Name: data acquisition and analysis in brainstem evoked response audiometry in mice
Uploaded: 2019-05-10T14:00:00
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Die Autoren danken Dr. Christina Kolb (Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen (DZNE) und Dr. Robert Stark (DZNE) für ihre Unterstützung in der Tierzucht und Tiergesundheit. Diese Arbeit wurde vom Bundesinstitut für Arzneimittel und Medizinprodukte, BfArM, Bonn, finanziert.

Alle Tierverfahren wurden nach den Richtlinien des Deutschen Tierschutzrates durchgeführt und alle Protokolle wurden vom Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz genehmigt. Amt Nordrhein-Westfalen, Ministerium für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz (LANUV NRW). Die Autoren bescheinigen ferner, dass alle Tierversuche in Übereinstimmung mit dem National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (NIH Publications No. 80-23) revidiert 1996 oder dem UK Animals (Scientific Procedures) ...

Dieses Protokoll bietet eine detaillierte und integrative Beschreibung, wie auditive evozierte Hirnstammreaktionen bei Mäusen aufzuzeichnen sind. Es legt besonderen Fokus auf Tiervorbehandlung, Anästhesie, und mögliche methodische Störfaktoren. Zu letzteren gehören unter anderem Geschlecht, Mauslinie, Alter und Wohnverhältnisse. Es sollte beachtet werden, dass all diese Faktoren einen Einfluss auf sensorineuralen Hörverlust und grundlegende Aspekte der auditiven Informationsverarbeitung haben können. Daher ist ei...

Ein zentraler Aspekt der Hirnphysiologie ist seine Fähigkeit, Umweltinformationen zu verarbeiten, die zu unterschiedlichen intrinsischen oder extrinsischen Ergebnissen führen, wie Lernen, Gedächtnis, emotionale Reaktionen oder motorische Reaktionen. Verschiedene experimentelle und diagnostische Ansätze können verwendet werden, um die elektrophysiologische Reaktionsfähigkeit einzelner neuronaler Zelltypen oder Cluster/Ensembles von Neuronen innerhalb einer stimulusbezogenen neuronalen Schaltung zu charakterisieren. Diese elektrophysiologischen Techniken decken verschiedene raumzeitliche Dimensionen auf der Mikro-, Meso- und Makroskala1ab. Der Mikroskala-Pegel umfasst Spannungs- und Stromklemmenansätze in verschiedenen Patch-Clamp-Modi, z.B. mit kultivierten oder akut dissoziierten Neuronen1. Diese In-vitro-Techniken ermöglichen die Charakterisierung einzelner Stromentitäten und deren pharmakologische Modulation2,3. Ein wesentlicher Nachteil ist jedoch der Mangel an systemischen Informationen in Bezug auf die Integration und Verarbeitung von Mikro- und Makroschaltungsinformationen. Diese Beeinträchtigung wird teilweise durch In-vitro-Techniken der Mesoskala überwunden, wie Z. B. Multielektroden-Arrays, die gleichzeitige extrazelluläre Mehrelektrodenaufnahmen nicht nur in kultivierten Neuronen, sondern auch in akuten Hirnscheiben ermöglichen4, 5. Während Mikroschaltungen in den Hirnscheiben in einem bestimmten Ausmaß (z.B. im Hippocampus) konserviert werden können, gehen in der Regel weiträumige Verbindungenverloren 6. Letztlich sind die systemischen in vivo elektrophysiologischen Techniken auf der Makroskala die Methode der Wahl7. Diese Ansätze umfassen unter anderem Oberflächen- (epidurale) und tiefe (intracerebrale) EEG-Aufnahmen, die sowohl in Menschen- als auch in Tiermodellen 1 durchgeführt werden. EEG-Signale basieren überwiegend auf dem synchronisierten synaptischen Input auf pyramidenförmigen Neuronen in verschiedenen kortikalen Schichten, die trotz der allgemeinen Dominanz des exzitatorischen Eingangs8hemmend oder erregend sein können. Bei der Synchronisation werden exzitatorische postsynaptische potentialbasierte Verschiebungen in extrazellulären elektrischen Feldern summiert, um ein Signal von ausreichender Stärke zu bilden, um mit Oberflächenelektroden auf der Kopfhaut aufgezeichnet zu werden. Insbesondere erfordert eine nachweisbare Kopfhautaufnahme von einer einzelnen Elektrode die Aktivität von zehntausend pyramidenförmigen Neuronen und ein komplexes Bewaffnungsarium von technischen Geräten und Verarbeitungswerkzeugen, einschließlich eines Verstärkers, Filterverfahren (Tiefpassfilter, Hochpassfilter, Kerbfilter) und Elektroden mit spezifischen Leitereigenschaften.
