Name: excitation-scanning hyperspectral imaging microscopy to efficiently discriminate fluorescence signals
Uploaded: 2019-08-22T12:30:00
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Les auteurs aimeraient reconnaître le soutien de NSF 1725937, NIH P01HL066299, NIH R01HL058506, NIH S10OD020149, NIH UL1 TR001417, NIH R01HL137030, AHA 18PRE34060163, et le Abraham Cancer Mitchell Research Fund.

1. Configuration de l'appareil
<ol><li>Source de lumière : sélectionnez une source de lumière spectrale à large bande avec une puissance élevée et une forte collimation (une lampe à arc de 300 W Xe a été utilisée pour ces études).</li>
	<li>Obturateur (facultatif) : ajoutez un obturateur à la trajectoire optique pour réduire le photoblanchiment pour l'imagerie en accéléré.</li>
	<li>Système de filtre réglable : incorporez un ensemble de réglage mécanique et un filtre réglable à couches minces (TFT...

L'utilisation optimale d'une imagerie hyperspectrale à balayage d'excitation commence par la construction du chemin lumineux. En particulier, le choix de la source lumineuse, des filtres (tunable et dichroic), de la méthode de commutation de filtre, et de la caméra déterminent la gamme spectrale disponible, la vitesse possible de balayage, la sensibilité de détecteur, et l'échantillonnage spatial. Les lampes à arc de mercure offrent de nombreux pics de longueur d'onde d'excitation, mais ne fournissent pas une sor...

