Name: direct injection of a lentiviral vector highlights multiple motor pathways in the rat spinal cord
Uploaded: 2019-03-15T14:30:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Direct Injection of a Lentiviral Vector Highlights Multiple Motor Pathways in the Rat Spinal Cord at JoVE.com

Dette arbeidet ble finansiert av en bevilgning fra National Institute av nevrologiske lidelser og slag R01 R01NS103481 og Shriners sykehus for Pediatric forskning tilskudd SHC 84051 og SHC 86000 og Forsvarsdepartementet (SC140089).

Alle følgende kirurgiske og dyr har blitt godkjent av dyr omsorg og bruk komiteen av Temple University.
1. pre-kirurgisk forberedelser
<ol><li>Forberede trakk glass nåler for viral injeksjon noen dager før operasjonen bruker 3,5 nanoliter glass kapillær Pipetter designet for nanoliter sprøytebrukere. Trekk hver pipette på en to-trinns nål avtrekker i henhold til produsentens instruksjoner å opprette to p-maler.</li>
	<li>Forbedre spissen av nålen malene ved å kutte av ca 1-2 mm av ...

Genetisk manipulasjon av nerveceller i hjernen og ryggmarg har tjent til å markere sensoriske, motoriske og autonome trasé via fluorescerende sporing og å utforske gjenvekst potensialet i nevrale trakter etter skade27,28, 29 , 30 , 31 , 32 , 33. direkte injeksjon av en retrogradely transp...