Bei den meisten Versuchstierarten (z. B. Mäusen und Ratten) ist der humanbasierte EEG-Ansatz der Kopfhaut technisch nicht anwendbar, da das vom zugrunde liegenden Kortex erzeugte Signal aufgrund der begrenzten Anzahl synchronisierter pyramidaler Neuronen zu schwach ist9, 10,11. Bei Nagetieren sind Oberflächenelektroden oder subdermale Elektroden daher stark mit Elektrokardiogramm enden und vorwiegend Elektromyogramm-Artefakte, die hochwertige EEG-Aufnahmen unmöglich machen9,11, 12. Bei Verwendung von nicht entsäuerten, frei beweglichen Mäusen und Ratten ist es daher zwingend erforderlich, entweder aus dem Kortex über epidurale Elektroden oder aus den tiefen, intracerebralen Strukturen direkt aufzuzeichnen, um die direkte physikalische Verbindung der Sensorspitze zu gewährleisten. der Blei-/Implantationselektrode zu den signalerzeugenden neuronalen Zellclustern. Diese EEG-Ansätze können entweder in einem zurückhaltenden Systemaufbau oder unter Verwendung des nicht aufhaltenden implantierbaren EEG-Radiotelemetrieansatzes9,10,11durchgeführt werden. Beide Techniken haben ihre Vor- und Nachteile und können ein wertvoller Ansatz in der qualitativen und quantitativen Charakterisierung der Anfallsanfälligkeit/Seizure-Aktivität, zirkadiane Rhythmizität, Schlafarchitektur, Oszillationsaktivität und Synchronisation sein, einschließlich Zeit-Frequenz-Analyse, Quellenanalyse, etc.9,10,13,14,15,16,17.
Während gebundene Systeme und Funktelemetrie EEG-Aufnahmen unter restriktiven bzw. nicht zurückhaltenden Bedingungen ermöglichen, entsprechen die damit verbundenen Versuchsbedingungen nicht den Anforderungen für ABR-Aufnahmen. Letztere forderung nach definierten akustischen Reizen, die sich im Laufe der Zeit mit definierten Positionen eines Lautsprechers und Versuchstieren und kontrollierten Schalldruckpegeln (SPLs) wiederholen. Dies kann entweder durch Kopffixierung unter restriktiven Bedingungen oder nach Anästhesie18,19erreicht werden. Um den experimentellen Stress zu reduzieren, werden die Tiere normalerweise während ABR-Experimenten anästhesiert, aber es sollte berücksichtigt werden, dass Anästhesie abRs19,20stören kann.
Als allgemeines Merkmal besteht das EEG aus unterschiedlichen Frequenzen in einem Spannungsbereich von 50-100 V. Hintergrundfrequenzen und Amplituden hängen stark vom physiologischen Zustand des Versuchstiers ab. Im Wachzustand überwiegen die Beta- und Gamma-Frequenzen mit geringerer Amplitude. Wenn Tiere schläfrig werden oder einschlafen, entstehen Alpha-Frequenzen, Theta (-) und Delta-Frequenzen, die eine erhöhte EEG-Amplitude21aufweisen. Sobald ein Sensorkanal (z.B. der akustische Weg) stimuliert wird, wird die Informationsausbreitung über die neuronale Aktivität durch das periphere und zentrale Nervensystem vermittelt. Eine solche sensorische (z.B. akustische) Stimulation löst sogenannte EPs oder evozierte Reaktionen aus. Insbesondere sind ereignisbezogene Potenziale (ERP) in der Amplitude viel geringer als das EEG (d. h. nur ein paar Mikrovolt). Somit würde jedes einzelne ERP, das auf einem einzelnen Stimulus basiert, vor dem eEG-Hintergrund mit höherer Amplitude verloren gehen. Daher erfordert eine Aufzeichnung eines ERP die wiederholte Anwendung identischer Reize (z. B. Klicks in ABR-Aufnahmen) und eine nachfolgende Mittelung, um jegliche EEG-Hintergrundaktivität und Artefakte zu eliminieren. Wenn ABR-Aufnahmen bei anästhesierten Tieren gemacht werden, ist es einfach, hier subdermale Elektroden zu verwenden.