L'imagerie spectrale peut être réalisée de diverses façons et est mentionnée par plusieurs termes1,2,3,4. En général, l'imagerie spectrale désigne les données acquises dans au moins deux dimensions spatiales et une dimension spectrale. L'imagerie multispectrale et hyperspectrale se distingue le plus souvent par le nombre de bandes de longueur d'onde ou par le fait que les bandes spectrales sont contigus1. Pour cette application, les données hyperspectrales sont définies comme des données spectrales acquises avec des bandes de longueur d'onde contigus obtenues par espacement des longueurs d'onde du centre au moins la moitié de la largeur totale à la moitié maximale (FWHM) de chaque filtre de bandepass utilisé pour l'excitation (c.-à-d., 5 nm espacement de longueur d'onde centrale pour les filtres bandpass avec des bandes passantes de 14-20 nm). La nature contigue des bandes de données permet un suréchantillonnage de l'ensemble de données, en veillant à ce que les critères de Nyquist soient satisfaits lors de l'échantillonnage du domaine spectral.
L'imagerie hyperspectrale a été développée par la NASA dans les années 1970 et 1980 en conjonction avec le premier satellite Landsat5,6. La collecte de données à partir de plusieurs bandes spectrales adjacentes a permis la génération d'un spectre d'éclat de chaque pixel. L'identification et la définition du spectre d'éclat des composants individuels ont permis non seulement de détecter les matériaux de surface par leurs spectres caractéristiques, mais aussi d'éliminer les signaux intermédiaires, tels que les variations du signal conditions atmosphériques. Le concept de détection des matériaux à l'aide de leurs spectres caractéristiques a été appliqué aux systèmes biologiques en 1996, lorsque Schck et coll. ont utilisé des combinaisons de cinq fluorophores différents et de leurs spectres connus pour distinguer les chromosomes étiquetés dans un processus appelé karyotypage spectral7. Cette technique a été élaborée en 2000 par Tsurui et coll. pour l'imagerie par fluorescence d'échantillons de tissus, à l'aide de sept colorants fluorescents et d'une décomposition de la valeur singulière pour obtenir la séparation spectrale de chaque pixel en combinaisons linéaires de spectres dans la référence. bibliothèque8. Semblable à leurs homologues de télédétection, la contribution de chaque fluorophore connu peut être calculée à partir de l'image hyperspectrale, donnée des informations a priori du spectre de chaque fluorophore.
L'imagerie hyperspectrale a également été utilisée dans les domaines de l'agriculture9, astronomie10, biomédecine11, imagerie chimique12, applications environnementales13, soins oculaires14, science alimentaire15, science médico-légale16,17, science médicale18, minéralogie19, et la surveillance20. Une limitation clé des systèmes actuels d'imagerie hyperspectrale au microscope fluorescence est que la technologie d'imagerie hyperspectrale standard isole les signaux de fluorescence dans les bandes étroites par 1) filtrant d'abord la lumière d'excitation pour contrôler l'excitation de l'échantillon, puis 2) le filtrage supplémentaire émis la lumière pour séparer l'émission de fluorescence en bandes étroites qui peuvent plus tard être séparées mathématiquement21. Le filtrage de l'éclairage d'excitation et de la fluorescence émise réduit la quantité de signal disponible, ce qui abaisse le rapport signal-bruit et nécessite de longs délais d'acquisition. Le faible signal et les longs délais d'acquisition limitent l'applicabilité de l'imagerie hyperspectrale en tant qu'outil de diagnostic.
Une modalité d'imagerie a été développée qui fait usage de l'imagerie hyperspectrale mais amplifie le signal disponible, réduisant ainsi le temps d'acquisition nécessaire21,22. Cette nouvelle modalité, appelée imagerie hyperspectrale à balayage d'excitation, acquiert des données d'image spectrale en variant la longueur d'onde de l'excitation et en recueillant un large éventail de lumière émise. Il a déjà été démontré que cette technique donne des ordres de grandeur augmentations du rapport signal-bruit par rapport aux techniques de balayage des émissions21,22. L'augmentation du rapport signal-bruit est en grande partie due au large passage de