Viral vektorer er viktige biologiske verktøy som kan innføre genetisk materiale i cellene for å kompensere for defekte gener, upregulate viktig vekst proteiner eller produserer markør proteiner som fremhever struktur og synaptic tilkoblinger av sine mål. Denne artikkelen fokuserer på direkte injeksjon av en svært effektiv retrogradely transportable lentiviral vektor i ryggmargen rotte for å markere større motor veier med fluorescerende sporing.  Denne metoden er også svært hensiktsmessig for axonal regenerasjon og gjenvekst studier å innføre proteiner rundt i forskjellige befolkningsgrupper neurons og har vært brukt til taushet neurons for funksjonell kartlegging studier1,2.
Mange av de anatomiske detaljene av spinal motor var belyst gjennom direkte injeksjon studier med klassisk tracers som BDA og fluoro-gull3,4,5,6,7 , 8. disse tracers anses gull standard, men kan ha visse ulemper som opptak av skadet axons eller axons i passasjen i hvit saken rundt en injeksjon området9,10,11 . Dette kan føre til feil tolkninger av veien kan være en ulempe i gjenfødelse studier der fargestoff absorpsjon av skadet eller kuttet axons kan forveksles med regenererer fiber under senere analyse12.
Lentiviral vektorer er populære i gene terapi studier, som de gir stabil, langsiktig uttrykk i neuronal bestander13,14,15,16,17,18 ,19. Men tradisjonelt pakket lentiviral vektorer kan ha begrenset retrograd transport og kan utløse immunsystem respons når de brukes i vivo4,20,21. En høyeffektiv retrograd transport vektor kalt HiRet er produsert av Kato et al. ved å endre viral konvolutten med en rabiat virus glykoprotein å opprette en hybrid vektor som forbedrer retrograd transport22,23.
Retrograd sporing introduserer en vektor i synaptic plass av en målet Nevron, slik at det å bli tatt av cellens axon og transportert til celle kroppen. Vellykket transport av HiRet har blitt demonstrert fra neuronal synapser i hjernen av mus og primater23,24 og muskler i motor neurons22. Denne protokollen demonstrerer injeksjon i lumbal ryggmargen, spesielt rettet mot synaptic terminalene på propriospinal interneurons og hjernestammen neurons. PNs motta tilkoblinger fra mange ulike spinal veier og kan dermed brukes til å målrette en mangfoldig befolkning av nerveceller i ryggmargen og hjernestammen. Merket nerveceller i denne studien representerer kretser innervating motor neuron bassengene om hindlimb funksjon. Robust merking er sett i ryggmargen og hjernestammen, inkludert Hi-Fi detaljer om dendrittiske arbors og axon terminaler. Vi har også brukt denne metoden i tidligere studier innen cervical ryggmargen merke propriospinal og hjernestammen reticulospinal veier25.
Denne protokollen demonstrerer injeksjon av en viral vektor i lumbal ryggmargen av rotte. Som sett i filmen 1, snittet skal identifisere L1 vertebra på siste vrborden. Dette er brukt som et caudal landemerke for en 3-4 cm snitt som eksponerer muskulaturen over L1-L4 ryggmargen. Laminectomies av dorsal aspekter av T11-T13 ryggvirvlene utføres og en skrå nål er rettet 0,8 mm lateral fra midtlinjen og senket 1,5 mm dypt inn i grå substans å injisere virus.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>#10 Scalpel Blades</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-9801-10</td>
			<td>For use with the scalpel.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mL Syringes</td>
			<td>Becton, Dickinson and Company</td>
			<td>309659</td>
			<td>For anesthetic IP injection, potential anesthetic booster shots, and antibiotic injections.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10mL Syringes</td>
			<td>Becton, Dickinson and Company</td>
			<td>309604</td>
			<td>For injecting saline into the animal, post-surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4.0 Chromic Catgut Suture</td>
			<td>DemeTECH</td>
			<td>NN374-16</td>
			<td>To re-bind muscle during closing.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>48000 Micropipette Beveler</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>32416</td>
			<td>Used to bevel the tips of the pulled glass capillary tubes to form functional glass needles.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5% Iodine Solution</td>
			<td>Purdue Products L.P.</td>
			<td>L01020-08</td>
			<td>For use in sterilzation of the surgical site.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70% Ethanol</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>For sterilization of newly prepared glass needles, animal models during surgical preparation, and surgeon&#39;s hands during surgery, as well as all other minor maintainances of sterility.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthetic (Ketamine/Xylazine Solution)</td>
			<td>Zoetis</td>
			<td>240048</td>
			<td>For keeping the animal in the correct plane of consciousness during surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Antibiotic (Cefazolin)</td>
			<td>West-Ward Pharmaceuticals</td>
			<td>NPC 0143-9924-90</td>
			<td>To be injected subcutaneously to prevent infection post-surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bead Sterilizer</td>
			<td>CellPoint</td>
			<td>5-1450</td>
			<td>To heat sterilize surgical instruments.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bonewax</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>19009-00</td>
			<td>To seal up bone in the case of bone bleeding.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cauterizer</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18010-00</td>
			<td>To seal any arteries or veins severed during surgery to prevent excessive blood loss.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital Scale</td>
			<td>Okaus</td>
			<td>REV.005</td>
			<td>For weighing the animal during surgical preparation.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flexible Needle Attachment</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>MF34G-5</td>
			<td>For cleaning glass needles and loading red oil into glass needles.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gelfoam</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>H68079</td>
			<td>To seal up bone in the case of bone bleeding.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass Capillary Tubes</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>4878</td>
			<td>For pulled glass needles - should be designed for nanoliter injectors.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hair Clippers</td>
			<td>Oster</td>
			<td>111038-060-000</td>
			<td>For clearing the surgical site of hair.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemostats</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-7231</td>
			<td>For general use in surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kimwipes</td>
			<td>Kimtech</td>
			<td>34155</td>
			<td>For general use in surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medium Point Curved Forceps</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-5136</td>
			<td>For general use in surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micromanipulator with a Vernier Scale</td>
			<td>Kanetec</td>
			<td>N/A</td>
			<td>For precise targeting during surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscissors</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-5621</td>
			<td>For cutting glass whisps off of freshly pulled glass capillary tubes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope with Light and Vernier Scale Ocular</td>
			<td>Leitz Wetzlar</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Used to visualize and measure beveling of pulled glass capillary tubes into functional glass needles.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MicroSyringe Pump Controller</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>62403</td>
			<td>To control the rate of injection.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nanoliter 2000 Pump Head Injector</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>500150</td>
			<td>To load and inject virus in a controlled fashion.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle Puller</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>PC-100</td>
			<td>To heat and pull apart glass capillary tubes to form glass needles.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ophthalamic Ointment</td>
			<td>Dechra Veterinary Products</td>
			<td>RAC 0119</td>
			<td>To protect the animal&#39;s eyes during surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Bemis</td>
			<td>PM-996</td>
			<td>To assist with loading virus into the nanoinjector.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PrecisionGlide Needles (25G x 5/8)</td>
			<td>Becton, Dickinson and Company</td>
			<td>305122</td>
			<td>For use with the 1mL and 10 mL syringes to allow injection of the animal model.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rat Tooth Forceps</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-5152</td>
			<td>For griping spinous processes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Red Oil</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To provide a front for visualization of virus entering tissue during injection.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Retractors</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-6510</td>
			<td>To hold open the surgical wound.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rimadyl Tablets</td>
			<td>Bio Serv</td>
			<td>MP275-050</td>
			<td>For pain management post-surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rongeurs</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-8300</td>
			<td>To remove muscle from the spinal column during surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel Blade Handle</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-9843</td>
			<td>To slice open skin and fat pad of animal model during surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-5980</td>
			<td>For general use in surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless Steal Wound Clips</td>
			<td>CellPoint</td>
			<td>201-1000</td>
			<td>To bind the skin of the surgical wound during closing.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Staple Removing Forceps</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>INS750347</td>
			<td>To remove the staples, should they be applied incorrectly.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Cloth</td>
			<td>Phenix Research Products</td>
			<td>BP-989</td>
			<td>To provide a sterile surface for the operation.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Cotton-Tipped Applicators</td>
			<td>Puritan</td>
			<td>806-WC</td>
			<td>To soak up blood in the surgical wound while maintaining sterility.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Gauze</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>2146</td>
			<td>To clean the surgical area and surgical tools while maintaining sterility.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Saline</td>
			<td>Baxter Healthcare Corporation</td>
			<td>281324</td>
			<td>For use in blood clearing, and for replacing fluids post-surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Gloves</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>For use by the surgeon to maintain sterile field during surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Heating Pad</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>For maintaining the body temperature of the animal model during surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Microscope</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>For enhanced visualization of the surgical wound.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Stapler</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>INS750546</td>
			<td>To apply the staples.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T/Pump Heat Therapy Water Pump</td>
			<td>Gaymar</td>
			<td>TP500C</td>
			<td>To pump warm water into the water convection warming pad.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Water Convection Warming Pad</td>
			<td>Baxter Healthcare Corporation</td>
			<td>L1K018</td>
			<td>For use in the post-operational recovery area to maintain the body temperature of the unconscious animal.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Weighted Hooks</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>To hold open the surgical wound.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

