular ao multicelular), no entanto, todos são facilmente passíveis de análise SEM com apenas pequenas variações necessárias para a preparação das amostras. Este protocolo descreve os métodos para usar desidratação química e análise SEM examinar detalhes morfológicos dos três tipos de organismos e seria amplamente aplicável para examinar muitos organismos e tipos de tecido.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:1285px;" width="1284">
	<tbody>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:351px;">&#160;gold&#8211;palladium</td>
			<td style="width:373px;">Ted Pella, Inc.</td>
			<td style="width:395px;">91212</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Silver conductive adhesive 503</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>12686-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:351px;">Whatman Nuclepore Track-Etched Membranes; diam. 25 mm, pore size 8 &#956;m, polycarbonate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>WHA110614</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:351px;">Whatman Nuclepore Track-Etched Membranes; diam. 25 mm, pore size 0.8 &#956;m, polycarbonate, black</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>WHA110659</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:351px;">Whatman Nuclepore Track-Etched Membranes; diam. 25 mm, pore size 0.2 &#956;m, polycarbonate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>WHA110606</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">aluminum weighing dish&#160;</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>08-732-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">aluminum mounting stubs (12 mm)</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>75210</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">aluminum mounting stubs (25 mm)</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>75186</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Adhesive tabs&#160;</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>76760</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">conductive carbon adhesive tabs</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>77825</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">F/2 media</td>
			<td style="width:373px;">Culture Collection of Algae at the University of Texas at Austin</td>
			<td style="width:395px;">https://utex.org/products/f_2-medium</td>
			<td>No Catalog number given - see link&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">AF6 media</td>
			<td style="width:373px;">Bigelow - National Center for Marin Algae and Microbiota</td>
			<td style="width:395px;">https://ncma.bigelow.org/media/wysiwyg/Algal_recipes/NCMA_algal_medium_AF6_1.pdf</td>
			<td>No Catalog number given - see link&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Soil water medium</td>
			<td>Carolina Biological Supply Company</td>
			<td>153785</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Polyethylene glycol tert-octylphenyl ether (Triton X-100)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>97062-208</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Hummer 6.2 Sputter Coater</td>
			<td>Anatech USA</td>
			<td>http://www.anatechusa.com/hummer-sputter-systems/4</td>
			<td>No Catalog number given - see link&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Hitachi 3400N-II SEM&#160;</td>
			<td>Hitachi</td>
			<td style="width:395px;">https://www.hitachi-hightech.com/us/product_list/?ld=sms2&#38;md=sms2-1&#38;sd=sms2-1-2&#38;gclid=EAIaIQobChMIpq_jtJfj3AIVS7jACh2mdgkPEAAYASAAEgKAnfD_BwE</td>
			<td>The company doesn&#39;t appear to sell this model any longer&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

preparation of prokaryotic and eukaryotic organisms using chemical drying for morphological analysis in scanning electron microscopy (sem)

Microscopia eletrônica (SEM) é uma técnica amplamente disponível que foi aplicada para estudar espécimes biológicos variando entre proteínas individuais para as células, tecidos, organelas e organismos nem todo. Este protocolo centra-se em dois métodos de secagem químicos, hexamethyldisilazane (HMDS) e álcool t-butílico (TBA) e sua aplicação para geração de imagens de organismos procariotas e eucariotas, usando SEM. Neste artigo, descrevemos como corrigir, lavar, desidratar, secar, montar, salpicar o casaco e três tipos de organismos de imagem: cianobactérias (Toxifilum mysidocida, Golenkina SP. e um desconhecido SP.), dois Ciliophora do género Monomorphina (M. aenigmatica e M. pseudopyrum) e a mosca da fruta (Drosophila melanogaster). O propósito do presente protocolo é descrever um método rápido, barato e simples para obter informações detalhadas sobre a estrutura, tamanho e características de superfície das amostras que podem ser amplamente aplicadas a uma grande variedade de organismos, para morfológica avaliação. Conclusão bem-sucedida do presente protocolo permitirá que os outros a usar SEM Visualizar amostras aplicando essas técnicas a seu sistema.

