Name: direct injection of a lentiviral vector highlights multiple motor pathways in the rat spinal cord
Uploaded: 2019-03-15T14:30:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Direct Injection of a Lentiviral Vector Highlights Multiple Motor Pathways in the Rat Spinal Cord at JoVE.com

Quest'opera è stata finanziata da una sovvenzione dal Istituto nazionale dei disordini neurologici e colpo R01 R01NS103481 e Shriners Hospital per la ricerca pediatrica concede SHC 84051 e SHC 86000 e il dipartimento della difesa (SC140089).

Tutte le seguenti procedure di cura chirurgica e animale sono state approvate dalla cura degli animali e uso Comitato della Temple University.
1. pre-operatoria preparazioni
<ol><li>Preparare il vetro tirato aghi per iniezione virale pochi giorni prima dell'intervento chirurgico utilizzando pipette capillari 3,5 in vetro nanolitro progettati per nanolitro iniettori. Tirare ogni pipetta un estrattore di ago in due fasi secondo le istruzioni del produttore per creare due modelli di aghi.</li>
...

Manipolazione genetica dei neuroni nel cervello e nel midollo spinale è servito ad evidenziare sensoriali, motorie e autonomiche vie tramite l'analisi fluorescente e di esplorare il potenziale di ricrescita dei tratti neuronale dopo lesione27,28, 29 , 30 , 31 , 32 , 33. diretto iniezione di...

