Name: a new best practice for validating tail vein injections in rat with near-infrared-labeled agents
Uploaded: 2019-04-19T14:30:00
Duration: 4 min 19 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about A New Best Practice for Validating Tail Vein Injections in Rat with Near-infrared-Labeled Agents at JoVE.com

J.A.P J.M.J. gestaltet gemeinsam die experimentellen Ansatz für die Bewertung von hochdosierter in die chronische Schädigung der Verengung Rattenmodell für Auswirkungen auf neuropathische Schmerzen. J.M.J. konzipiert und gestaltet den insgesamt Makrophagen-bezogene Droge Lieferung Ansatz mit hochdosierter, Nanoemulsion Zusammensetzung und Verfahren zur Herstellung. J.M.J. produziert die Nanoemulsion, die weiter von l.l. unter der Leitung des J.M.J. hergestellt wurde Die Stabilität der Nanoemulsion wurde durch J.M.J., l.l. und S.P. Tier Pflege, Chirurgie, Verhalten, Tail Vene spritzen beurteilt und NIRF Bildgebung wurden gemeinsam durchgeführt von M.S und A.M.S. unter der Leitung von J.A.P Das Manuskript wurde geschrieben und von M.S vorbereitet, und das Protokoll wurde geschrieben von A.M.S.
NIR optische Bildgebung wurde auf dem kleinen Tier-Imaging-System an der Duquesne University (unterstützt durch die Pittsburgh Tissue Engineering Initiative Seed Grant) durchgeführt. J.M.J. räumt Unterstützung vom DOD Prämiennummer FA8650-17-2-6836, NIDA Award Nr. 1R21DA039621-01, NIBIB-Prämien-Nummer R21EB023104-02 und AFMSA Award Nr. FA8650-17-2-6836. J.A.P und J.M.J anerkennen, Unterstützung von Pittsburgh Tissue Engineering Initiative Seed Grant. J.A.P erkennt auch Hunkele gefürchtete Krankheit Award, den Samuel und Emma Winter Stiftung, Charles Henry Leach II Fonds und universelle Enhancement-Forschungspreis Commonwealth. J.A.P und J.M.J. anerkennen, Unterstützung durch die Duquesne University Inaugural Provost interdisziplinäre Konsortien Forschungsstipendium, die chronischen Schmerz-Forschungs-Konsortium unterstützt.