direct injection of a lentiviral vector highlights multiple motor pathways in the rat spinal cord

Innføre proteiner av interesse i cellene i nervesystemet er utfordrende på grunn av medfødte biologiske barrierer som begrenser tilgang til de fleste molekyler. Injeksjon direkte i ryggmargen vev utenom disse barrierene, gir tilgang til cellen legemer eller synapser der molekyler kan innlemmes. Kombinerer viral vektor teknologi med denne metoden gir mulighet for innføring av målet gener i nervøse vev for å genterapi eller tarmkanalen sporing. Her er et virus som er utviklet for svært effektiv retrograd transport (HiRet) innført på synapser av propriospinal interneurons (PNs) å oppmuntre bestemt transport til nerveceller i ryggmargen og hjernestammen kjerner. Målretting PNs utnytter mange tilkoblinger de mottar fra motor trasé som rubrospinal og reticulospinal områder, samt deres samtrafikk med hverandre gjennom ryggmargen segmenter. Representant sporing HiRet vektoren med constitutively aktive grønne fluorescerende protein (GFP) viser Hi-Fi detaljer cellen legemer, axons og dendrittiske arbors i thorax PNs og reticulospinal nerveceller i pontine reticular dannelsen. HiRet inneholder også til hjernestammen stier og PNs men viser alder avhengig integrering i corticospinal skrift neurons. Oppsummert er ryggmargen injeksjon ved hjelp av viral vektorer en egnet metode for innføring av proteiner av interesse i nevroner i målrettede traktater.

Vellykket injeksjon og transport av viral vektoren bør føre Albin på robust innbyggere ensidige nerveceller i ryggmargen og visse hjernestammen kjerner. Figur 1 viser stereotype merking av neurons og axons i thorax ryggmargen og i pontine reticular dannelsen av hjernestammen på fire uker etter injeksjon. Betydelig GFP uttrykk er sett i nervecellene i grå materie i thorax ryggmargen på side ipsilateral til injeksjon (figur 1A, innrammet område). Få...

Watch this Scientific Journal Video about Direct Injection of a Lentiviral Vector Highlights Multiple Motor Pathways in the Rat Spinal Cord at JoVE.com

Direct Injection of a Lentiviral Vector Highlights Multiple Motor Pathways in the Rat Spinal Cord

Denne protokollen demonstrerer injeksjon av en retrogradely transportable viral vektor i rotte ryggmargen vev. Vektoren er tatt opp på synapse og fraktet til celle kroppen av målet neurons. Denne modellen er egnet for retrograd sporing av viktige spinal veier eller målretting celler for gene terapi programmer.

Direkte injeksjon av en Lentiviral vektor høydepunkter flere Motor veier i ryggmargen rotte

Introducing proteins of interest into cells in the nervous system is challenging due to innate biological barriers that limit access to most molecules. ...