Vettori virali sono importanti strumenti biologici che possono introdurre materiale genetico nelle cellule al fine di compensare i geni difettosi, proteine di sovraregolare l'importante crescita o fabbricare proteine marker che mettono in risalto la struttura e le connessioni sinaptiche del loro obiettivi. Questo articolo si concentra su iniezione diretta di un vettore lentivirale retrogradely trasportabile altamente efficiente nel midollo spinale del ratto al fine di evidenziare le principali vie del motore con l'analisi fluorescente.  Questo metodo è anche molto adatto per studi di rigenerazione e la ricrescita assonali per introdurre le proteine di interesse in diverse popolazioni di neuroni ed è stato utilizzato per mettere a tacere i neuroni per mappatura funzionale studi1,2.
Molti dei dettagli anatomici delle vie motorie spinali sono stati chiariti attraverso studi di iniezione diretta con traccianti classici quali BDA e fluoro-oro3,4,5,6,7 , 8. tali rivelatori sono considerati il gold standard ma possono avere alcuni svantaggi come l'assorbimento dagli assoni danneggiati, o assoni in passaggio nella materia bianca che circonda un'iniezione sito9,10,11 . Questo potrebbe portare a errate interpretazioni della connettività via e può essere uno svantaggio negli studi di rigenerazione dove assorbimento della tintura da assoni danneggiati o mozzati potrebbe essere scambiato per la rigenerazione delle fibre durante la successiva analisi12.
Vettori lentivirali sono popolari in studi di terapia genica, in quanto forniscono espressione stabile, a lungo termine in popolazioni neuronali13,14,15,16,17,18 ,19. Tuttavia, tradizionalmente confezionati vettori lentivirali può avere limitata trasporto retrogrado e può innescare la risposta del sistema immunitario quando utilizzato in vivo4,20,21. Un vettore di trasporto retrogrado efficiente chiamato HiRet è stato prodotto da Kato et modificando la busta virale con una glicoproteina del virus di rabbia per creare un vettore di ibrido che migliora il trasporto retrogrado22,23.
Analisi retrograda introduce un vettore nello spazio sinaptico di un neurone bersaglio, permettendo così di essere ripreso da assone di tale cella e trasportati al corpo cellulare. Trasporto di successo di HiRet è stata dimostrata da sinapsi neuronali nel cervello di topi e primati23,24 e dal muscolo nei motoneuroni22. Questo protocollo dimostra iniezione nel midollo spinale lombare, specificamente destinati i terminali sinaptici di propriospinal interneuroni e neuroni del tronco cerebrale. PNs ricevere connessioni da molte diverse vie spinali e quindi può essere utilizzato per indirizzare una popolazione diversificata di neuroni nel midollo spinale e del tronco cerebrale. Neuroni identificati in questo studio rappresentano circuiti che innervano motoneurone piscine relative alla funzione motoria hindlimb. Etichettatura robusto è visto nel midollo spinale e del tronco cerebrale, compresi i dettagli ad alta fedeltà di pergolati dendritiche e terminali assonici. Abbiamo anche utilizzato questo metodo negli studi precedenti all'interno del midollo spinale cervicale per etichettare propriospinal e del tronco cerebrale reticulospinal vie25.
Questo protocollo dimostra l'iniezione di un vettore virale nel midollo spinale lombare di un ratto. Come si vede nel film 1, l'incisione è mirata individuando la vertebra L1 che si trova presso l'ultima costola. Viene utilizzato come punto di riferimento caudale per un'incisione di 3-4 cm che espone la muscolatura sopra la colonna vertebrale L1-L4. Laminectomies degli aspetti dorsali delle vertebre T11-T13 vengono eseguite e un ago di vetro smussato è diretto 0.8 mm laterale dalla linea mediana e abbassato 1,5 mm profondità nella materia grigia per iniettare il virus.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>#10 Scalpel Blades</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-9801-10</td>
			<td>For use with the scalpel.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mL Syringes</td>
			<td>Becton, Dickinson and Company</td>
			<td>309659</td>
			<td>For anesthetic IP injection, potential anesthetic booster shots, and antibiotic injections.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10mL Syringes</td>
			<td>Becton, Dickinson and Company</td>
			<td>309604</td>
			<td>For injecting saline into the animal, post-surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4.0 Chromic Catgut Suture</td>
			<td>DemeTECH</td>
			<td>NN374-16</td>
			<td>To re-bind muscle during closing.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>48000 Micropipette Beveler</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>32416</td>
			<td>Used to bevel the tips of the pulled glass capillary tubes to form functional glass needles.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5% Iodine Solution</td>
			<td>Purdue Products L.P.</td>
			<td>L01020-08</td>
			<td>For use in sterilzation of the surgical site.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70% Ethanol</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>For sterilization of newly prepared glass needles, animal models during surgical preparation, and surgeon&#39;s hands during surgery, as well as all other minor maintainances of sterility.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthetic (Ketamine/Xylazine Solution)</td>
			<td>Zoetis</td>
			<td>240048</td>
			<td>For keeping the animal in the correct plane of consciousness during surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Antibiotic (Cefazolin)</td>
			<td>West-Ward Pharmaceuticals</td>
			<td>NPC 0143-9924-90</td>
			<td>To be injected subcutaneously to prevent infection post-surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bead Sterilizer</td>
			<td>CellPoint</td>
			<td>5-1450</td>
			<td>To heat sterilize surgical instruments.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bonewax</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>19009-00</td>
			<td>To seal up bone in the case of bone bleeding.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cauterizer</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18010-00</td>
			<td>To seal any arteries or veins severed during surgery to prevent excessive blood loss.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital Scale</td>
			<td>Okaus</td>
			<td>REV.005</td>
			<td>For weighing the animal during surgical preparation.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flexible Needle Attachment</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>MF34G-5</td>