Alle Protokolle wurden gemäß den Richtlinien in der Anleitung für die Pflege und Verwendung von Labortieren der National Institutes of Health und institutionellen Animal Care und Nutzung Committee (IACUC) an der Duquesne University durchgeführt.
1. Vorbereitung und Narkose
Hinweis: Aseptische Techniken werden für die Gesamtheit des Verfahrens verwendet. Sind nur neue Sterilgut und autoklaviert sterile Instrumente verwendet werden. Persönlicher Schutzausrüstung (sterile Handschuhe, Haar-Haube, Mundschutz, Scrubs – Die Anfänger) muss getragen werden, um Kontaminationen zu vermeiden.
<ol><li>Erwachsene männlichen Sprague-Dawley Ratten mit einem Gewicht von 250 – 300 g wurden in diesem Protokoll verwendet. Akklimatisieren Sie die Ratten standard Lebensbedingungen zu, halten sie auf einem 12 h Licht/12 h-dunkel-Zyklus und bieten Sie Nahrung und Wasser ad libitum. Haus das Tier sozial, bewahren Sie sie auf Papier Betten und bieten eine spezielle Diät (siehe Tabelle der Materialien), um Autofluoreszenz während der Aufnahme zu vermeiden.</li>
	<li>Betäuben Sie mit dem Einsatz von einem richtig platzierten Heizkissen das Tier unter einem anfänglichen 5 % Isofluran in 20 % Sauerstoff, gefolgt von einer Wartungsniveau von nicht weniger als 1,5 % Isofluran und nicht mehr als 3 %, es sei denn, das Tier erwacht oder Gefühl behält.</li>
	<li>Ordnungsgemäße Betäubung über eine fehlende Reaktion auf Prisen tail zu bestätigen. Überwachen Sie den Blutfluss sowie über Vitalfunktionen während des Verfahrens.</li>
</ol>(2) Voreinspritzung Bild Aquisition
<ol><li>Bild-das Tier in einer präklinischen NIR-Fluoreszenz-Imager durch die Positionierung des Tieres seitlich um die Einstichstelle an der seitlichen Rute zum Einrichten einer Basislinie der Fluoreszenz im Heck (Abbildung 1C, E) verfügbar zu machen. Führen Sie eine gleichzeitige Bildaufnahme von beiden ein weißes Licht (Körper-Ansicht) und in der Nähe von Infrarot-Kanäle mit dem NIRF Imager und zugehörige Software mit verknüpften Lookup-Tabellen (LUT).</li>
	<li>Bildgebung, bewegen Sie das Tier zurück in den OP-Tisch und legen Sie sie unter Narkose für die Heck-Vene-Injektion. Hinweis: Überwachen Sie des Tieres Vitalfunktionen und überprüfen Sie richtige Anesthetization über Heck Prise.</li>
</ol>(3) Tail Vene Injektion mit NIRF-haltige Mittel
<ol><li>
Orientieren Sie mit dem Tier in Bauchlage sich die Rute mit der dorsalen Seite nach oben. Erweitern Sie das Heck Gefäßsystem im warmen Wasser für ein Minimum von 1 min. Orient das Heck Vene, so dass die laterale Seite (rechts oder links) 30° (im Uhrzeigersinn oder gegen den Uhrzeigersinn) gedreht wird um die Rechte oder linke Rute Vene (Abbildung 1B) verfügbar zu machen.
	<ol>
<li>Sobald eine seitliche Schweif Ader gefunden wurde (die erscheint dunkel gefärbten nach Dilatation), desinfizieren Sie das gesamte Heck mit Alkohol-Pads, 2 X wiederholen.</li>
		<li>Eine geeignete Dosierung basierend auf das Studiendesign Beginn Injektionen in der distalen Steißbein Wirbel-Region den Schwanz und bewegt mehr proximalen korrekte Nadelplatzierung unterlässt.</li>
	</ol>
</li>
	<li>25 – 27 G sterile Nadel, Abschrägung, in die Vene seitliche Rute, mit der Rute in einem 180° Winkel, parallel zu der angehobene Heck Nadel einsetzen. Beobachten Sie Blut Rückblende in der Felge der Nadel, um die korrekten Platzierung zu gewährleisten. Wenn keine Rückblenden hervorgeht, langsam bewegen die Nadelspitze (ohne Herausnahme aus dem Schweif) Vene einführen zu finden. Wenn subkutan platziert, wird kein Blut Flashback auftreten.</li>
	<li>Legen Sie die Spritze mit injizierbaren Materialien in der Felge der Nadel. Wenn die richtige Platzierung erreicht wird, entstehen die injizierbare Flüssigkeit Widerstand nach Einspritzung. Die Injektion wird glatt und leicht voraus. Einmal injiziert, entfernen Sie die Nadel und Spritze, Druck mit steriler Gaze für mindestens 1 min zu gewährleisten, Blutgerinnung, und markieren Sie die Stelle der Injektion mit einem Stift an der Rute, so dass es auf dem weißen Licht Bild sichtbar ist. Hinweis: Kein Hämatom oder Läsion sichtbar an der Injektionsstelle.</li>
	<li>Bewegt sich der Spitze der Nadel beim Spritze einsetzen, entfernen Sie die Nadel, und wiederholen Sie das Nadel-Anmeldeverfahren mehr proximalen auf der ipsilateralen Schweif Vene. Wiederverwenden Sie die gleiche Nadel nicht, wenn ein anderes Wiedereintritt Punkt versucht wird. Hinweis: Alternativ kann die Injektion mit einer IV-Katheter mit einem Blut-Flow Indikator durchgeführt werden (siehe Tabelle der Materialien). Dies hat den Vorteil einer optischen Bestätigung des Katheters während der Blutentnahme. Setzen Sie den Katheter, schräge Seite, in der zuvor beschriebenen Winkel. Beobachten Sie schnellen Rückblende in der gesamten Länge des Indikators Durchblutung um korrekte Platzierung zu gewährleisten. Leichten Gegendruck kann verwendet werden, um Blut in die Spritze, die richtige Platzierung im Behälter vor der Injektion zu bestätigen zu ziehen. Wiederum wird kein Widerstand zu spüren.</li>
</ol>(4) nach der Injektion Bildaufnahme
<ol><li>Durchführen Sie Qualitätsbewertung nach Heck Vene Injektion in einer präklinischen NIR Fluoreszenz Imager in die gleiche Ausrichtung wie die Baseline Voreinspritzung-Abbild. Sicherstellen, das Tier ist noch richtig betäubt – und werden so für die Dauer der Bildgebung – vor in der Imager platzieren. Hinweis: Ein bildgebendes System enthält eine Schublade Housingwith Anästhesie Verbindungen und eine Maske für das Tier sollte verwendet werden, falls vorhanden.</li>
	<li>Richten Sie das Tier an der Querseite an die Injektionsstelle (wie gekennzeichnet) an der seitlichen Rute aussetzen. Überprüfen Sie, ob ein NIRF Signal nur an der Injektionsstelle vorhanden ist. Dies bedeutet eine erfolgreiche Schweif Vene Injektion (Abbildung 1D). Hinweis: Wenn das Signal das gesamte Heck verteilt ist, wird es als subkutane und daher nicht erfolgreich sein (Abbildung 1F). Abbildung 2 zeigt Beispiele von gescheiterten Injektionen.</li>
</ol>5. Bild Quantifizierung
Hinweis: Bild Quantifizierung kann mit der imaging-Software, die die NIR-Imager begleitet durchgeführt werden, wenn diese Funktion verfügbar ist. Alternativ kann andere handelsübliche Bildanalyse-Software verwendeten24sein.
<ol><li>Zeichnen Sie im das Bild nach der Injektion eine Region of Interest rund um den Bereich der Fluoreszenz bei der Injektion Seite2,6.</li>
	<li>Und der relativen Fluoreszenzintensität und Datensatz als Bereich/Intensität zu messen. Vergleichen Sie nach der Injektion und die Basislinie Voreinspritzung Bilder entweder qualitativ oder quantitativ mit geeigneten statistischen Analyse (abhängig von Studiengruppen und Bedingungen). Hinweis: Der Forscher kann Schwellen beschließen, die gut von schlecht Injektionen zu diskriminieren oder die Injektion einen Prozentsatz der Qualität zuweisen.</li>
</ol>