Cianobactérias são um grupo de procariontes de organismos que são críticas para o global de carbono, oxigênio e nitrogênio ciclos28,29. Da cerca de 6000 espécies de cianobactérias30, mais tem uma bainha mucilaginoso que cobrem e conectar as células juntas e com outras estruturas de31, que junto com a forma, pode ser resolvido, microscopicamente,32. Ta...

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Preparation of Prokaryotic and Eukaryotic Organisms Using Chemical Drying for Morphological Analysis in Scanning Electron Microscopy SEM

Preparação de organismos procariotas e eucariotas, utilizando secagem química para análise morfológica em microscopia eletrônica (SEM)

SEM análise é um método eficaz para auxiliar na identificação de espécies ou discriminação fenotípica. Este protocolo descreve os métodos para examinar detalhes morfológicos específicos dos três tipos de representante dos organismos e seria amplamente aplicável para examinar características de muitos organismos e tipos de tecido.

Scanning electron microscopy (SEM) is a widely available technique that has been applied to study biological specimens ranging from individual proteins to ...

Este protocolo se concentra em dois métodos químicos de secagem, hexamethyldisilazane e t-butyl álcool e sua aplicação de imagem tanto procarióticos quanto eucarióticos usando SEM. A principal vantagem dessa técnica é que ela não requer o uso de equipamentos especializados de secagem, como um secador de ponto crítico para preparar amostras para análise. Este protocolo descreve os métodos de uso de desidratação química e análise SEM de três tipos de organismos, mas seria amplamente aplicável ao exame de muitos tipos de organismos e tecidos.Demonstrando o procedimento será Madison Koon, uma estudante de graduação do meu laboratório. Para começar, prepare cianobactérias por fixação durante a noite. Em seguida, transfira-os para uma plataforma de filtragem de 10 mL contendo um filtro de policarbonato de 25 mL.Sele a arma lateral e o funil da plataforma de filtragem com rolhas de borracha para conter a cultura no funil. Depois de remover ambas as rolhas, remova o fixador por aspiração suave no frasco de filtragem. Para preparar euglenóides de algas unicelulares, fixe-as adicionando 3 gotas de 4% de tetroxida de ósmio diretamente à cultura que foi previamente transferida para uma plataforma de filtragem de 10 mL.Após uma incubação de 30 minutos, remova as duas rolhas e remova o fixador por aspiração suave no frasco de filtragem. Lave os euglenóides fixos três vezes com 5 mL de 0,1 M de tampão fosfato pH 7.0 em temperatura ambiente por dez minutos cada, mantendo o frasco e o funil fechados com as rolhas para segurar a lavagem. Depois de remover ambas as rolhas, remova cada lavagem por vácuo suave no frasco de filtragem.Para desidratar a amostra mantendo a imersão contínua, use uma série de etanol classificado por dez minutos em um volume de 5 mL no funil, mantendo o frasco e o funil fechados com as rolhas para conter o etanol no funil. Depois de remover as duas rolhas suavemente aspirar no frasco de filtragem para remover o etanol. Transfira a amostra para um prato de pesagem de alumínio descartável contendo apenas 100% de etanol suficiente para cobrir a amostra.Para realizar a secagem química dos euglenóides utilizando TBA, primeiro substitua a solução 100% etanol no prato de alumínio por uma solução de 1 a 1 de TBA e 100% etanol por vinte minutos. Em seguida, substitua a solução de 1 a 1 por 100% TBA por vinte minutos e repita o processo duas vezes. Remova o TBA e substitua por apenas 100% TBA fresco suficiente para cobrir a amostra.Coloque o prato a quatro graus celsius por dez minutos para congelar o TBA. Transfira a amostra para um desiccador de vácuo com embalagens de gel congeladas para manter a TBA congelada. Use uma bomba rotativa para evacuar e manter o vácuo para permitir que a amostra seque por sublimação a vácuo da TBA congelada por pelo menos três horas.Para montar cianobactérias em euglenoides, rotule a parte inferior de um stub de montagem de alumínio de 25 mm para indicar o que está sendo colocado em cima. Em seguida, coloque cada filtro em uma guia adesiva de carbono presa na parte superior do stub. Para preparar drosophila melanogaster, imerso moscas anestesiadas em 1 mL de fixação por duas horas a quatro graus celsius, certificando-se de que estão completamente submersas.Use uma pipeta de vidro para remover o fixador. Lave a amostra de Drosophila fixa em um tubo de microcentrifusagem de 1,5 mL três