			<td>For cleaning glass needles and loading red oil into glass needles.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gelfoam</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>H68079</td>
			<td>To seal up bone in the case of bone bleeding.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass Capillary Tubes</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>4878</td>
			<td>For pulled glass needles - should be designed for nanoliter injectors.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hair Clippers</td>
			<td>Oster</td>
			<td>111038-060-000</td>
			<td>For clearing the surgical site of hair.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemostats</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-7231</td>
			<td>For general use in surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kimwipes</td>
			<td>Kimtech</td>
			<td>34155</td>
			<td>For general use in surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medium Point Curved Forceps</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-5136</td>
			<td>For general use in surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micromanipulator with a Vernier Scale</td>
			<td>Kanetec</td>
			<td>N/A</td>
			<td>For precise targeting during surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscissors</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-5621</td>
			<td>For cutting glass whisps off of freshly pulled glass capillary tubes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope with Light and Vernier Scale Ocular</td>
			<td>Leitz Wetzlar</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Used to visualize and measure beveling of pulled glass capillary tubes into functional glass needles.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MicroSyringe Pump Controller</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>62403</td>
			<td>To control the rate of injection.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nanoliter 2000 Pump Head Injector</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>500150</td>
			<td>To load and inject virus in a controlled fashion.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle Puller</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>PC-100</td>
			<td>To heat and pull apart glass capillary tubes to form glass needles.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ophthalamic Ointment</td>
			<td>Dechra Veterinary Products</td>
			<td>RAC 0119</td>
			<td>To protect the animal&#39;s eyes during surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Bemis</td>
			<td>PM-996</td>
			<td>To assist with loading virus into the nanoinjector.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PrecisionGlide Needles (25G x 5/8)</td>
			<td>Becton, Dickinson and Company</td>
			<td>305122</td>
			<td>For use with the 1mL and 10 mL syringes to allow injection of the animal model.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rat Tooth Forceps</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-5152</td>
			<td>For griping spinous processes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Red Oil</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To provide a front for visualization of virus entering tissue during injection.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Retractors</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-6510</td>
			<td>To hold open the surgical wound.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rimadyl Tablets</td>
			<td>Bio Serv</td>
			<td>MP275-050</td>
			<td>For pain management post-surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rongeurs</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-8300</td>
			<td>To remove muscle from the spinal column during surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel Blade Handle</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-9843</td>
			<td>To slice open skin and fat pad of animal model during surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-5980</td>
			<td>For general use in surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless Steal Wound Clips</td>
			<td>CellPoint</td>
			<td>201-1000</td>
			<td>To bind the skin of the surgical wound during closing.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Staple Removing Forceps</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>INS750347</td>
			<td>To remove the staples, should they be applied incorrectly.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Cloth</td>
			<td>Phenix Research Products</td>
			<td>BP-989</td>
			<td>To provide a sterile surface for the operation.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Cotton-Tipped Applicators</td>
			<td>Puritan</td>
			<td>806-WC</td>
			<td>To soak up blood in the surgical wound while maintaining sterility.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Gauze</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>2146</td>
			<td>To clean the surgical area and surgical tools while maintaining sterility.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Saline</td>
			<td>Baxter Healthcare Corporation</td>
			<td>281324</td>
			<td>For use in blood clearing, and for replacing fluids post-surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Gloves</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>For use by the surgeon to maintain sterile field during surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Heating Pad</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>For maintaining the body temperature of the animal model during surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Microscope</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>For enhanced visualization of the surgical wound.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Stapler</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>INS750546</td>
			<td>To apply the staples.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T/Pump Heat Therapy Water Pump</td>
			<td>Gaymar</td>
			<td>TP500C</td>
			<td>To pump warm water into the water convection warming pad.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Water Convection Warming Pad</td>
			<td>Baxter Healthcare Corporation</td>
			<td>L1K018</td>
			<td>For use in the post-operational recovery area to maintain the body temperature of the unconscious animal.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Weighted Hooks</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To hold open the surgical wound.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