<ol>
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Die Autoren haben nichts preisgeben.

Forschungslabors entstehen erhebliche Kosten durch die Misswirtschaft der Test-Agents. Tail Vene Injektionen sind eine schwierige Technik zu meistern, konsequente Erfolgsquote, mit den erfahrensten Technologen häufig anfallenden Misswirtschaft Fehler zu erreichen. Es gibt keine zuverlässige Möglichkeit, eine erfolgreiche Injektion zu bestätigen. Dieses Protokoll bietet eine Lösung für dieses Problem geben Forscher eine qualitative und quantitative Methode, um den Erfolg einer murinen Schweif Vene Einspritzung überprüfen. Hier eine NIRF gekennzeichnet Nanoemulsion7,8,25 enthält das Mittel der Wahl (in diesem Fall ein Medikament) und an der Injektionsstelle bei einer NIRF kleine Tier Imager abgebildet ist. Es gibt auch die Möglichkeit, einen nicht-Nanoemulsion-basierte Agent zu entwickeln und verwenden das gleiche Prinzip der NIRF Bildgebung durch den Einbau von handelsüblichen Infrarot-Farbstoffe. Darüber hinaus Ready-to-Use Image Agenten mit einer Vielzahl von Anwendungen, z. B. Tumor imaging, metabolische Bildgebung, Zelle, Menschenhandel und Apoptose sind auch im Handel erhältlich. Eine Injektion erfolgt entweder mit einer sterilen Nadel oder alternativ eine IV-Katheter; Dies hängt von den Vorlieben des Forschers. Darüber hinaus automatisierte Schweif Vene Injektoren26 wurden verwendet, um in diesem Prozess unterstützen und sind kompatibel mit dieser Methodik. Allerdings hat diese Technologie noch nicht kommerziell verfügbar geworden.
Es sind wichtige Schritte in die Rute Vene Injektion Methode, die eine höhere Rate von richtigen Agent Verwaltung sicherstellen. Zunächst sollte die Rute mit Ethanol, Schmutz und Ablagerungen, so dass Forscher besser visualisieren die Vene entfernen gereinigt werden. Dilatation der Vene durch Eintauchen der Schweif in warmem Wasser ist auch ein sehr wichtiger Schritt in der Methode, da es eine grössere Fläche für die Injektion ermöglicht. An einem mehr distalen Punkt auf der Rute Vene injizieren kann für einige Fehler, für den Fall, dass mehrere Versuche erforderlich sind. Injektion sollte versucht werden, an einer mehr proximalen Position im Heck wie die Schweif Ader an Größe zunimmt, wie der kaudalen Aspekt des Körpers des Tieres angesprochen wird. Darüber hinaus kann die kontralateralen Schweif Ader verwendet werden, wenn Nadelplatzierung in mehr als drei bis fünf Seiten auf der ipsilateralen Schweif Ader schlägt fehl.
Eine erfolgreiche Verwaltung eines Test-Agent führt zu wenig bis keine NIRF Signal zum Zeitpunkt der Injektion. Wenn kein Widerstand zu während der Verabreichung der Injektion spüren ist und es wenig bis keine Fluoreszenz am Heck gibt, kann die Injektion so erfolgreich aufgezeichnet werden. Wenn Widerstand zu beim Einspritzen spüren ist und es ein Trail NIRF Signal über einige Länge der Rute, gibt dann die Injektion ist als erfolglos und ist teilweise subkutane. Fluoreszenzbilder werden vor und nach der Injektion und die Qualität der Injektion wird anhand Beobachtung qualitativ oder quantitativ das Fluoreszenzsignal an der Injektionsstelle zu analysieren. Die Software begleitet den NIR-Fluoreszenz-Imager ist oft in der Lage, diese Analyse durchzuführen.
Die Methode kann auf verschiedene Weise angepasst werden. Es gilt zu Endstück Vene Injektion bei Mäusen und Ratten. Die meisten kleinen Tier NIR Fluoreszenz Imager werden kann murinen Nagetiere beherbergen. Ebenen der Anästhesie je nach Gewicht des Tieres, in Übereinstimmung mit dem Forschungslabor IACUC Protokoll angepasst werden müssen. Eine andere mögliche Änderung ist die Vorbereitung einer nicht-Nanoemulsion-basierten Sonde durch die Einbeziehung eines Infrarot-Farbstoff in der Forscher formulierten Agent oder durch den Kauf einer Ready-to-Use imaging-Agents, auf eine bestimmte biologische Anwendung zugeschnitten.
Wenn eine Ratte relativ groß ist, kann es oft schwierig, ihn in das kleine Tier-Imager positionieren sein. Es empfiehlt sich somit wird, ein Testbild vor der Injektion mit dem Tier in der Schublade genommen und eine Sichtfeld festgestellt, wo die Rute sichtbar ist. Es ist hilfreich, Band, die das Heck in die Schublade der Imager, um sicherzustellen, dass während der Aufnahme nicht bewegt.
Alternative Methoden zur Bewertung der Qualität der Schweif Vene, die Injektionen bei Kleintieren beschränken sich auf die Nutzung von Reagenzien, die nicht stören mit gleichzeitigen experimentelle Verfahren und erfordert Euthanasie der Tiere Steroidtherapie Kennzeichnung suchen 12,13. Einige Reagenzien können Ergebnisse der Studie und die therapeutische Beurteilung der Tiere beteiligt sind, auswirken, sodass Sorgfalt bei der Versuchsplanung empfohlen wird.
Diese Methode kann in Zukunft mit den Fortschritten in klein-Tier-imaging-Technologie, sowie Verbesserungen in der Infrarot-fluoreszierende Sonden verfeinert. Biologische Proben mit eine eingebaute Infrarot-Farbstoff, entwickelt für eine Vielzahl von verschiedenen Anwendungen, in der Agent-Verwaltung-Bühne ein Studiendesign lässt sich um die Qualität einer Injektion zu validieren gemäß dieser Methode2,3 ,27,28,29,30,31,32.

