Name: excitation-scanning hyperspectral imaging microscopy to efficiently discriminate fluorescence signals
Uploaded: 2019-08-22T12:30:00
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Gli autori vorrebbero riconoscere il supporto di NSF 1725937, NIH P01HL066299, NIH R01HL058506, NIH S10OD020149, NIH UL1 TR001417, NIH R01HL137030, AHA 18334060163, e il Fondo Di Abraham Mitchell.

1. Configurazione del dispositivo
<ol><li>Sorgente luminosa: selezionare una fonte di luce spettrale a banda larga con potenza elevata e collisione elevata (una lampada ad arco Xe da 300 W è stata utilizzata per questi studi).</li>
	<li>Otturatore (opzionale): aggiungere un otturatore al percorso ottico per ridurre il fotosbleaching per l'imaging time-lapse.</li>
	<li>Sistema di filtro regolabile: incorporare un gruppo di accordatura meccanica e un filtro regolabile a pellicola sottile (TFTF) impostato per consentire ...

L'uso ottimale di un set-up di imaging iperspettrale a scansione eccitazione inizia con la costruzione del percorso luminoso. In particolare, la scelta della sorgente luminosa, i filtri (regolabili e dicroscopici), il metodo di commutazione dei filtri e la fotocamera determinano la gamma spettrale disponibile, la possibile velocità di scansione, la sensibilità del rivelatore e il campionamento spaziale. Le lampade ad arco Mercury offrono molti picchi di lunghezza d'onda di eccitazione, ma non forniscono un'uscita spett...