Virale vektorer kan introdusere genetisk materiale i celler for å kompensere for defekte gener, for å oppregulere viktige vekstproteiner, eller å produsere markører som kan spore nevrale kretser. Innføring av virale vektorer i nervesystemet er utfordrende på grunn av medfødte biologiske barrierer. Direkte injeksjon i ryggmargsvev omgår disse barrierene, noe som gir tilgang til cellelegemer eller synapser.Riktig målretting av L1 til L4 spinal nivåer kan være vanskelig. Det er viktig å bruke landemerker for å verifisere målet og huske at disse segmentene linje til T11 til T13 ryggvirvler. På prosedyrens dag kobler du injektoren inn i mikropumpen og plasserer mikropumpen i en mikromanipulator med en vernierskala.Bruk en sprøyte med en fleksibel nål til å forsiktig laste en farget fargestoff inn i en av glassnålene og sette glassnålen inn i injektoren. Bekreft deretter at nålen er riktig seeded inn i skivene, og at injektorhetten er skrudd på stramt, og at stålinjektornålen er utvidet omtrent tre fjerdedeler av lengden på glassnålen. Før du begynner prosedyren, tine minst en mikroliter, pluss et lite volum ekstra virus per injeksjon fra fryseren lagring, og bekrefter mangel på respons av tå klemme i en bedøvet rotte.Barber langs den dorsale midtlinjen fra hoftene til dyrets dårligere vinkel, trekk huden stram for en enklere og mer presis barbering, og desinfisere den eksponerte huden med sekvensiell 5% jod og 70% etanolskrubb. Påfør oftalmisk salve på begge øynene. Plasser deretter dyret på en steril klut og legg gasbind under blæren for å samle inn urin.For å identifisere stedet for hud snittet, trykk fingrene forsiktig på siste ribben for å finne L1 vertebra. Bruk denne vertebraen som et landemerke og holder huden stram ved mild spredning mens du trykker fast med skalpell, bruk et nummer 10 kirurgisk blad for å gjøre en tre til fire centimeter skinned snitt slutter bare dårligere enn L1 å avsløre muskelen. Bruk tang og saks for å føle for de spinøse prosessene.Lag små rostral kutt for å gi plass til å gripe godt inn på en øvre prosess med rotte tann tang. Og gjør to lange, dype kutt så nær prosessene som mulig. Etter å ha sikret laterale muskler på plass, fjern muskelen rundt prosessene for å bestemme formen på hodet.Deretter visualiserer formene til hodene til de spinøse prosessene for å identifisere laminektomiområdet. T11 og de sammenføyde T12- og T13-prosessene vil være stedet for laminektomien. Når målområdet er riktig identifisert, spred forsiktig ryggvirvlene for å avsløre intervertebrale leddbånd, og bruk rongeurs til å ta små biter av de spinøse prosessene og ryggaspektet av ryggvirvlene.Fjern beinet bort fra midtlinjen slik at midline blodkaret kan observeres, og etterlater et vindu som tydelig avslører ryggmargsvevet og er fri for rusk. Fest deretter tangen til de spinøse prosessene rostral og caudal til laminektomivinduet for å sikre dyret i en ryggholder. Og løft dyrets underliv for å effekten av pustebevegelser.For å laste viruset inn i injektoren, pipette omtrent fem mikroliter av tint lager på et stykke Parafilm, og plassere glassnåler slik at spissen er inne i dråpen. Bruk mikropumpen til å trekke opp opptil fire mikroliter virus med en hastighet på 20 til 100 nanoliter per sekund, og sett kontrolleren til å injisere før den slipper ut en liten mengde virus fra nålespissen for å sikre at den ikke er blokkert. Tørk av overflødig virus med en laboratorieserviett og plasser mikromanipulatorene slik at vernierskalaen er synlig.Plasser nålen midt i ryggmargen, og bruk vernierskalaen på mikromanipulatoren til å lede nålen side 0,8 millimeter. Senk deretter nålen til spinalakkordet til den er innrykk, men ikke punktering, duraen, og bruk en rask vridning bevegelse for å punktere dura med nålen til nålespissen har sunket til en dybde på 1,5 millimeter. Når nålen er på plass, programmerinjektoren for å levere viruset med en hastighet på 400 nanoliter per minutt, og bekreft at viruset kommer inn i spinalakkordet ved å observere fremdriften av fargestofffronten.Når injeksjonen er ferdig, la nålen hvile i ryggmargen i to til fem minutter for å lette spredningen av viruset, før du sakte trekker kanylen for posisjonering på neste injeksjonssted. Etter den siste injeksjonen, fjern dyret fra ryggholderen for å tillate fjerning av enheter som brukes til å spre sidemuskelen. Lukk deretter muskelen med en 4,0 kromotisk catgut sutur og stift huden med ni millimeter sårklipp.Fire uker etter en vellykket injeksjon observeres signifikant GFP-uttrykk i nevronene i den grå materien i thoraxmargen på siden, ipsilateral til injeksjonen. I den hvite saken observeres GFP-uttrykk i aksonene i ipsilateralledningen, spesielt i områder som er typiske for propriospinalaksonene. En høyere forstørrelse av grå materie nevroner avslører et eksempel på et typisk signaluttrykk i nevronale cellelegemer og dendritter.GFP-uttrykk i nevroner kan også observeres i hjernestammekjerner, for eksempel i pontinrebaneformasjonen. De viktigste faktorene for en vellykket ryggmargsinjeksjonsprosedyre er riktig vertebral målretting og sikre at viruset kommer inn i vevet Hvis en rostral ryggmargsskade utføres før denne prosedyren, kan direkte injeksjon brukes til å spore nevroner som gjenoppretter forbindelser rundt skaden.