Die Art der Verabreichung von Agenten in Kleintiere dient als ein kritischer Punkt von vielen Experimenten. Es legt fest, wo der Agent soll geliefert werden und anschließend an den Agenten danach geschehen wird. Obwohl andere Routen für Agent-Verwaltung-1verwendet werden können, ist die intravenöse Route der Lieferung eine bevorzugte Route für bestimmte Wirkstoffe. IV-Injektion kann Agenten direkt in die Blutbahn, Umgehung First-Pass-Gewebe Auswirkungen und die Notwendigkeit für überflüssige gelösten absorption1 injiziert werden. Dies ermöglicht auch gezielt Zellen in die Blutbahn2,3 und direkte Lieferung an allen Geweben innerhalb des Herz-Kreislauf-Systems. Bei Nagetieren können mehrere Adern betrachtet werden, einschließlich die Halsschlagader, die saphena und die Rute Vene.
Bei dieser Methode wird eine NIRF färben mit einer biologischen Sonde – in diesem Fall eine Nanoemulsion (Abbildung 1A)3,4,5,6— in die seitlichen Schweif Vene von Ratten injiziert. Diese besondere NIRF-haltigen Nanoemulsion wurde zuvor verwendet, um Bild und Neuroinflammation in vivo und ex Vivo7,8 in einer Ratte Modell9 von neuropathischen Schmerzen2,3,4zu verfolgen, 5,10,11. Bildgebung ist vor und nach der Injektion mit einer präklinischen NIR-Fluoreszenz-Imager durchgeführt (siehe Tabelle der Materialien). Dies dient als Werkzeug, um die Qualität der Agent-Verwaltung zu validieren. Bildgebung vor der Rute Vene Injektion dient als Grundlage für den Erhalt ein Baseline-Abbild.
In tierexperimentellen Studien sind immer intravenös verabreichte Nanoemulsionen als biologische Sonden und targeting-Agenten12,13,14,15genutzt. Es ist eine bewährte Herausforderung, einen Agent über die Rute Vene16,17zu verwalten – sei es ein Medikament, viralen Vektoren oder einer anderen Sonde – und um sicherzustellen, dass der gesamte Inhalt der Injektion die Blutbahn erfolgreich eingegeben haben und nicht die umliegenden Gewebe17. Daher ist eine Methode zur Visualisierung und Bewertung der Qualität einer erfolgreichen Einspritzung vorteilhaft.
In der Regel wird eine Wärmelampe oder warmem Wasser zur Rute, wärmen die Dilatation der Vene, erlaubt die Visualisierung vor der Injektion verursacht. Während dadurch einfacher Einstieg in die Vene ist keine quantitative Art und Weise zu erkennen, ob die Verbindung in seiner Gesamtheit18,19,20,21den Blutkreislauf eingetreten ist. Dies wird noch schwieriger in Stämmen von Tieren, wo die Vene schwach mit der Haut, wie z. B. in schwarze Mäuse kontrastiert. In der Regel kann der Prüfer eine fehlerhafte Injektion durch erleben Widerstand während der Injektion und in einigen Fällen, visualisieren eine Ausbuchtung am Heck, Angabe einer subkutanen Lecks der Agent22,23messen.
In dieser Studie NIRF Bildgebung von der Nanoemulsion injiziert in die seitlichen Schweif Vene live Ratten erfolgt auf einem kleinen Tier NIRF imaging-System (siehe Tabelle der Materialien). Ratten sind eine spezielle gereinigt gefüttert Ernährung (siehe Tabelle der Materialien), um unspezifische Darm Fluoreszenz zu reduzieren. Gleichzeitige Bildaufnahme von weißem Licht und 800 nm Fluoreszenz ist mit der NIRF Imager und die dazugehörige Software erfasst. Die relative Fluoreszenzintensität wird auf das Heck auf die Voreinspritzung und nach der Injektion Staaten gemessen. Die Fluoreszenzintensität für die Region of Interest (ROI) an der Injektionsstelle aufgenommen und geteilt durch die Fläche des ROI. Qualitative Bewertungen erfolgen auf die Injektionen akzeptabel sind. Optional können weitere Quantitative Analyse durchgeführt werden, durch die Festlegung von Grenzwerten für akzeptable Injektionen und Zuweisen von ROI-Messungen in Gruppen, an welcher, die Stelle die statistische Signifikanz berechnet werden kann.
Durch die Nutzung dieser Validierungsstrategie nach Heck Vene spritzen, verbessert sich der Standard einer Forschungsstudie durch erhöhte Konsistenz der Agent-Administration. Diese Methode der Beurteilung der Qualität der Schweif Vene Injektion kann für verschiedene injizierbare Mittel zum Infrarot-fluoreszierende Sonden kommerziell von mehreren Unternehmen angeboten gehören leicht angepasst werden.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:1033px;" width="1032">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:305px;">100% Oxygen air tank</td>
			<td style="width:175px;">AirGas Heathcare</td>
			<td style="width:119px;">n/a</td>
			<td style="width:435px;">For ventilation of animal.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:305px;">70% Ethanol</td>