L'imaging spettrale può essere eseguito in vari modi ed è indicato da diversi termini1,2,3,4. In generale, l'imaging spettrale si riferisce ai dati acquisiti in almeno due dimensioni spaziali e in una dimensione spettrale. L'imaging multispettrale e iperspettrale si distingue più spesso per il numero di bande di lunghezza d'onda o per il fatto che le bande spettrali siano contigue1. Per questa applicazione, i dati iperspettrali sono definiti come dati spettrali acquisiti con bande di lunghezza d'onda contigue ottenute mediante spaziatura delle lunghezze d'onda centrale non meno della metà dell'intera larghezza a metà massima (FWHM) di ogni filtro passabanda utilizzato per l'eccitazione (cioè 5 nm spaziatura della lunghezza d'onda centrale per i filtri passabanda con larghezze di banda 14-20 nm). La natura contigua delle bande di dati consente un sovracampionamento del set di dati, assicurando che i criteri Nyquist siano soddisfatti durante il campionamento del dominio spettrale.
L'imaging iperspettrale è stato sviluppato dalla NASA negli anni '70 e '80 in collaborazione con il primo satellite Landsat5,6. La raccolta di dati da diverse bande spettrali contigue ha permesso la generazione di uno spettro di luminosità di ogni pixel. L'identificazione e la definizione dello spettro di luminosità dei singoli componenti ha permesso non solo di rilevare i materiali di superficie dai loro spettri caratteristici, ma ha anche permesso la rimozione dei segnali intermedi, come le variazioni nel segnale dovute condizioni atmosferiche. Il concetto di rilevare i materiali che utilizzano i loro spettri caratteristici è stato applicato ai sistemi biologici nel 1996, quando Schrock et al. cariotipizzazione spettrale7. Questa tecnica è stata elaborata nel 2000 da Tsurui et al. per l'imaging a fluorescenza di campioni di tessuto, utilizzando sette coloranti fluorescenti e decomposizione del valore singolare per ottenere la separazione spettrale di ogni pixel in combinazioni lineari di spettri nel riferimento libreria8. Simile alle loro controparti di telerilevamento, il contributo di ogni fluoroforo noto può essere calcolato dall'immagine iperspettrale, date a priori informazioni dello spettro di ogni fluoroforo.
L'imaging iperspettrale è stato utilizzato anche nei settori dell'agricoltura9, astronomia10, biomedicina11, imaging chimico12, applicazioni ambientali13, cura degli occhi14, scienza alimentare15, scienza forense16,17, scienza medica18, mineralogia19, e sorveglianza20. Una limitazione fondamentale degli attuali sistemi di imaging iperspettrale al microscopio a fluorescenza è che la tecnologia di imaging iperspettrale standard isola i segnali di fluorescenza in bande strette di 1) filtrando prima la luce di eccitazione per controllare l'eccitazione del campione, quindi 2) ulteriore filtraggio emesso luce per separare l'emissione di fluorescenza in bande strette che possono poi essere separate matematicamente21. Filtrare sia l'illuminazione di eccitazione che la fluorescenza emessa riduce la quantità di segnale disponibile, che riduce il rapporto segnale-rumore e richiede lunghi tempi di acquisizione. Il segnale basso e i lunghi tempi di acquisizione limitano l'applicabilità dell'imaging iperspettrale come strumento diagnostico.
È stata sviluppata una modalità di imaging che fa uso di imaging iperspettrale ma aumenta il segnale disponibile, riducendo così il tempo di acquisizione necessario21,22. Questa nuova modalità, chiamata imaging iperspettrale a scansione eccitazione, acquisisce dati di immagine spettrale variando la lunghezza d'onda dell'eccitazione e raccogliendo un'ampia gamma di luce emessa. È stato dimostrato in precedenza che questa tecnica produce ordini di grandezza in aumento del rapporto segnale-rumore rispetto alle tecniche di scansione delle emissioni21,22. L'aumento del rapporto segnale-rumore è in gran parte dovuto all'ampio passaggio a banda (600 nm) della luce di emissione rilevata, mentre la specificità è fornita filtrando solo la luce di eccitazione invece dell'emissione di fluorescenza. Questo permette a tutta la luce emessa (per ogni lunghezza d'onda di eccitazione) di raggiungere il rivelatore21. Inoltre, questa tecnica può essere utilizzata per discriminare l'autofluorescenza dalle etichette esogene. Inoltre, la capacità di ridurre il tempo di acquisizione dovuto a un maggiore segnale rilevabile riduce il pericolo di fotosbiancamento e consente scansioni spettrali a un tasso di acquisizione accettabile per l'imaging video spettrale.