bande (600 nm) de lumière d'émission détecté, tandis que la spécificité est fournie en filtrant seulement la lumière d'excitation au lieu de l'émission de fluorescence. Cela permet à toute la lumière émise (pour chaque longueur d'onde d'excitation) d'atteindre le détecteur21. En outre, cette technique peut être utilisée pour distinguer l'autofluorescence des étiquettes exogènes. En outre, la capacité de réduire le temps d'acquisition en raison de l'augmentation du signal détectable réduit le risque de photoblanchiment ainsi que permet des balayages spectrals à un taux d'acquisition qui est acceptable pour l'imagerie vidéo spectrale.
L'objectif de ce protocole est de servir de guide d'acquisition de données pour la microscopie d'imagerie hyperspectrale à balayage d'excitation. En outre, des descriptions sont incluses qui aident à comprendre le chemin de lumière et le matériel. On décrit également la mise en œuvre d'un logiciel open-source pour un microscope d'imagerie hyperspectrale à balayage d'excitation. Enfin, des descriptions sont fournies sur la façon de calibrer le système selon une norme traçable NIST, d'ajuster les paramètres logiciels et matériels pour obtenir des résultats précis et de démélanger le signal détecté en contributions de composants individuels.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:2119px;" width="2120">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Airway Smooth Muscle Cells</td>
			<td style="width:327px;">National Disease Research Interchange (NDRI)</td>
			<td style="width:360px;">Isolated from human lung tissues obtained from NDRI</td>
			<td style="width:1105px;">Highly autofluorescent, calcium sensitive cells</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Automated Shutter</td>
			<td style="width:327px;">Thorlabs Inc.</td>
			<td style="width:360px;">SHB1</td>
			<td>Remote-controllable shutter to minimize photobleaching</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Automated Stage</td>
			<td style="width:327px;">Prior Scientific</td>
			<td style="width:360px;">H177P1T4</td>
			<td>Remote-controllable stage for automated multiple field of view or stitched image collection.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Automated Stage Controller (XY)</td>
			<td style="width:327px;">Prior Scientific</td>
			<td style="width:360px;">Proscan III (H31XYZE-US)</td>
			<td>For interfacing automated stage with computer and joystick</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Buffer</td>
			<td style="width:327px;">Made in-house</td>
			<td style="width:360px;">Made in-house</td>
			<td>145 mM NaCl, 4 mM KCl, 20 mM HEPES, 10 mM D-glucose, 1 mM MgCl2, and 1mM CaCl2, at pH 7.3</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Cell Chamber</td>
			<td style="width:327px;">ThermoFisher Scientific</td>
			<td style="width:360px;">Attofluor Cell Chamber, A7816</td>
			<td>Coverslip holder composed of surgical stainless steel and a rubber O-ring to seal in media and prevent sample and/or objective contamination</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Excitation Filters</td>
			<td style="width:327px;">Semrock Inc.</td>
			<td style="width:360px;">TBP01-378/16</td>
			<td>Center wavelength range (340-378 nm), Bandwidth (Minimum 16 nm, nominal FWHM 20 nm), Refractive index (1.88)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;"></td>
			<td style="width:327px;">Semrock Inc.</td>
			<td style="width:360px;">TBP01-402/16</td>
			<td>Center wavelength range (360-400 nm), Bandwidth (Minimum 16 nm, nominal FWHM 20 nm), Refractive index (1.8)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;"></td>
			<td style="width:327px;">Semrock Inc.</td>
			<td style="width:360px;">TBP01-449/15</td>
			<td>Center wavelength range (400-448.8 nm), Bandwidth (Minimum 15 nm, nominal FWHM 20 nm), Refractive index (1.8)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;"></td>
			<td style="width:327px;">Semrock Inc.</td>
			<td style="width:360px;">TBP01-501/15</td>
			<td>Center wavelength range (448.8-501.5 nm), Bandwidth (Minimum 15 nm, nominal FWHM 20 nm), Refractive index (1.84)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;"></td>
			<td style="width:327px;">Semrock Inc.</td>