			<td style="width:175px;">Multiple sources</td>
			<td style="width:119px;">n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:305px;">Alcohol Pads</td>
			<td style="width:175px;">Henry Schein</td>
			<td style="width:119px;">112-6131</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:305px;">Artificial Tears</td>
			<td style="width:175px;">Henry Schein</td>
			<td style="width:119px;">100-2634</td>
			<td>This protects the rats eyes while it is anesthetized.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:305px;">Beaker</td>
			<td style="width:175px;">Multiple sources</td>
			<td style="width:119px;">n/a</td>
			<td>This holds warm water to dilate the tail veins.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:305px;">Distilled water</td>
			<td style="width:175px;">Multiple sources</td>
			<td style="width:119px;">n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:305px;">Exhaust Fans</td>
			<td style="width:175px;">Hazard Technologies</td>
			<td style="width:119px;">n/a</td>
			<td>For ventilation of lab, if it is not built in.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:305px;">Face Mask</td>
			<td style="width:175px;">Multiple sources</td>
			<td style="width:119px;">n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:305px;">Gas Chamber with tubing and face mask</td>
			<td style="width:175px;">Multiple sources</td>
			<td style="width:119px;">n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:305px;">Gauze Pads</td>
			<td style="width:175px;">Henry Schein</td>
			<td style="width:119px;">100-2634</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:305px;">Hair Bonnet</td>
			<td style="width:175px;">Multiple sources</td>
			<td style="width:119px;">n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:305px;">Heating Lamp</td>
			<td style="width:175px;">Multiple sources</td>
			<td style="width:119px;">n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:305px;">Heating Pad</td>
			<td style="width:175px;">Multiple sources</td>
			<td style="width:119px;">n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:305px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:175px;">Southmedic Inc.</td>
			<td style="width:119px;">ND66794-013-25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:305px;">Padded Bench Cloth</td>
			<td style="width:175px;">Box Board Products Inc.</td>
			<td style="width:119px;">026755100I</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Pearl Small Animal Imager</td>
			<td>Li-COR Biosciences</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:305px;">Pearl Trilogy Small Animal Imaging System</td>
			<td style="width:175px;">LI-COR Biosciences</td>
			<td style="width:119px;">n/a</td>
			<td>Quote available via manufacturers web site. Other manufacturers such as Perkin Elmer (VisEn Medical FMT) offer preclinical NIR fluoresence imagers.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:305px;">Scrubs, lab coat, shoe covers</td>
			<td style="width:175px;">Multiple sources</td>
			<td style="width:119px;">n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:305px;">Sharps container</td>
			<td style="width:175px;">Multiple sources</td>
			<td style="width:119px;">n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">special diet</td>
			<td>Research Diets, Inc, New Brunswick, NJ</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sprague-Dawley rats</td>
			<td>Hilltop Animals, Springdale, PA</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:305px;">Sterile injection cap</td>
			<td style="width:175px;">Multiple sources</td>
			<td style="width:119px;">n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:305px;">Sterile needle, 27G</td>
			<td style="width:175px;">Multiple sources</td>
			<td style="width:119px;">n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:305px;">SURFLO IV Catheter, 24G, yellow</td>
			<td style="width:175px;">TERUMO</td>
			<td style="width:119px;">SR+OX2419C1</td>
			<td>This is an alternative to using a sterile needle. It provides additional indication of correct venous insertion.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:305px;">Surgical gloves</td>
			<td style="width:175px;">Multiple sources</td>
			<td style="width:119px;">n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:305px;">Surgical Tape</td>
			<td style="width:175px;">Multiple sources</td>
			<td style="width:119px;">n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a new best practice for validating tail vein injections in rat with near-infrared-labeled agents