Research

Education

JoVE Core

JoVE Journal

Anatomy and Physiology

Neuroscience

Unit 1

Functions of the Central and Peripheral Nervous System

SCIENTISTS IN ACTION

A Functional Motor Unit in the Culture Dish: Co-culture of Spinal Cord Explants and Muscle Cells

En funksjonell Motor Unit i Kultur Dish: Co-kulturen av ryggmarg explants og muskelceller

Human primary muscle cells cultured  aneurally in monolayer rarely contract spontaneously because, in the absence of  a nerve component, cell ...

Stereotaxic Injection of a Viral Vector for Conditional Gene Manipulation in the Mouse Spinal Cord

Stereotaksiske Injeksjon av en viral vektor for betinget genmanipulering i Mouse Spinal Cord

Intraparenchymal injection of a viral vector enables conditional gene manipulation in distinct populations of neurons or particular regions of the central ...

Production of RNA for Transcriptomic Analysis from Mouse Spinal Cord Motor Neuron Cell Bodies by Laser Capture Microdissection

Produksjon av RNA for transkripsjonsanalyse fra mus ryggmargsmotor neuroncellelegemer ved laserfangst mikrodeseksjon

Preparation of high-quality RNA from cells of interest is critical to precise and meaningful analysis of transcriptional differences among cell types or ...

Spinal Cord Transection in the Larval Zebrafish

Spinal Cord tran i Larve Sebrafisk

Mammals fail in sensory and motor recovery following spinal cord injury due to lack of axonal regrowth below the level of injury as well as an inability ...

Diffusion Imaging in the Rat Cervical Spinal Cord

Diffusjon Imaging i Rat Cervical Spinal Cord

Magnetic resonance imaging (MRI) is the state of the art approach for assessing the status of the spinal cord noninvasively, and can be used as a ...

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

sebrafisk<em&gt; In Situ</em&gt; Spinal Cord Forberedelse til Elektrofysiologiske Opptak fra Spinal sensoriske og motoriske nevroner

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing ...

Laminectomy and Spinal Cord Window Implantation in the Mouse

Laminectomy og vindus kabel i mus

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated ...

Thoracic Spinal Cord Hemisection Surgery and Open-Field Locomotor Assessment in the Rat

Bryst spinal Cord Hemisection kirurgi og åpen felt Locomotor vurdering i Rat

Spinal cord injury (SCI) causes disturbances in motor, sensory, and autonomic function below the level of the lesion. Experimental animal models are ...

Intra-Arterial Delivery of Neural Stem Cells to the Rat and Mouse Brain: Application to Cerebral Ischemia

Intraarteriell levering av nevrale stamceller til rotte- og mushjernen: Søknad om cerebral iskemi

Neural stem cell (NSC) therapy is an emerging innovative treatment for stroke, traumatic brain injury and neurodegenerative disorders. As compared to ...

In Vivo Intracellular Recording of Type-Identified Rat Spinal Motoneurons During Trans-Spinal Direct Current Stimulation

In Vivo Intracellular Registrering av typeidentifiserte rotte spinal motoneurons under Trans-Spinal Direkte StrømStimulering

Intracellular recording of spinal motoneurons in vivo provides a &#8220;gold standard&#8221; for determining the cells&#8217; electrophysiological ...