			<td style="width:360px;">TBP01-561/14</td>
			<td>Center wavelength range (501.5-561 nm), Bandwidth (Minimum 14 nm, nominal FWHM 20 nm), Refractive index (1.83)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Fluorescence Filter Cube Dichroic Beamsplitter</td>
			<td style="width:327px;">Semrock Inc.</td>
			<td style="width:360px;">FF495-Di03</td>
			<td>Separates excitation and emission light at 495 nm (&#62;98% reflection between 350-488 nm, &#62;93% transmission between 502-950 nm), Filter effective index (1.78)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Fluorescence Filter Cube Longpass Filter</td>
			<td style="width:327px;">Semrock Inc.</td>
			<td style="width:360px;">FF01 496/LP-25</td>
			<td>Allows passage of light longer than 496 nm ( &#62;93% average transmission between 503.2-1100 nm), Refractive index (1.86)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">GCaMP Probe</td>
			<td style="width:327px;">Addgene</td>
			<td style="width:360px;">G-CaMP3; Plasmid #22692</td>
			<td>A single-wavelength GCaMP2-based genetically encoded calcium indicator</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Integrating Sphere</td>
			<td style="width:327px;">Ocean Optics</td>
			<td style="width:360px;">FOIS-1</td>
			<td>Used for accurate measurement of wide-angle illumination</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Inverted Fluorescence Microscope</td>
			<td style="width:327px;">Nikon Instruments</td>
			<td style="width:360px;">TE2000</td>
			<td>Inverted microscopes allow direct excitation of sample without the need to penetrate layers of media and/or tissue.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Mitotracker Green FM</td>
			<td style="width:327px;">ThermoFisher Scientific</td>
			<td style="width:360px;">M7514</td>
			<td>Labels mitochondria</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">NIST-Traceable Calibration Lamp</td>
			<td style="width:327px;">Ocean Optics</td>
			<td style="width:360px;">LS-1-CAL-INT</td>
			<td>A lamp with a known spectrum for use as a standard</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">NIST-Traceable Fluorescein</td>
			<td style="width:327px;">ThermoFisher Scientific</td>
			<td style="width:360px;">F36915</td>
			<td>For verifying appropriate spectral response of the system</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">NucBlue</td>
			<td style="width:327px;">ThermoFisher Scientific</td>
			<td style="width:360px;">R37605</td>
			<td>Labels cell nuclei</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Objective (10X)</td>
			<td style="width:327px;">Nikon Instruments</td>
			<td style="width:360px;">Plan Apo &#955; 10X/0.45 &#8734;/0.17 MRD00105</td>
			<td>Useful for large fields of view</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Objective (20X)</td>
			<td style="width:327px;">Nikon Instruments</td>
			<td style="width:360px;">Plan Apo &#955; 20X/0.75 &#8734;/0.17 MRD00205</td>
			<td>Most often used for tissue samples</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Objective (60X)</td>
			<td style="width:327px;">Nikon Instruments</td>
			<td>Plan Apo VC 60X/1.2 WI &#8734;/0.15-0.18 WD 0.27</td>
			<td>Most often used for cell samples</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">sCMOS Camera</td>
			<td style="width:327px;">Photometrics</td>
			<td style="width:360px;">Prime 95B (Rev A8-062802018)</td>
			<td>For acquiring high-sensitivity digital images</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Spectrometer</td>
			<td style="width:327px;">Ocean Optics</td>
			<td style="width:360px;">QE65000</td>
			<td>Used to measure spectral output of excitation-scanning spectral system</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Tunable Filter Changer</td>
			<td style="width:327px;">Sutter Instrument</td>
			<td style="width:360px;">Lambda VF-5</td>
			<td>Motorized unit for automated excitation filter tuning/switching</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Xenon Arc Lamp</td>
			<td style="width:327px;">Sunoptic Technologies</td>
			<td style="width:360px;">Titan 300HP Lightsource</td>
			<td>Light source with relatively uniform spectral output</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