Intravenöse (IV) Verabreichung von Wirkstoffen in die Rute Vene von Ratten kann schwierig und widersprüchlich sein. Tail Vene Injektionen zu optimieren ist ein wichtiger Teil der vielen experimentellen Verfahren wo Reagenzien müssen direkt in den Blutstrom eingeführt werden. Unbewusst, kann die Injektion subkutan, vielleicht ändern die wissenschaftlichen Ergebnisse. Mit Hilfe einer Nanoemulsion-basierten biologischen Sonde mit einer eingearbeiteten Nahinfrarot-Fluoreszenzfarbstoff (NIRF), bietet diese Methode die Möglichkeit von imaging-eine erfolgreiche Schweif Vene Injektion in-vivo. Mit dem Einsatz einer NIRF Imager sind Bilder vor und nach der Injektion des mittels getroffen. Eine akzeptable IV-Injektion wird dann qualitativ oder quantitativ ermittelt anhand der Intensität des NIRF Signals an der Injektionsstelle.

Ratten wurden mit NIRF-haltigen Nanoemulsion in die seitlichen Schweif Vene injiziert, und vor und nach der Injektion Bilder wurden mit der kleinen Tier-Imager (Table of Materials), wie im Protokoll beschrieben. Nach der Injektion Bilder qualitativ für Injektion Qualität bewertet und platziert in "gute Injektion" (n = 7) und "schlechte" (n = 4) Gruppen. Qualitative Beurteilung erfolgte durch die Beobachtung der Fluoreszenzintensität nach der Injektion Bereich. In einer optimalen Injektion beschränkt sich das NIRF Signal an der Injektionsstelle. Kein Signal wird gesehen werden, wenn die Injektion erfolgreich ist, weil der Agent voll in die Blutbahn verdrängt hat. Eine Injektion von schlechter Qualität zeigt ein NIRF Signal, die entlang der Länge der Rute verteilt ist.
Bilder wurden mit der begleitenden NIRF Imager Software analysiert. Regionen von Interesse waren auf dem Gelände der Voreinspritzung Bilder (Abbildung 1C, E) und rund um den Bereich der Fluoreszenz in Bildern nach der Injektion (Abbildung 1D, F) gezogen. Bilder wo Fluoreszenz sichtbar über die gesamte Länge der Rute war waren nicht annehmbar und entfernt aus der Analyse (Abbildung 2). Messungen der Gegend und Fluoreszenz Intensität wurden aufgezeichnet. Werte für Bereich/Fluoreszenzintensität wurden berechnet und dargestellt (Abbildung 1G). Ein signifikanter Unterschied (ungepaarten t-test) in Fluoreszenz Intensität zwischen vor-und nach der Injektion wurde in der "schlechten Injektion" Gruppe (Abbildung 1G) beobachtet (p = 0.0024).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59295/59295fig1.jpg"> Abbildung 1 : NIRF basierte Nanoemulsion und Bilder der Schweif Vene. (A) A Nanoemulsion-basierten biologischen Sonde mit NIRF Farbstoff war in (B) die seitlichen Schweif Vene injiziert und abgebildet in einer NIRF Imager. (C und D) vor- und postinjection Bilder einer guten Einspritzung. (E und F) vor- und postinjection Bilder von einer schlechten Injektion. Weiße Pfeile zeigen den Punkt der Injektion. Es ist möglich, den Erfolg einer guten Einspritzung im Vergleich zu einer schlechten Injektion durch Bewertung des Ausmaßes des NIRF Signals an der Injektionsstelle qualitativ zu bewerten. Inakzeptable Injektionen zeigen Fluoreszenz über die gesamte Länge der Rute und wurden aus der Analyse (Abbildung 2) entfernt. (G) die Bilder können auch analysiert werden, um eine quantitative Messung der Fluoreszenzintensität, mit Schwellenwerten für Injektion Qualität zugewiesen durch den Prüfarzt zu offenbaren. Die Fehlerbalken im Diagramm widerspiegeln SEM Für die "gute Injektion" Gruppe, n = 7. Für die "schlechten Injektion" Gruppe, n = 4. Es gibt ein statistisch signifikanter Unterschied im Fluoreszenzintensität in der "schlechten Injektion" Gruppe beim Vergleich von vor-und postinjection (ungepaarten t-test; p = 0.0024). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59295/59295fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59295/59295fig2.jpg"> Abbildung 2 : Beispiele für schlechte Injektionen. (A) Fluoreszenzsignal gesehen Teil der Rute. (B) Fluoreszenzsignal gesehen über die gesamte Länge der Rute. (C) Fluoreszenzsignal verteilt stark in das gesamte Heck und kaudalen Bereich des Körpers des Tieres. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59295/59295fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>