L'obiettivo di questo protocollo è quello di fungere da guida all'acquisizione dei dati per la microscopia dell'imaging iperspettrale a scansione di eccitazione. Inoltre, sono incluse descrizioni che aiutano a comprendere il percorso della luce e l'hardware. Viene inoltre descritta l'implementazione di software open source per un microscopio di imaging iperspettrale a scansione di eccitazione. Infine, vengono fornite descrizioni su come calibrare il sistema a uno standard tracciabile dal NIST, regolare le impostazioni software e hardware per ottenere risultati accurati e annullare il mixdelo del segnale rilevato in contributi da singoli componenti.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:2119px;" width="2120">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Airway Smooth Muscle Cells</td>
			<td style="width:327px;">National Disease Research Interchange (NDRI)</td>
			<td style="width:360px;">Isolated from human lung tissues obtained from NDRI</td>
			<td style="width:1105px;">Highly autofluorescent, calcium sensitive cells</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Automated Shutter</td>
			<td style="width:327px;">Thorlabs Inc.</td>
			<td style="width:360px;">SHB1</td>
			<td>Remote-controllable shutter to minimize photobleaching</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Automated Stage</td>
			<td style="width:327px;">Prior Scientific</td>
			<td style="width:360px;">H177P1T4</td>
			<td>Remote-controllable stage for automated multiple field of view or stitched image collection.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Automated Stage Controller (XY)</td>
			<td style="width:327px;">Prior Scientific</td>
			<td style="width:360px;">Proscan III (H31XYZE-US)</td>
			<td>For interfacing automated stage with computer and joystick</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Buffer</td>
			<td style="width:327px;">Made in-house</td>
			<td style="width:360px;">Made in-house</td>
			<td>145 mM NaCl, 4 mM KCl, 20 mM HEPES, 10 mM D-glucose, 1 mM MgCl2, and 1mM CaCl2, at pH 7.3</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Cell Chamber</td>
			<td style="width:327px;">ThermoFisher Scientific</td>
			<td style="width:360px;">Attofluor Cell Chamber, A7816</td>
			<td>Coverslip holder composed of surgical stainless steel and a rubber O-ring to seal in media and prevent sample and/or objective contamination</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Excitation Filters</td>
			<td style="width:327px;">Semrock Inc.</td>
			<td style="width:360px;">TBP01-378/16</td>
			<td>Center wavelength range (340-378 nm), Bandwidth (Minimum 16 nm, nominal FWHM 20 nm), Refractive index (1.88)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;"></td>
			<td style="width:327px;">Semrock Inc.</td>
			<td style="width:360px;">TBP01-402/16</td>
			<td>Center wavelength range (360-400 nm), Bandwidth (Minimum 16 nm, nominal FWHM 20 nm), Refractive index (1.8)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;"></td>
			<td style="width:327px;">Semrock Inc.</td>
			<td style="width:360px;">TBP01-449/15</td>
			<td>Center wavelength range (400-448.8 nm), Bandwidth (Minimum 15 nm, nominal FWHM 20 nm), Refractive index (1.8)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;"></td>
			<td style="width:327px;">Semrock Inc.</td>
			<td style="width:360px;">TBP01-501/15</td>
			<td>Center wavelength range (448.8-501.5 nm), Bandwidth (Minimum 15 nm, nominal FWHM 20 nm), Refractive index (1.84)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;"></td>
			<td style="width:327px;">Semrock Inc.</td>
			<td style="width:360px;">TBP01-561/14</td>