direct injection of a lentiviral vector highlights multiple motor pathways in the rat spinal cord

L'introduzione di proteine di interesse nella cellule nel sistema nervoso è impegnativo a causa delle barriere biologiche innate che limitano l'accesso alla maggior parte delle molecole. Iniezione direttamente nel tessuto del midollo spinale ignora queste barriere, fornendo accesso ai corpi cellulari o sinapsi dove molecole possono essere incorporati. Combinando la tecnologia di vettore virale con questo metodo consente di introduzione di geni bersaglio in tessuto nervoso ai fini della terapia genica o la traccia del tratto. Qui un virus progettato per trasporto retrogrado altamente efficiente (HiRet) è stato introdotto alle sinapsi di interneuroni propriospinal (PNs) per incoraggiare il trasporto specifico ai neuroni nel midollo spinale e dei nuclei del tronco cerebrale. Targeting PNs sfrutta le numerose connessioni che ricevono da vie del motore come i tratti nucleo e reticulospinal, nonché la loro interconnessione con a vicenda durante segmenti del midollo spinale. Rappresentante l'analisi utilizzando il vettore HiRet con dettagli di alta fedeltà spettacoli costitutivamente attiva proteina fluorescente verde (GFP) di corpi cellulari, assoni e pergole dendritiche in PNs toracica e in neuroni di reticulospinal nella formazione reticolare di Pontina. HiRet incorpora bene nella vie del tronco cerebrale e PNs ma mostra età dipendente integrazione nei neuroni del tratto corticospinale. In sintesi, l'iniezione del midollo spinale usando vettori virali è un metodo adatto per introduzione di proteine di interesse in neuroni dei tratti mirati.

Iniezione di successo e di trasporto del vettore virale dovrebbe comportare di trasduzione di una popolazione robusta dei neuroni unilaterale nel midollo spinale ed in alcuni nuclei del tronco cerebrale. Figura 1 di seguito viene illustrato l'etichettatura stereotipata dei neuroni ed assoni nel midollo spinale toracico e nella formazione reticolare Pontina del tronco cerebrale ad post-iniezione quattro settimane. Espressione significativa di GFP è visto in neuroni in mat...

Watch this Scientific Journal Video about Direct Injection of a Lentiviral Vector Highlights Multiple Motor Pathways in the Rat Spinal Cord at JoVE.com

Direct Injection of a Lentiviral Vector Highlights Multiple Motor Pathways in the Rat Spinal Cord

Questo protocollo dimostra iniezione di un vettore virale retrogradely trasportabile nel tessuto del midollo spinale del ratto. Il vettore è preso alla sinapsi e trasportato al corpo cellulare dei neuroni bersaglio. Questo modello è adatto per l'analisi retrograda di importanti vie spinali o cellule targeting per applicazioni di terapia genica.

Iniezione diretta di un vettore lentivirale evidenzia più vie motorie del midollo spinale del ratto

Introducing proteins of interest into cells in the nervous system is challenging due to innate biological barriers that limit access to most molecules. ...