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A New Best Practice for Validating Tail Vein Injections in Rat with Near-infrared-Labeled Agents

Hier präsentieren wir eine Methode zur Validierung Schweif Vene Injektionen bei Ratten durch die Verwendung von Nah-Infrarot-Fluoreszenz Bilddaten von Farbstoffen in Agenten oder biologische Sonden eingearbeitet. Die Rute wird abgebildet, bevor nach der Injektion wird das Fluoreszenzsignal quantifiziert und eine Beurteilung der Qualität Injektion erfolgt.

Neue bewährte Methode zur Validierung von Tail Vene Injektionen in Ratte mit nahe-Infrarot-Label Agenten

Intravenous (IV) administration of agents into the tail vein of rats can be both difficult and inconsistent. Optimizing tail vein injections is a key part ...

Diese Methode zur Validierung und Bewertung der Injektionsgenauigkeit bietet einen wichtigen Schritt zur Qualitätskontrolle und eine entscheidende Phase in Tierstudien, um konsistente und reproduzierbare Schwanzveneninjektionen zu ermöglichen. Die Beurteilung der Injektion über fluoreszenzbildende Bildgebung unmittelbar nach ihrer Durchführung bietet den Vorteil, festzustellen, ob Ihr Mittel in der vorgesehenen Menge in den Blutkreislauf gelangt ist. Schwanzveneninjektion ist eine praktische Manipulation, die von der visuellen Demonstration profitiert und die durch die Beobachtung der Clearance des injizierten Mittels von der Injektionsstelle verbessert werden kann.Das Verfahren mit Muzamil Saleem demonstriert Brooke Deal, eine Doktorandin aus meinem Labor. Positionieren Sie vor der Injektion der Schwanzvene ein anästhesiertes Tier seitlich in einem Nahinfrarot-Fluoreszenzbildr, wobei die Injektionsstelle am Schwanz ausgesetzt ist, um eine Fluoreszenzbasis zu bilden. Nachdem das Bild aufgenommen wurde, übertragen Sie das Tier auf die Operationsbank in der anfälligen Position und erweitern Sie die Schwanzvaskulatur, indem Sie es in warmes Wasser tauchen.Nach etwa einer Minute den Schwanz so ausrichten, dass die Seitenseite in Sicht ist. Die seitliche Schwanzvene sollte dunkel erscheinen. Sterilisieren Sie die Länge der Vene mit Alkoholpolstern.Positionieren Sie den Schwanz seitlich und legen Sie eine 25 bis 27-Spur-Nadelabschrägungnach oben und parallel zum angehobenen Schwanz in die ausgewählte seitliche Schwanzvene, beginnend am distalen Steißbeinwirbelbereich des Schwanzes, und bewegen Sie sich proximaler, wenn die richtige Nadelplatzierung bei Bedarf fehlschlägt. Bei einer erfolgreichen Nadeleinfügung sollte eine Blutrückblende am Rand der Nadel beobachtet werden. Wenn keine Rückblende sichtbar ist, bewegen Sie langsam die Nadelspitze, ohne sie vom Schwanz zu entfernen, um eine Veneneinfügung zu finden.Wenn die Nadel richtig platziert wurde, legen Sie eine Spritze mit dem injizierbaren Material in den Rand der Nadel und drücken Sie den Kolben, um den Inhalt in die Vene zu liefern. Alternativ kann ein Katheter mit einem Durchflussindikator verwendet werden. Eine prompte Rückblende im Indikatorsegment des Katheters wird nach korrekter Platzierung beobachtet.Ein leichter Gegendruck kann dann verwendet werden, um Blut in die Spritze zu ziehen, um die richtige Platzierung im Gefäß vor der Injektion zu bestätigen. Auch hier wird kein Widerstand zu spüren sein. Sobald das gesamte Material geliefert wurde, entfernen Sie die Nadel und setzen Sie mindestens eine Minute lang mit einer sterilen Gaze Druck auf, um die Gerinnung zu gewährleisten.Markieren Sie die Injektionsstelle mit einem Stift, um sicherzustellen, dass die Injektionsstelle auf dem weißen Lichtkanal des aufgenommenen Bildes sichtbar ist. Um das Fluoreszenzsignal nach der Injektion an der Injektionsstelle zu bewerten, kehren Sie das Tier in die Nahinfrarot-Bildgebungsphase zurück und richten Sie das Tier seitlich aus, um die Injektionsstelle am seitlichen Schwanz zur Bildgebung freizulegen, wie gezeigt. Um die Fluoreszenz der Baseline- und Post-Injektionsstelle zu analysieren, können In der Nahinfrarot-Imager-Software am Schwanz in der Nähe der Injektionsstelle vor und um den Bereich der Fluoreszenz nach der Injektion der Schwanzvene Bereiche von Interesse gezogen werden.Erfolgreich gelieferte Injektionen zeigen vor und nach der Injektion nahezu gleich niedrige Fluoreszenzsignale. Bilder, bei denen die Fluoreszenz über die gesamte Länge des Schwanzes sichtbar ist, sind nicht akzeptabel und sollten aus der Analyse entfernt werden. Alle verhaltens-, chirurgischen oder ex vivo molekularen Techniken können nach diesem Eingriff wie gewohnt durchgeführt werden.Diese Technik bietet Qualitätskontrolle für eine Schwanzveneninjektion, die schnelle Clearance durch venösen Blutfluss des ordnungsgemäß injizierten Mittels, oder Pooling an der Injektionsstelle, wenn die Vene verpasst wird. Das bei dieser Methode verwendete Reagenz ist nicht gefährlich, es sollten jedoch geeignete Vorsichtsmaßnahmen getroffen werden, wenn das fluoreszenzbasierte Mittel in ein gefährliches Material eingebaut wird.