excitation-scanning hyperspectral imaging microscopy to efficiently discriminate fluorescence signals

Plusieurs techniques reposent sur la détection des signaux de fluorescence pour identifier ou étudier des phénomènes ou pour élucider les fonctions. La séparation de ces signaux de fluorescence s'est avérée lourde jusqu'à l'avènement de l'imagerie hyperspectrale, dans laquelle les sources de fluorescence peuvent être séparées les unes des autres ainsi que des signaux de fond et de l'autofluorescence (étant donné la connaissance de leurs signatures). Cependant, l'imagerie hyperspectrale traditionnelle de balayage des émissions souffre de temps d'acquisition lents et de faibles rapports signal-bruit en raison du filtrage nécessaire de l'excitation et de la lumière des émissions. Il a déjà été démontré que l'imagerie hyperspectrale de balayage d'excitation réduit le temps d'acquisition nécessaire tout en augmentant simultanément le rapport signal-bruit des données acquises. À l'aide d'équipements disponibles dans le commerce, ce protocole décrit comment assembler, calibrer et utiliser un système de microscopie d'imagerie hyperspectrale à balayage d'excitation pour séparer les signaux de plusieurs sources de fluorescence dans un seul échantillon. Bien que très applicable à l'imagerie microscopique des cellules et des tissus, cette technique peut également être utile pour tout type d'expérience utilisant la fluorescence dans laquelle il est possible de varier les longueurs d'onde d'excitation, y compris, mais sans s'y limiter: l'imagerie chimique, applications environnementales, soins oculaires, sciences alimentaires, sciences médico-légales, sciences médicales et minéralogie.

Plusieurs étapes importantes de ce protocole sont nécessaires pour assurer la collecte de données à la fois exactes et dépourvues d'images et d'artefacts spectraux. Le fait de sauter ces étapes peut donner lieu à des données qui semblent importantes mais qui ne peuvent être vérifiées ou reproduites avec un autre système d'imagerie spectrale, annulant ainsi efficacement les conclusions tirées avec ces données. Parmi ces étapes importantes, il y a la correction de la sortie s...