Hauptsächlich umfassen AEPs Kurzlatenz-EPs, die normalerweise mit ABRs oder BERA zusammenhängen, und weitere, später eingesetzte Potenziale wie Midlatenz-EPs (Midlatenz-Antworten [MLR]) und EPs mit langer Latenz22. Wichtig ist, dass Störungen in der Informationsverarbeitung der auditiven Informationen oft ein zentrales Merkmal neuropsychiatrischer Erkrankungen (demyelinisierende Krankheiten, Schizophrenie usw.) und im Zusammenhang mit AEP-Änderungen23,24 sind. ,25. Während Verhaltensuntersuchungen nur funktionelle Beeinträchtigungen aufdecken können, ermöglichen AEP-Studien eine präzise raumzeitliche Analyse der auditiven Dysfunktion im Zusammenhang mit spezifischen neuroanatomischen Strukturen26.
ABRs als frühe, kurzlatenzakustische EPs werden normalerweise bei mäßiger bis hochintensiver Klickanwendung erkannt, und es kann bis zu sieben ABR-Peaks (WI-WVII)auftreten. Die wichtigsten Wellen (WI-WV) beziehen sich auf die folgenden neuroanatomischen Strukturen: WI mit dem Hörnerv (distaler Teil, im Innenohr); WII an den Cochlea-Kern (proximaler Teil des Gehörnervs, Hirnstammbeendigung); WIII zum überlegenen Olivary-Komplex (SOC); WIV zum lateralen Lemniscus (LL); WV zur Beendigung des lateralen Lemniskus (LL) innerhalb des minderwertigen Colliculus (IC) auf der kontralateralen Seite27 (Ergänzende Abbildung 1). Es sei darauf hingewiesen, dass WII-WV wahrscheinlich mehr als eine anatomische Struktur des aufsteigenden Gehörpfades haben, die zu ihnen beiträgt. Insbesondere die genaue Korrelation der Spitzen und der zugrunde liegenden Strukturen des Hörtraktes ist noch nicht vollständig geklärt.
In der Audiologie können ABRs als Screening- und Diagnosewerkzeug sowie zur chirurgischen Überwachung28,29eingesetzt werden. Es ist am wichtigsten für die Identifizierung von Dysakus, Hypakus und Anakusis (z. B. bei altersbedingtem Hörverlust, lärmbedingtem Hörverlust, metabolischem und angeborenem Hörverlust sowie asymmetrischem Hörverlust und Hördefiziten aufgrund von Fehlbildungen, Verletzungen und Neoplasmen)28. ABRs sind auch als Screening-Test für hyperaktive, geistig behinderte Kinder oder für andere Kinder relevant, die nicht in der Lage wären, auf konventionelle Audiometrie zu reagieren (z. B. bei neurologischen/psychiatrischen Erkrankungen wie ADHS, MS, Autismus usw.29 , 30) und in der Entwicklung und chirurgischen Montage von Cochlea-Implantaten28. Schließlich können ABRs wertvolle Einblicke in die möglichen ototoxischen Nebenwirkungen von Neuropsychopharmaka, wie Antiepileptika31,32, geben.