vezes com 1 mL de tampão fosfato de 0,1 M, pH 7,2 em temperatura ambiente por dez minutos. Use uma pipeta de vidro para remover cada lavagem, tomando cuidado para não remover a amostra.Em seguida, desidrate a amostra em um tubo de microfuge em um volume de 1 mL usando uma série de etanol classificado por dez minutos cada. Use uma pipeta de vidro para remover cada lavagem, tomando cuidado para não remover a amostra. Mantenha a amostra no tubo de microcentrifuuge de 1,5 mL com apenas 100% de etanol suficiente para cobri-la.Para realizar a secagem química das moscas usando HMDS, substitua primeiro a solução 100% etanol por uma solução de 1 a 2 de HMDS e 100% etanol por vinte minutos. Em seguida, substitua a solução por uma solução 2 a 1 de HMDS e 100% etanol por vinte minutos. Por fim, substitua esta solução por 100% HMDS por vinte minutos e, em seguida, repita o processo uma vez.Transfira a amostra que está em um tubo de micro centrífuga de 1,5 mL e HMDS em um prato de pesagem de alumínio descartável. Substitua o HMDS 100% por apenas 100% HMDS fresco suficiente para cobrir a amostra. Coloque a amostra dentro da folha de alumínio diretamente em uma capa de fumaça química para secar com uma tampa solta, como uma caixa para evitar que os detritos caiam sobre a amostra e deixe-a secar por 12 a 24 horas.Para montar Drosophila, rotule a parte inferior de um stub de montagem de alumínio. Use pinças de precisão para colocar as moscas secas na posição desejada em uma guia adesiva de carbono presa ao topo de um stub sob um microscópio dissecando. Aplique adesivo condutor de prata ao redor das bordas externas dos stubs.Use um palito para conectar a tinta prateada às moscas, garantindo condutividade, certificando-se de que a tinta não toque na área de imagem desejada. Coloque os stubs em uma caixa de suporte de stub e, em seguida, coloque a caixa aberta do suporte de stub em um desiccador e deixe a tinta prateada secar por pelo menos três horas. Para preparar o aparelho de revestimento de sputter, realize de 4 a 5 descargas de gás argônio.Dependendo das amostras a serem revestidas, defina o temporizador para diferentes configurações como descrito no manuscrito. Sputter cubra os stubs seguindo as instruções do fabricante. Finalmente, amostras de imagem usando um microscópio eletrônico de varredura que inclui um detector de elétrons secundário com configurações que dependem da amostra usada.A preparação bem sucedida de cianobactérias para SEM usando este protocolo rendeu imagens onde detalhes da célula, incluindo forma e textura da superfície são visíveis, bem como uma babaia de mucilagem e projeções das células. A imagem sem de uma espécie de água doce filamentosa do Colorado mostra uma bainha visível de mucilagem. A imagem sem de uma bactéria de água doce de Ohio revela células individuais que às vezes formam colônias mantidas juntas por uma fina camada de mucilagem.As saliências semelhantes a filamentos se estendem das células individuais. Imagens de espécies filamentosas desconhecidas de um estuário de alta salinidade nas águas costeiras do Texas mostram células individuais e divisórias. O SEM foi usado para visualizar as tiras de pellicle de duas espécies euglenóides diferentes.Ao comparar Monomorfima e Aenigmatica com monomórfica pseudo pirum, o arranjo helicoidal visível das tiras de pellicle que emergem na extremidade posterior para formar uma cauda, auxiliam na filogenia ao término. Imagens sem de olhos normais de drosophila mostram uma matriz ordenada de cerdas e lentes, mas a expressão de proteínas associadas à doença de Alzheimer cria o fenótipo ocular áspero. Genes que suprimem ou melhoram o fenótipo ocular áspero podem desempenhar um papel fisiológico na progressão da doença.Aqui estão exemplos de potenciais quedas de poços para evitar, incluindo um exemplo da estrutura colapsada do olho a partir da técnica de secagem inadequada e carregamento de elétrons a partir de codificação sputter insuficiente que aparece durante a aquisição de imagem. Os protocolos descritos aqui utilizaram organismos que muito com cumplicidade respeitada, mas todos são favoráveis à análise sem para coletar informações morfológicas úteis e críticas para descobertas científicas que abrangem muitas subdisciplinas da biologia. Não se esqueça que trabalhar com álcool T-Butyl, Hexamethyldisilazane e tetroxida de ósmio pode ser perigoso e as medidas de segurança apropriadas devem ser sempre observadas para proteger os usuários, particularmente os estudantes que estarão lidando com esses produtos químicos.