			<td>Center wavelength range (501.5-561 nm), Bandwidth (Minimum 14 nm, nominal FWHM 20 nm), Refractive index (1.83)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Fluorescence Filter Cube Dichroic Beamsplitter</td>
			<td style="width:327px;">Semrock Inc.</td>
			<td style="width:360px;">FF495-Di03</td>
			<td>Separates excitation and emission light at 495 nm (&#62;98% reflection between 350-488 nm, &#62;93% transmission between 502-950 nm), Filter effective index (1.78)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Fluorescence Filter Cube Longpass Filter</td>
			<td style="width:327px;">Semrock Inc.</td>
			<td style="width:360px;">FF01 496/LP-25</td>
			<td>Allows passage of light longer than 496 nm ( &#62;93% average transmission between 503.2-1100 nm), Refractive index (1.86)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">GCaMP Probe</td>
			<td style="width:327px;">Addgene</td>
			<td style="width:360px;">G-CaMP3; Plasmid #22692</td>
			<td>A single-wavelength GCaMP2-based genetically encoded calcium indicator</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Integrating Sphere</td>
			<td style="width:327px;">Ocean Optics</td>
			<td style="width:360px;">FOIS-1</td>
			<td>Used for accurate measurement of wide-angle illumination</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Inverted Fluorescence Microscope</td>
			<td style="width:327px;">Nikon Instruments</td>
			<td style="width:360px;">TE2000</td>
			<td>Inverted microscopes allow direct excitation of sample without the need to penetrate layers of media and/or tissue.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Mitotracker Green FM</td>
			<td style="width:327px;">ThermoFisher Scientific</td>
			<td style="width:360px;">M7514</td>
			<td>Labels mitochondria</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">NIST-Traceable Calibration Lamp</td>
			<td style="width:327px;">Ocean Optics</td>
			<td style="width:360px;">LS-1-CAL-INT</td>
			<td>A lamp with a known spectrum for use as a standard</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">NIST-Traceable Fluorescein</td>
			<td style="width:327px;">ThermoFisher Scientific</td>
			<td style="width:360px;">F36915</td>
			<td>For verifying appropriate spectral response of the system</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">NucBlue</td>
			<td style="width:327px;">ThermoFisher Scientific</td>
			<td style="width:360px;">R37605</td>
			<td>Labels cell nuclei</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Objective (10X)</td>
			<td style="width:327px;">Nikon Instruments</td>
			<td style="width:360px;">Plan Apo &#955; 10X/0.45 &#8734;/0.17 MRD00105</td>
			<td>Useful for large fields of view</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Objective (20X)</td>
			<td style="width:327px;">Nikon Instruments</td>
			<td style="width:360px;">Plan Apo &#955; 20X/0.75 &#8734;/0.17 MRD00205</td>
			<td>Most often used for tissue samples</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Objective (60X)</td>
			<td style="width:327px;">Nikon Instruments</td>
			<td>Plan Apo VC 60X/1.2 WI &#8734;/0.15-0.18 WD 0.27</td>
			<td>Most often used for cell samples</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">sCMOS Camera</td>
			<td style="width:327px;">Photometrics</td>
			<td style="width:360px;">Prime 95B (Rev A8-062802018)</td>
			<td>For acquiring high-sensitivity digital images</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Spectrometer</td>
			<td style="width:327px;">Ocean Optics</td>
			<td style="width:360px;">QE65000</td>
			<td>Used to measure spectral output of excitation-scanning spectral system</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Tunable Filter Changer</td>
			<td style="width:327px;">Sutter Instrument</td>
			<td style="width:360px;">Lambda VF-5</td>
			<td>Motorized unit for automated excitation filter tuning/switching</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Xenon Arc Lamp</td>
			<td style="width:327px;">Sunoptic Technologies</td>
			<td style="width:360px;">Titan 300HP Lightsource</td>
			<td>Light source with relatively uniform spectral output</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