Der Wert der Übersetzung neurophysiologischer Kenntnisse aus pharmakologischen oder transgenen Mausmodellen auf den Menschen wurde in zahlreichen Situationen nachgewiesen, insbesondere auf der Ebene der ERPs bei auditiven Paradigmen bei Mäusen und Ratten33, 34,35. Neue Einblicke in veränderte frühe AEPs und damit verbundene Veränderungen in der auditiven Informationsverarbeitung bei Mäusen und Ratten können so auf den Menschen übertragen werden und sind von zentraler Bedeutung bei der Charakterisierung und Endophenotypisierung von Audit, neurologischen und neuropsychiatrischen Erkrankungen in der Zukunft. Hier finden Sie eine detaillierte Beschreibung, wie ABRs erfolgreich bei Mäusen für grundlegende wissenschaftliche, toxikologische und pharmakologische Zwecke aufgezeichnet und analysiert werden können.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>AEP/OAE Software for RZ6 (BioSigRZ software)</td>
			<td>Tucker-Davis Technologies (TDT)</td>
			<td>BioSigRZ</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Binocular surgical magnification microscope</td>
			<td>Zeiss Stemi 2000</td>
			<td>0000001003877, 4355400000000, 0000001063306, 4170530000000, 4170959255000, 4551820000000, 4170959040000, 4170959050000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cages (Macrolon)</td>
			<td>Techniplast</td>
			<td>1264C, 1290D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carprox vet, 50mg/ml</td>
			<td>Virbac Tierarzneimittel GmbH</td>
			<td>PZN 11149509</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cold light source</td>
			<td>Schott KL2500 LCD</td>
			<td>9.705 202</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton tip applicators (sterile)</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>EH12.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made meshed metal Faraday cage (stainless steel, 2 mm thickness, 1 cm mesh size)</td>
			<td>custom made</td>
			<td>custom made</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5% Dexpanthenole (Bepanthen eye and nose creme)</td>
			<td>Bayer Vital GmbH</td>
			<td>PZN: 01578681</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposable Subdermal stainless steel Needle 
			electrodes, 27GA, 12mm</td>
			<td>Rochester Electro-Medical, Inc.</td>
			<td>S03366-18</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical drape sheets (sterile)</td>
			<td>Hartmann</td>
			<td>PZN 0366787</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol, 70%</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>9065.5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/4&#39;&#39; Free Field Measure Calibration Mic Kit</td>
			<td>Tucker-Davis Technologies (TDT)</td>
			<td>PCB-378C0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gloves (sterile)</td>
			<td>Unigloves</td>
			<td>1570</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Graefe Forceps-curved, serrated</td>
			<td>FST</td>
			<td>11052-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GraphPad Prism 6 Software, V6.07</td>
			<td>GraphPad Prism Software, Inc.</td>
			<td>https://www.graphpad.com/</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat-based surgical instrument sterilizer</td>
			<td>FST</td>
			<td>18000-50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Homeothermic 
			heating blanked</td>
			<td>ThermoLux</td>
			<td>461265 / -67</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketanest S (Ketamine), 25mg/ml</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>PZN 08707288</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ringer&#8217;s solution (sterile)</td>
			<td>B.Braun</td>
			<td>PZN 01471434</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Matlab software</td>
			<td>MathWorks, Inc.</td>
			<td>https://de.mathworks.com/products/matlab.html</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medusa 4-Channel Low Imped. Headstage</td>
			<td>Tucker-Davis Technologies (TDT)</td>
			<td>RA4LI</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medusa 4-Channel Pre-Amp/Digitizer</td>
			<td>Tucker-Davis Technologies (TDT)</td>
			<td>RA4PA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microphone</td>
			<td>PCB Pieztronics</td>
			<td>378C01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Multi Field Speaker- Stereo</td>
			<td>Tucker-Davis Technologies (TDT)</td>
			<td>MF1-S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oscilloscope</td>
			<td>Tektronix</td>
			<td>DPO3012</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Optical PC1 express card for Optibit Interface)</td>
			<td>Tucker-Davis Systems (TDT)</td>