Research

JoVE Journal

Biology

Preparation of Prokaryotic and Eukaryotic Organisms Using Chemical Drying for Morphological Analysis in Scanning Electron Microscopy (SEM)

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

Preparação de embriões de Microscopia Eletrônica do Drosophila Tubo cardíaco embrionário

The morphogenesis of the Drosophila  embryonic heart tube has emerged as a valuable model system for studying cell migration, cell-cell adhesion and cell ...

Biologia

A Standardized Method for the Analysis of Liver Sinusoidal Endothelial Cells and Their Fenestrations by Scanning Electron Microscopy

Um método padronizado para a Análise do fígado sinusoidal células endoteliais e Seus fenestrações por Microscopia Eletrônica de Varredura

Liver sinusoidal endothelial cells are the gateway to the liver, their transcellular fenestrations allow the unimpeded transfer of small and dissolved ...

Scanning Electron Microscopy of Macerated Tissue to Visualize the Extracellular Matrix

Microscopia Eletrônica de Varredura do Tecido macerado para visualizar a matriz extracelular

Fibrosis is a component of all forms of heart disease regardless of etiology, and while much progress has been made in the field of cardiac matrix ...

Studying the Supramolecular Organization of Photosynthetic Membranes within Freeze-fractured Leaf Tissues by Cryo-scanning Electron Microscopy

Estudar a Organização supramolecular de fotossintéticas membranas dentro de tecidos foliares Freeze-fraturados por Cryo-Microscopia Eletrônica de Varredura

Cryo-scanning electron microscopy (SEM) of freeze-fractured samples allows investigation of biological structures at near native conditions. Here, we ...

Scanning Electron Microscopy (SEM) Protocols for Problematic Plant, Oomycete, and Fungal Samples

Scanning Electron Microscopy SEM Protocols for Problematic Plant, Oomycete, and Fungal Samples

Microscopia Eletrônica de Varredura (MEV) Protocolos para a Problemática da planta, oomiceto e amostras fúngicas

Common problems in the processing of biological samples for observations with the scanning electron microscope (SEM) include cell collapse, treatment of ...

Preparation and Observation of Thick Biological Samples by Scanning Transmission Electron Tomography

Preparação e observação de amostras biológicas Grosso por Scanning Transmission Electron Tomografia

This report describes a protocol for preparing thick biological specimens for further observation using a scanning transmission electron microscope. It ...

Sample Preparation and Imaging of Exosomes by Transmission Electron Microscopy

Preparação da amostra e a imagem latente de Exosomes por microscopia eletrônica de transmissão

Exosomes are nano-sized extracellular vesicles secreted by body fluids and are known to represent the characteristics of cells that secrete them. The ...

Miniaturized Sample Preparation for Transmission Electron Microscopy

Preparação da amostra miniaturizada para microscopia eletrônica de transmissão

Due to recent technological progress, cryo-electron microscopy (cryo-EM) is rapidly becoming a standard method for the structural analysis of protein ...

Biological Sample Preparation by High-pressure Freezing, Microwave-assisted Contrast Enhancement, and Minimal Resin Embedding for Volume Imaging

Preparação de amostras biológicas por congelamento de alta pressão, realce de contraste assistida por microondas e resina mínima incorporação para a imagem latente de Volume

The described sample preparation technique is designed to combine the best quality of ultrastructural preservation with the most suitable contrast for the ...

Array Tomography Workflow for the Targeted Acquisition of Volume Information using Scanning Electron Microscopy

Fluxo de trabalho de tomografia de array para a aquisição direcionada de informações de volume usando microscopia eletrônica de varredura

Electron microscopy is applied in biology and medicine for imaging of cellular and structural details at nanometer resolution. Historically, Transmission ...