excitation-scanning hyperspectral imaging microscopy to efficiently discriminate fluorescence signals

Diverse tecniche si basano sul rilevamento di segnali di fluorescenza per identificare o studiare fenomeni o per chiarire le funzioni. La separazione di questi segnali di fluorescenza è stata dimostrata ingombrante fino all'avvento dell'imaging iperspettrale, in cui le fonti di fluorescenza possono essere separate l'una dall'altra, nonché dai segnali di fondo e dall'autofluorescenza (data la conoscenza del loro spettro spettrale firme). Tuttavia, l'imaging iperspettrale tradizionale a scansione delle emissioni soffre di tempi di acquisizione lenti e bassi rapporti segnale-rumore a causa del necessario filtraggio sia della luce di eccitazione che di emissione. È stato dimostrato in precedenza che l'imaging iperspettrale a scansione eccitazione riduce il tempo di acquisizione necessario aumentando contemporaneamente il rapporto segnale-rumore dei dati acquisiti. Utilizzando apparecchiature disponibili in commercio, questo protocollo descrive come assemblare, calibrare e utilizzare un sistema di microscopia di imaging iperspettrale a scansione di eccitazione per la separazione dei segnali provenienti da diverse sorgenti di fluorescenza in un singolo campione. Sebbene sia altamente applicabile all'imaging microscopico di cellule e tessuti, questa tecnica può essere utile anche per qualsiasi tipo di esperimento che utilizza la fluorescenza in cui è possibile variare le lunghezze d'onda di eccitazione, compresa ma non limitata a: imaging chimico, applicazioni ambientali, cure oculistiche, scienze alimentari, scienze forensi, scienze mediche e mineralogia.

Diversi passaggi importanti da questo protocollo sono necessari per garantire la raccolta di dati accurati e privi di artefatti di imaging e spettrali. Se si ignorano questi passaggi, è possibile che i dati che appaiono significativi ma non possano essere verificati o riprodotti con qualsiasi altro sistema di imaging spettrale, annullando in modo efficace tutte le conclusioni fatte con tali dati. Principale tra questi importanti passi è la corretta correzione dell'uscita spettrale (sezi...