			<td>PO5e</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Askina Braucel pads (cellulose absorbet pads)</td>
			<td>B.Braun</td>
			<td>PZN 8473637</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Preamplifier</td>
			<td>PCB Pieztronics</td>
			<td>480C02</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RZ6 Multi I/O Processor system (BioSigRZ)</td>
			<td>Tucker-Davis Technologies (TDT)</td>
			<td>RZ6-A-PI</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.9% saline (NaCl, sterile)</td>
			<td>B.Braun</td>
			<td>PZN:8609255</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SigGenRZ software</td>
			<td>Tucker-Davis Technologies (TDT)</td>
			<td>https://www.tdt.com/</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Software R (version 3.2.1) + Reshape 2 (Version 1.4.1) + ggplot 2 (version 1.0.1) + datatable (version 1.9.4), + gdata (version 2.13.3), + pastecs (version 1.3.18), + waveslim (version 1.7.5), + MassSpecWavelet (version 1.30.0)</td>
			<td>The R Foundation, R Core Team 2015</td>
			<td>Open Source Software (freely distributable)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sound attenuating cubicle</td>
			<td>Med Associates Inc.</td>
			<td>ENV-018V</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Standard Pattern Forceps, 12cm and 14.5 cm length</td>
			<td>FST</td>
			<td>11000-12, 11000-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leukosilk tape</td>
			<td>BSN medical GmbH &#38; Co. KG</td>
			<td>PZN 00397109</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue Forceps- 1x2 Teeth 12 cm</td>
			<td>FST</td>
			<td>11021-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Uniprotect ventilated cabinet</td>
			<td>Bioscape</td>
			<td>THF3378</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ventilated cabinet</td>
			<td>Tecniplast</td>
			<td>9AV125P</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine (Rompun), 2%</td>
			<td>Bayer Vital GmbH</td>
			<td>PZN 1320422</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

data acquisition and analysis in brainstem evoked response audiometry in mice

Brainstem evozierte Reaktion Audiometrie (BERA) ist von zentraler Bedeutung in der klinischen Neurophysiologie. Da andere evozierte Potential-Techniken (EP) wie visuell evozierte Potentiale (VEPs) oder somatosensorische evozierte Potentiale (SEPs) ausgelöst werden, werden die auditiv evozierten Potentiale (AEPs) durch die sich wiederholende Darstellung identischer Reize ausgelöst, elektroenzephalographische (EEG) Reaktion, deren anschließend gemittelt wird, was zu deutlichen positiven (p) und negativen (n) Verformungen führt. Beim Menschen können sowohl die Amplitude als auch die Latenz einzelner Peaks verwendet werden, um Veränderungen der Synchronisation und Leitungsgeschwindigkeit in den zugrunde liegenden neuronalen Schaltkreisen zu charakterisieren. Wichtig ist, dass AEPs auch in der Grundlagen- und Präklinischen Wissenschaft angewendet werden, um die auditive Funktion in pharmakologischen und genetischen Tiermodellen zu identifizieren und zu charakterisieren. Darüber hinaus werden Tiermodelle in Kombination mit pharmakologischen Tests genutzt, um mögliche Vorteile bei der Behandlung von sensorineuralem Hörverlust (z. B. alters- oder lärminduzierte Hördefizite) zu untersuchen. Hier bieten wir eine detaillierte und integrative Beschreibung, wie man auditive Brainstem-evovoked Responses (ABRs) bei Mäusen mit Click- und Tone-Burst-Anwendung aufzeichnet. Ein besonderer Schwerpunkt dieses Protokolls liegt auf vorexperimentellen Tierhaltung, Anästhesie, ABR-Aufzeichnung, ABR-Filterprozessen, automatisierter Wavelet-basierter Amplitudenwachstumsfunktionsanalyse und Latenzerkennung.

Klick- und Ton-Burst-evozierte ABR-Aufnahmen können verwendet werden, um Hörschwellenunterschiede, Amplitudenwachstumsfunktion und Latenzvergleich zu bewerten. Klick-evozierte ABRs im SPL-Erhöhungsmodus sind in Abbildung 1 für Steuerungen und zwei beispielhaft emutierte Mauslinien dargestellt, die für den Cav3.2 T-Typ spannungsgebundenen Ca2+ Kanal (d.h. Cav3.2+/- und Ca) mangelhaft sind. v3.2 Nullmu...

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Data Acquisition and Analysis In Brainstem Evoked Response Audiometry In Mice

Brainstem evozierte Reaktion Audiometrie ist ein wichtiges Werkzeug in der klinischen Neurophysiologie. Heutzutage wird die Hirnstamm-Evokologie auch in der Grundlagenforschung und in präklinischen Studien angewendet, an denen sowohl pharmakologische als auch genetische Tiermodelle beteiligt sind. Hier bieten wir eine detaillierte Beschreibung, wie auditive Hirnstammreaktionen erfolgreich bei Mäusen aufgezeichnet und analysiert werden können.