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Excitation-Scanning Hyperspectral Imaging Microscopy to Efficiently Discriminate Fluorescence Signals

Microscopie d'imagerie hyperspectrale à balayage d'excitation pour discriminer efficacement les signaux de fluorescence

L'imagerie spectrale est devenue une solution fiable pour l'identification et la séparation des signaux de fluorescence multiples dans un seul échantillon et peut facilement distinguer les signaux d'intérêt du fond ou de l'autofluorescence. L'imagerie hyperspectrale à balayage d'excitation améliore cette technique en diminuant le temps d'acquisition d'image nécessaire tout en augmentant simultanément le rapport signal-bruit.

Several techniques rely on detection of fluorescence signals to identify or study phenomena or to elucidate functions. Separation of these fluorescence ...

Ce protocole est significatif car il décrit une méthode qui peut être utilisée pour séparer plusieurs signaux fluorescents dans un seul échantillon. Par rapport aux méthodes traditionnelles, la numérisation par excitation peut augmenter la vitesse de l’expérience et améliorer la sensibilité des données. En utilisant différentes sources d’éclairage telles qu’un laser supercontinuum, cette méthode peut s’appliquer aux systèmes de microscope confocal à balayage de disque ou de laser.Lors de l’exécution des balayages d’excitation, de la microscopie d’imagerie spectrale, il est important de vérifier que le pic d’excitation de chaque étiquette fluorescente se produit à une longueur d’onde différente. Pour commencer, installez un microscope à fluorescence inversé et une caméra tel que décrit dans le protocole texte. Chargez ensuite l’échantillon sur la scène.Dans le menu déroulant de la fenêtre principale du microbrasserie, sélectionnez 475 nanomètres pour l’affichage initial de l’échantillon. Puis double-cliquez sur la boîte à côté de l’exposition et entrez 100 pour définir le temps d’exposition à 100 millisecondes. Enfin, cliquez en direct pour voir l’échantillon.Cliquez maintenant sur Auto. Le bouton de plage de visualisation d’intensité automatique pour apporter les valeurs minimales et maximales dans des plages visuelles significatives. Ensuite, utilisez les boutons de mise au point du microscope pour concentrer l’échantillon.Une fois au point, ajustez la position de l’échantillon de sorte que son bord est au centre du champ de vision. Ensuite, peaufiner la mise au point. L’échantillon est au point lorsque les caractéristiques de bord de l’image semblent nettes.Maintenant, ouvrez l’outil d’acquisition multidimensionnel. Dans le menu, cliquez sur le bouton de charge et choisissez un paramètre prédéfini contenant une plage de longueur d’onde appropriée pour l’acquisition spectrale. Une fois que les paramètres d’acquisition sont confirmés, déplacez-vous vers une région vierge de l’échantillon et cliquez sur acquérir pour recueillir une pile d’images spectrales contenant du fond et du bruit à utiliser pour la soustraction plus tard.Ensuite, déplacez-vous sur l’échantillon pour trouver les régions les plus brillantes. Les échantillons sont susceptibles d’avoir une fluorescence plus intense loin du bord de l’échantillon. Une fois que la région la plus brillante est située, prenez une seule pile d’images.Chargez l’image acquise dans l’image J et utilisez la fonction de mesure d’Image J pour confirmer qu’aucune longueur d’onde ne contient de pixels surexposés. Si un temps d’exposition réduit est nécessaire en raison de la surexposition, l’image d’arrière-plan doit également être reprise avec un nouveau temps d’exposition. Si l’une ou l’autre des images contenait la limite de détection vers le haut de la caméra, ajustez le temps d’exposition de l’analyse spectrale pour vous assurer que le signal maximal dans toute la plage spectrale ne dépasse pas la plage dynamique de la caméra.Avec un temps d’exposition approprié maintenant déterminé, placez un échantillon non étiqueté sur la scène. Obtenez des données d’image spectrale à partir de l’échantillon non étiqueté pour déterminer s’il y a une autofluorésence sous-jacente. Ensuite, placez un échantillon mono-étiqueté sur la scène.Obtenez des données d’image spectrale à partir de chacun des échantillons monobellisé à utiliser comme contrôles spectraux pour construire une bibliothèque spectrale. Effectuez l’analyse pour chaque échantillon de contrôle à l’aide d’un temps d’exposition identique de la plage de longueur d’onde et des paramètres de la caméra. Ensuite, placez une diapositive contenant l’échantillon expérimental sur le microscope.Sélectionnez un champ de vision qui a correctement étiqueté les cellules et achetez les données d’image spectrale de l’échantillon à l’aide des paramètres d’acquisition déterminés. Corrigez les images à une réponse spectrale plate en soustrayant le spectre d’arrière-plan de l’image de l’échantillon et en multipliant l’image par le coefficient de correction. Ici, un script MATLAB est utilisé pour traiter rapidement les images.Ensuite, générer la bibliothèque spectrale. Pour de meilleurs résultats, normalisez chaque membre final à la bande de longueur d’onde de la plus grande intensité en déterminant quelle bande de longueur d’onde a la valeur la plus intense et en divisant la mesure à chaque bande de longueur d’onde par cette valeur maximale. Enregistrez ensuite les données spectrales sous forme de fichier dat.Une fois terminé, démixez les données d’image spectrale. L’étape de non-mélange générera une image d’abondance pour chaque étiquette fluorescente, où l’abondance est la quantité de signal fluorescent relatif dans l’image de l’étiquette prospective. Ensuite, ouvrez chaque image non mélangée pour inspecter visuellement la distribution de composants purs.Comparez l’ampleur de l’image d’erreur à celles des images non mélangées. Si l’ampleur de l’image d’erreur est similaire aux images d’abondance non mélangées, les signaux dans les données d’image spectrale peuvent ne pas être comptabilisés avec précision. Enfin, vérifiez qu’il n’y a pas de structures résiduelles non identifiées en comparant l’image d’erreur aux images non mélangées.Lorsqu’il est effectué correctement, le processus de démixage spectral permet la séparation d’une pile d’images spectrales en contributions respectives de chaque étiquette de fluorescence. Ici, une image spectrale non mélangée serti d’images individuelles mettant en évidence l’autofluorescence des cellules musculaires lisses des voies respiratoires, une sonde GCaMP et une étiquette mitochondriale. Il y a une erreur élevée associée aux régions nucléaires et périnucléaires des cellules, ce qui indique que les spectres mesurés de ces régions ne sont pas bien expliqués par les spectres de la bibliothèque spectrale.Les spectres purs prélevés sur des cellules étiquetées qui sont également autofluorescentes contamineront probablement le profil spectral du composant pur. Ici, on peut voir la différence de démixage avec des spectres purs contaminés par l’autofluorescence, par rapport aux spectres purs corrigés après soustraction à l’échelle. L’acquisition appropriée de données est essentielle lors de l’imagerie d’échantillons sensibles, car ils ne peuvent survivre qu’à une seule séance d’imagerie, contrairement à l’arrière-plan et aux contrôles qui peuvent être réimaged.Assurez-vous que les paramètres appropriés de matériel et d’acquisition sont prédéterminés autant que possible. Dans un autre temps, les vidéos créées à partir de données en accéléré acquises à l’aide de ce système peuvent être utilisées pour suivre les sources fluorescentes dans des endroits discrets au fil du temps, comme la localisation du deuxième signal messager. Faites attention lorsque vous utilisez de puissantes sources de lumière pour éviter l’exposition aux yeux.En outre, assurez-vous de porter des gants appropriés lors de la manipulation des étiquettes biologiques.

Research

JoVE Journal

Engineering

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