Research

JoVE Journal

Medicine

Screening for Melanoma Modifiers using a Zebrafish Autochthonous Tumor Model

Screening für Melanom Modifiers mit einem Zebrafisch Autochthone Tumormodell

Genomic studies of  human cancers have yielded a wealth of information about genes that are altered  in tumors1,2,3. A challenge arising from these ...

Forschung

Medizin

Heterotopic Auxiliary Rat Liver Transplantation With Flow-regulated Portal Vein Arterialization in Acute Hepatic Failure

Heterotope Hilfs Ratte Leber-Transplantation mit strömungs geregelt Pfortader Arterialisation in akutes Leberversagen

In acute hepatic failure auxiliary liver transplantation is an interesting alternative approach. The aim is to provide a temporary support until the ...

Vascular Balloon Injury and Intraluminal Administration in Rat Carotid Artery

Gefäßballon Verletzung und intraluminale Verwaltung in Rattenhalsschlagader

The carotid artery balloon injury model in rats has been well established for over two decades. It remains an important method to study the molecular and ...

Performing Subretinal Injections in Rodents to Deliver Retinal Pigment Epithelium Cells in Suspension

Darstellende Subretinale Injektionen in Nagetiere zu retinalen Pigmentepithelzellen in Suspension liefern

The conversion of light into electrical impulses occurs in the outer retina and is accomplished largely by rod and cone photoreceptors and retinal pigment ...

Studying Pancreatic Cancer Stem Cell Characteristics for Developing New Treatment Strategies

Studieren Bauchspeicheldrüsenkrebs Stammzelleigenschaften für die Entwicklung neuer Behandlungsstrategien

Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) contains a subset of exclusively tumorigenic cancer stem cells (CSCs) which have been shown to drive tumor ...

Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System

Wiederholte Blutentnahme aus Tail Vene nicht betäubt Ratten mit einem Vakuum Blut-Sammelsystem

Blood can be collected from rats in a number of sampling locations. For instance, the tail vein is a superior location for blood sampling. However, the ...

Synergizing Antegrade Endoscopic with Bridging Vein Harvesting for Improvement of Great Saphenous Vein Graft Quality from the Lower Leg

Synergizing Antegrade Endoskopisch mit Überbrückung Vene Harvesting zur Verbesserung der großen Saphenous Vein Graft Qualität aus dem Unterschenkel

Antegrade endoscopic harvesting of autografts for bypass grafting may be an optimal strategy addressing excellent graft quality and reduced post-operative ...

A Rat Carotid Artery Pressure-Controlled Segmental Balloon Injury with Periadventitial Therapeutic Application

Eine Ratte Carotis Arterie Druck-kontrollierte segmentale Ballonverletzung mit periadventitialen therapeutischen Anwendung

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the ...

A Murine Tail Lymphedema Model

Ein Murinschwanz-Lymphödem-Modell

Lymphedema is extremity swelling caused by lymphatic dysfunction. The affected limb enlarges because of accumulation of fluid, adipose, and fibrosis. ...

Repetitive Blood Sampling from the Subclavian Vein of Conscious Rat

Wiederholte Blutentnahme aus der Vena subclavia einer bewussten Ratte

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to ...