Datenerfassung und -analyse in Brainstem Evokierte Reaktion Audiometrie bei Mäusen

Brainstem evoked response audiometry (BERA) is of central relevance in the clinical neurophysiology. As other evoked potential (EP) techniques, such as ...

Dieses Protokoll enthält detaillierte Informationen darüber, wie man Click- und Ton-Burst-evozierte Hörreaktionen bei Mäusen plant, durchführt und analysiert. Der Hauptvorteil dieser Technik ist, dass sie eine komplexe und schnelle auditive Profilierung von pharmakologischen und mutierten Mausmodellen ermöglicht. Die neuen Erkenntnisse über alt-er-ed frühe APP und damit verbundene Veränderungen in der auditiven Verarbeitung bei Mäusen und Ratten können auf den Menschen übertragen werden.Daher ist diese Methode von zentraler Bedeutung bei der Charakterisierung und Phänotypisierung von Audit, neurologischen und Erkrankungen. Diese Methode ist am wichtigsten für die Identifizierung von Dysakus, Hypoakus is und Anacusis. Zum Beispiel bei altersbedingten, lärminduzierten metabolischen, angeborenen und aspi-met-acury Hörverlust sowie bei Hördefiziten aufgrund von Missbildungen oder Fehlbildungen, Verletzungen und Neoplasmen.Benutzer, die neu in der Technik sind, sollten besonderes Augenmerk auf die richtige Elektroplatzierung und vorexperimentelle Kalibrierung des Systems richten. Die visuelle Demonstration der Methode ist entscheidend, um Anästhesie, ABR-Aufzeichnung, ABR-Filterprozesse und automatisierte ABR-Neur-o-lass-es zu veranschaulichen. Beginnen Sie, indem Sie den an das Mikrofon angeschlossenen Vorverstärker mindestens fünf Minuten vor der Kalibrierung einschalten, um den Ausgleich des Systems zu ermöglichen.Schalten Sie das Oszilloskop ein. Positionieren Sie dann das Mikrofon, das mit einem Vorverstärker im Inneren des totlassenden kubischen Klangs verbunden ist, um das experimentelle murine Ohr nachzuahmen. Als nächstes öffnen Sie die handelsüblichen Verarbeitungs- und Erfassungssoftwaren und programmieren Sie die Stimulusprotokolle für die Klicks und Tonausbrüche.Beginnen Sie mit der Klick-Stimulus-Entität, um zu analysieren und Klickschwellenwerte zu bestimmen. Gefolgt von ABR-Symmetrie des linken und rechten Ohres. Und ABR-Amplituden und Latenzen später.Als Nächstes verwenden Sie die gleiche Software, um das Ton-Burst-Stimulationsprotokoll mit der Stimulus-Design-Software Sig-Gen RZ zu überprüfen. Und überprüft Stimulus-Einstellungen unter Bio-Sig RZ Akquisitionssoftware. Programmieren Sie den geeigneten Frequenzbereich, der je nach wissenschaftlicher Frage getestet werden soll, und stellen Sie sicher, dass die anzuwendenden Frequenzbereiche den technischen Fähigkeiten des Lautsprechers entsprechen.Für die Mittelung, stellen Sie die Anzahl der sequenziellen akustischen Reize, entweder Klicks oder Ton Bursts zum Beispiel, 300 Mal, mit einer Rate von 20 pro Sekunde; eine Mittelungsdauer von 25 Millisekunden und der Verstärkungsfaktor des Vorverstärkers, 20 Mal. Überprüfen Sie als Nächstes die geeignete Abtastrate für die ABR-Datenerfassung, und übergeben Sie dann den Filter mit einem Butterwertfilter mit sechs Poll. Aktivieren Sie ggf. den Kerbfilter.Starten Sie die Ton-Burst-Kalibrierung, indem Sie die Datei "Kalibrierung:CAL200K" auswählen, um den Kalibrierungskonfigurationsmodus innerhalb der Software zu aktivieren. Und wählen Sie Perimeter nach den experimentellen Bedingungen. Verwenden Sie das Prozessorsystem, um den Kalibrierungsvorgang auszuführen.Stellen Sie sicher, dass