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Excitation-Scanning Hyperspectral Imaging Microscopy to Efficiently Discriminate Fluorescence Signals

Microscopia di imaging iperspettrale di eccitazione-scanning per discriminare in modo efficiente i segnali di fluorescenza

L'imaging spettrale è diventata una soluzione affidabile per l'identificazione e la separazione di più segnali di fluorescenza in un singolo campione e può facilmente distinguere i segnali di interesse dallo sfondo o dall'autofluorescenza. L'imaging iperspettrale a scansione dell'eccitazione migliora questa tecnica diminuendo il tempo necessario di acquisizione dell'immagine aumentando contemporaneamente il rapporto segnale-rumore.

Several techniques rely on detection of fluorescence signals to identify or study phenomena or to elucidate functions. Separation of these fluorescence ...

Questo protocollo è significativo in quanto descrive un metodo che può essere utilizzato per separare diversi segnali fluorescenti in un singolo campione. Rispetto ai metodi tradizionali, l'eccitazione-scansione può aumentare la velocità dell'esperimento e migliorare la sensibilità dei dati. Utilizzando diverse fonti di illuminazione come un laser supercontinuo, questo metodo può essere applicabile ai sistemi di microscopio confocale a scansione laser o disco rotante.Quando si eseguono scansioni di eccitazione, microscopia a imaging spettrale, è importante verificare che il picco di eccitazione di ogni etichetta fluorescente si verifichi a una lunghezza d'onda diversa. Per iniziare, impostare un microscopio a fluorescenza invertito e una fotocamera come descritto nel protocollo di testo. Quindi caricare il campione sul palco.Dal menu a discesa della finestra principale del micromanager, selezionare 475 nanometri per la visualizzazione iniziale del campione. Quindi fare doppio clic nella casella accanto all'esposizione e immettere 100 per impostare il tempo di esposizione su 100 millisecondi. Infine, fai clic dal vivo per visualizzare l'esempio.Ora clicca su Auto. Pulsante dell'intervallo di visualizzazione dell'intensità automatica per portare i valori minimo e massimo in intervalli visivi significativi. Quindi, utilizzare le manopole di messa a fuoco del microscopio per mettere a fuoco il campione.Una volta messa a fuoco, regolare la posizione del campione in modo che il bordo si trova al centro del campo visivo. Quindi mettere a punto la messa a fuoco. L'esempio è a fuoco quando le caratteristiche del bordo nell'immagine appaiono nitide.Ora, apri lo strumento di acquisizione multidimensionale. Nel menu, fate clic sul pulsante di caricamento e scegliete un'impostazione preimpostata contenente un intervallo di lunghezze d'onda appropriato per l'acquisizione spettrale. Una volta confermate le impostazioni di acquisizione, spostarsi in un'area vuota del campione e fare clic su acquisisci per raccogliere uno stack di immagini spettrali contenente sfondo e rumore da utilizzare per la sottrazione in un secondo momento.Quindi, spostati sul campione per trovare le regioni più luminose. È probabile che i campioni abbiano una fluorescenza più intensa lontano dal bordo del campione. Una volta posizionata la regione più luminosa, prendi una singola pila di immagini.Carica l'immagine acquisita nell'immagine J e usa la funzione di misura di Image J per confermare che nessuna lunghezza d'onda contiene pixel sovraesposti. Se è necessario un tempo di esposizione ridotto a causa della sovraesposizione, l'immagine di sfondo deve essere riascritta anche con un nuovo tempo di esposizione. Se è stato rilevato che una delle immagini contiene il limite di rilevamento verso l'alto della fotocamera, regolare il tempo di esposizione della scansione spettrale per garantire che il segnale massimo in tutto l'intervallo spettrale non superi l'intervallo dinamico della fotocamera.Con un tempo di esposizione adeguato ora determinato, posizionare un campione senza etichetta sul palco. Acquisire dati di immagine spettrale dal campione senza etichetta per determinare se esiste un'autofluorescenza sottostante. Quindi, posizionare un campione con etichetta singola sul palco.Acquisire dati di immagine spettrale da ciascuno dei campioni con etichetta singola da utilizzare come controlli spettrali per costruire una libreria spettrale. Eseguire la scansione per ogni campione di controllo utilizzando un intervallo di lunghezze d'onda identico, il tempo di esposizione e le impostazioni della fotocamera. Quindi, posizionare una diapositiva contenente il campione sperimentale al microscopio.Selezionare un campo visivo con celle etichettate in modo appropriato e acquisire i dati dell'immagine spettrale dall'esempio utilizzando le impostazioni di acquisizione determinate. Correggere le immagini a una risposta spettrale piatta sottraendo lo spettro di sfondo dall'immagine campione e moltiplicando l'immagine per il coefficiente di correzione. Qui, uno script MATLAB viene utilizzato per elaborare rapidamente le immagini.Quindi, generare la libreria spettrale. Per ottenere i migliori risultati, normalizzare ogni membro finale alla banda di lunghezza d'onda della massima intensità determinando quale banda di lunghezza d'onda ha il valore più intenso e dividendo la misurazione ad ogni banda di lunghezza d'onda per quel valore massimo. Quindi salvare i dati spettrali come file dat.Al termine, unmix i dati dell'immagine spettrale. Il passaggio di unmixing genererà un'immagine di abbondanza per ogni etichetta fluorescente, dove l'abbondanza è la quantità di segnale fluorescente relativo nell'immagine dall'etichetta prospettica. Quindi, apri ogni immagine non mixed per ispezionare visivamente la distribuzione dei componenti puri.Confrontare la grandezza dell'immagine di errore con quella delle immagini non mixate. Se la grandezza dell'immagine di errore è simile alle immagini di abbondanza non mixed, i segnali nei dati dell'immagine spettrale potrebbero non essere accuratamente contabili. Infine, verificare che non vi siano strutture residue non identificate confrontando l'immagine di errore con le immagini non mixate.Se eseguito correttamente, il processo di unmixing spettrale consente la separazione di una pila di immagini spettrali nei rispettivi contributi da ogni etichetta di fluorescenza. Qui, un set di immagini spettrali non mixed con singole immagini che evidenziano l'autofluorescenza liscia delle cellule muscolari delle vie aeree, una sonda GCaMP e un'etichetta mitocondriale. Vi è un elevato errore associato alle regioni nucleari e perinucleari delle cellule che indica che gli spettri misurati di tali regioni non sono ben contabiliggiati dagli spettri della biblioteca spettrale.Gli spettri puri raccolti da cellule etichettate che sono anche autofluorescenti probabilmente contamineranno il profilo spettrale per il componente puro. Qui, si può vedere la differenza di unmixing con spettri puri contaminati da autofluorescenza, rispetto agli spettri puri corretti dopo la sottrazione scalata. Una corretta acquisizione dei dati è essenziale quando si diagnosticano campioni sensibili in quanto possono sopravvivere solo a una singola sessione di imaging a differenza dello sfondo e dei controlli che possono essere ricreati.Assicurarsi che le impostazioni hardware e di acquisizione corrette siano predeterminate il più possibile. Come passo successivo, i video creati da dati time-lapse acquisiti utilizzando questo sistema possono essere utilizzati per tracciare le sorgenti fluorescenti in luoghi discreti nel tempo come la localizzazione del secondo segnale messenger. Prestare attenzione quando si utilizzano potenti sorgenti luminose per evitare l'esposizione agli occhi.Inoltre, assicurati di indossare guanti adeguati quando maneggia etichette biologiche.

Research

JoVE Journal

Engineering

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