I vettori virali possono introdurre materiale genetico nelle cellule per compensare i geni difettosi, per regolare importanti proteine della crescita o per produrre marcatori in grado di tracciare i circuiti neurali. Introdurre vettori virali nel sistema nervoso è impegnativo a causa delle barriere biologiche innate. L'iniezione diretta nel tessuto del midollo spinale aggira queste barriere, consentendo l'accesso a corpi cellulari o sinapsi.Indirizzare correttamente i livelli spinali da L1 a L4 può essere difficile. È importante utilizzare punti di riferimento per verificare il bersaglio e ricordare che questi segmenti si allineano alle vertebre da T11 a T13. Il giorno della procedura, collegare l'iniettore alla micropompa e posizionare la micro-pompa in un micromanipolatore con una scala vernier.Utilizzare una siringa con un ago flessibile per caricare con cura una tintura colorata in uno degli aghi di vetro e inserire l'ago di vetro nell'iniettore. Quindi confermare che l'ago viene seminato correttamente nelle rondelle e che il cappuccio dell'iniettore è avvitato su stretto e che l'ago dell'iniettore in acciaio viene esteso circa tre quarti della lunghezza dell'ago di vetro. Prima di iniziare la procedura, scongelare almeno un microlitro, più un piccolo volume di virus extra per iniezione dalla conservazione del congelatore, e confermare la mancanza di risposta del pizzico in un ratto anestetizzato.Radersi lungo la linea mediana dorsale dai fianchi all'angolo inferiore delle scapole dell'animale, tirando la pelle tesa per una rasatura più facile e precisa, e disinfettare la pelle esposta con 5%iodio sequenziale e 70% scrub di etanolo. Applicare unguento oftalmico su entrambi gli occhi. Quindi posizionare l'animale su un panno sterile e posizionare la garza sotto la vescica per raccogliere qualsiasi urina.Per identificare il sito dell'incisione cutanea, premere delicatamente le dita all'ultima costola per localizzare la vertebra L1. Usando questa vertebra come punto di riferimento e tenendo la pelle tesa da una delicata diffusione mentre si preme saldamente con il bisturi, utilizzare una lama chirurgica numero 10 per fare un'incisione scuoiata da tre a quattro centimetri che termina appena inferiore a L1 per esporre il muscolo. Usa le forcep e le forbici per sentire i processi spinosi.Fare piccoli tagli rostrali per lasciare spazio per afferrare saldamente su un processo superiore con forcende di denti a topo. E fare due lunghi tagli profondi il più vicino possibile ai processi. Dopo aver assicurato i muscoli laterale in posizione, cancellare il muscolo intorno ai processi per determinare la forma delle loro teste.Quindi visualizzare le forme delle teste dei processi spinosi al fine di identificare il sito di laminectomia. I processi T11 e T12 e T13 di giunzione saranno il sito della laminectomia. Una volta che l'area bersaglio è stata correttamente identificata, stendere delicatamente le vertebre per rivelare i legamenti intervertebrali e utilizzare i rongeurs per prendere piccoli morsi dei processi spinosi e l'aspetto dorsale delle vertebre.Rimuovere l'osso dalla linea mediana in modo che il vaso sanguigno della linea mediana possa essere osservato, lasciando una finestra che rivela chiaramente il tessuto del midollo spinale ed è privo di detriti. Quindi fissare le forcep stabilizzanti ai processi spinosi rostrali e caudali alla finestra della laminectomia per fissare l'animale in un supporto spinale. E sollevare l'addome dell'animale per negare l'effetto dei movimenti respiratori.Per caricare il virus nell'iniettore, pipettare circa cinque microlitri del materiale scongelato su un pezzo di Parafilm e posizionare gli aghi di vetro in modo che la punta sia all'interno della goccia. Utilizzare la micropompa per prelevare fino a quattro microlitri di virus ad una velocità da 20 a 100 nanolitri al secondo e impostare il controller per iniettare prima di rilasciare una piccola quantità di virus dalla punta dell'ago per assicurarsi che non sia bloccato. Pulire qualsiasi virus in eccesso con una salvietta da laboratorio e posizionare i micromanipolatori in modo che la scala vernier sia visibile.Posizionare l'ago sulla linea mediana del midollo spinale e utilizzare la scala vernier sul micromanipolatore per dirigere l'ago lateralmente di 0,8 millimetri. Quindi abbassare l'ago alla corda spinale fino a quando non sta rientrando, ma non forando, la dura, e utilizzare un rapido movimento di torsione per forare la dura con l'ago fino a quando la punta dell'ago non è affondata a una profondità di 1,5 millimetri. Una volta che l'ago è in posizione, programmare l'iniettore per consegnare il virus ad una velocità di 400 nanolitri al minuto e confermare che il virus sta entrando nella corda spinale osservando l'avanzamento del fronte del colorante.Una volta terminata l'iniezione, lasciare riposare l'ago nel midollo spinale per due o cinque minuti per facilitare la diffusione del virus, prima di ritirare lentamente l'ago per il posizionamento nel sito di iniezione successivo. Dopo l'ultima iniezione, rimuovere l'animale dal supporto spinale per consentire la rimozione di tutti i dispositivi utilizzati per diffondere il muscolo laterale. Quindi chiudere il muscolo con una sutura di catgut cromato 4.0 e graffettare la pelle con clip ferite da nove millimetri.Quattro settimane dopo un'iniezione riuscita, si osserva una significativa espressione di GFP nei neuroni all'interno della materia grigia del midollo spinale toracico sul lato, ipsilaterale all'iniezione. Nella materia bianca, l'espressione della GFP si osserva negli assoni nel cordone ipsilaterale, specialmente nelle aree tipiche degli assoni propriospinali. Un maggiore ingrandimento dei neuroni della materia grigia rivela un esempio di tipica espressione del segnale nei corpi cellulari neuronali e nei dendriti.L'espressione della GFP nei neuroni può essere osservata anche nei nuclei del tronco encefalico, come all'interno della formazione reticolare pontina. I fattori chiave per una procedura di iniezione del midollo spinale di successo sono il corretto targeting vertebrale e la garanzia che il virus entri nel tessuto Se viene eseguita una lesione del midollo spinale rostrale prima di questa procedura, è possibile utilizzare l'iniezione diretta per rintracciare i neuroni che ristabilivano le connessioni intorno alla lesione.