die technischen Spezifikationen des Mikrofons und des Lautsprechers in Bezug auf Schalldruckpegel oder SPL-Grenzwerte, Frequenzbereich und Verteilung harmonisieren. Wählen Sie dann das vordefinierte Klickstimulationsprotokoll aus und starten Sie es. Führen Sie eine SPL mit einem Klick aus, um zu überprüfen, ob das Spektrum der Klangreize durch eine schnelle Vier-Ay-Transformation des Oszilloskops analysiert wird, die den Anforderungen entspricht.Wählen und starten Sie das vordefinierte Ton-Burst-Stimulationsprotokoll im Bereich von ein bis 42 Kilohertz. Bestätigen Sie das Frequenzspektrum der aufgezeichneten akustischen Testreize, indem Sie ein Oszilloskop und Online-FFT verwenden. Vervollständigen Sie schließlich die Ton-Burst-Kalibrierung, indem Sie die erstellte Kalibrierungsdatei in das Ton-Burst-Stimulus-Protokoll laden.Beginnen Sie, indem Sie die anästhesierte Maus in eine schalldämpfende Kabine legen, die mit akustischem Schaum ausgekleidet ist. Zur Erfassung von monauralen Hirnstamm evozierten Hörpotentiale, setzen Sub-dermal Edelstahlelektroden an der Scheitelpunkt, axial des Pin-Auge und ventral-lateral der rechten oder linken Pinna je nach Ohr zu messen. Auf der anderen Seite, für binaurale Aufnahmen, legen Sie die negativen Elektroden sowohl auf der rechten und linken Pinna.Positionieren Sie die Bodenelektrode an der Hüfte des Tieres. Vor dem Einsetzen eine Hakenform an der Spitze der Edelstahlelektrode bilden, die eine subdermale Fixierung der Elektroden gewährleistet ist. Und einmal eingefügt, richtig stellen Sie die Tribüne der Maus 10 Zentimeter gegenüber dem lauten Lautsprecher.Schließen Sie alle Elektroden an die Kopfstufe an und prüfen Sie, ob sie impedanz. Führen Sie dann vor jeder Aufnahme Impedanzmessungen aller Elektroden durch, um die richtige Elektrodenpositionierung und Leitfähigkeit zu überprüfen. Zeichnen Sie ABRs unter freien Feldbedingungen mit einem einzigen Lautsprecher auf.Führen Sie schließlich ABR-Analysen mittels automatisierter Schwellenerkennung und Wellenlatenzanalyse durch, um positive Spitzen und negative Wellen zu bestimmen. Als ersten Schritt bei der Analyse der allgemeinen Hörleistung wurden klickbezicht tevokedabRs für verschiedene SPLs zwischen Null und 90 mit dem automatisierten ABR-Schwellenwerterkennungssystem untersucht. Mögliche Veränderungen der ABR-Schwellenwerte, die durch unterschiedliche Tonburstfrequenzen hervorgerufen werden, wurden analysiert.In den beispielhaften Mauslinien, Cav3.2 plus, minus und Cav3.2 minus, zeigte minus erhöhte Klick- und Tonburst-bezogene Hörschwellen im Vergleich zu Kontrollen. Schließlich wurden die klickbezichtige ABR-Amplitudenwachstumsfunktion und die ABR-Wellenformlatenzanalyse über wavelet-basierte Ansätze durchgeführt. Letzteres ermöglicht Einblicke in den möglichen spacio-zeitlichen Einfluss des Gens von Interesse auf die auditive Informationsverarbeitung im Innenohr und Hirnstamm.Die richtige PLATZIERUNG der ABR-Elektroden in der Messung und Systemkalibrierung von pinna ist für die Durchführung dieser Technik unerlässlich. Der hier vorgestellte auditive Ansatz kann auch in Kombination mit einem Telemetriesystem verwendet werden, um komplexe, mittlere Latenz- und späthörige evozierte Potenziale zu analysieren. Dies hilft bei der Charakterisierung und bei der Phänotypisierung von Hör-, Neurologie- und Neuroerkrankungen.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

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