Research

Education

JoVE Core

JoVE Journal

Anatomy and Physiology

Neuroscience

Unit 1

Functions of the Central and Peripheral Nervous System

SCIENTISTS IN ACTION

A Functional Motor Unit in the Culture Dish: Co-culture of Spinal Cord Explants and Muscle Cells

Un gruppo motore funzionale nella piastra di coltura: Co-coltura degli espianti midollo spinale e le cellule muscolari

Human primary muscle cells cultured  aneurally in monolayer rarely contract spontaneously because, in the absence of  a nerve component, cell ...

Ricerca

Neuroscienze

Stereotaxic Injection of a Viral Vector for Conditional Gene Manipulation in the Mouse Spinal Cord

Iniezione stereotassica di un vettore virale per la manipolazione del gene condizionale nel midollo spinale del mouse

Intraparenchymal injection of a viral vector enables conditional gene manipulation in distinct populations of neurons or particular regions of the central ...

Production of RNA for Transcriptomic Analysis from Mouse Spinal Cord Motor Neuron Cell Bodies by Laser Capture Microdissection

Produzione di RNA per l'analisi trascritomica dai corpi cellulari dei motoneuroni del midollo spinale del topo mediante microdisezione di cattura laser

Preparation of high-quality RNA from cells of interest is critical to precise and meaningful analysis of transcriptional differences among cell types or ...

Spinal Cord Transection in the Larval Zebrafish

Spinal Cord transezione nel larvale Zebrafish

Mammals fail in sensory and motor recovery following spinal cord injury due to lack of axonal regrowth below the level of injury as well as an inability ...

Diffusion Imaging in the Rat Cervical Spinal Cord

Diffusion Imaging nel midollo spinale cervicale Rat

Magnetic resonance imaging (MRI) is the state of the art approach for assessing the status of the spinal cord noninvasively, and can be used as a ...

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

zebrafish<em&gt; In Situ</em&gt; Spinal Cord Preparazione per elettrofisiologiche Le registrazioni da spinale sensoriali e motori neuroni

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing ...

Laminectomy and Spinal Cord Window Implantation in the Mouse

Laminectomia e impianto della finestra del cavo spinale nel mouse

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated ...

Thoracic Spinal Cord Hemisection Surgery and Open-Field Locomotor Assessment in the Rat

Toracico Spinal Cord Emisezione Chirurgia e valutazione locomotoria a campo aperto nel ratto

Spinal cord injury (SCI) causes disturbances in motor, sensory, and autonomic function below the level of the lesion. Experimental animal models are ...

Intra-Arterial Delivery of Neural Stem Cells to the Rat and Mouse Brain: Application to Cerebral Ischemia

Consegna intra-arteriosa di cellule staminali neurali al cervello di ratto e topo: applicazione all'ischemia cerebrale

Neural stem cell (NSC) therapy is an emerging innovative treatment for stroke, traumatic brain injury and neurodegenerative disorders. As compared to ...

In Vivo Intracellular Recording of Type-Identified Rat Spinal Motoneurons During Trans-Spinal Direct Current Stimulation

In Vivo Registrazione intracellulare di Motoneuroni Spinali Ratti Identificati dal Tipo durante la stimolazione a corrente diretta trans-spinale

Intracellular recording of spinal motoneurons in vivo provides a &#8220;gold standard&#8221; for determining the cells&#8217; electrophysiological ...