Name: methods to test endocrine disruption in drosophila melanogaster
Uploaded: 2019-07-03T14:00:00
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Les auteurs remercient Orsolina Petillo pour son soutien technique. Les auteurs remercient le Dr Mariarosaria Aletta (CNR) pour son soutien bibliographique. Les auteurs remercient le Dr Gustavo Damiano Mita de les avoir introduits dans le monde d'EDC. Les auteurs remercient Leica Microsystems et Pasquale Romano pour leur aide. Cette recherche a été appuyée par le projet PON03PE-00110-1. "Sviluppo di nanotecnologie Orientate alla Rigenerazione e Ricostruzione Tissutale, Implantologia e Sensoristica in Odontoiatria/oculistica" acronimo "SORRISO"; Committente: PO FESR 2014-2020 CAMPANIA; Projet PO FESR Campania 2007-2013 "NANOTECNOLOGIE PER IL RILASCIO CONTROLLATO DI MOLECOLE BIO-ATTIVE NANOTECNOLOGIE".

1. Préparation des aliments
<ol><li>
Pour l'entretien des stocks et pour la croissance larvaire, utilisez un milieu de semoule de maïs contenant 3 % de levure en poudre, 10 % de saccharose, 9 % de semoule de maïs précuite, 0,4 % d'agar, par la suite appelé maïs moyen (CM).
	<ol>
<li>Mettre 30 g de levure dans 100 ml d'eau du robinet, porter à ébullition et laisser bouillir pendant 15 min.</li>
		<li>Séparément, bien mélanger 90 g de semoule de maïs précuite, 100 g de sucre et 4 g d'agar da...

La mouche des fruits D. melanogaster a été largement utilisé comme un système de modèle in vivo pour étudier les effets potentiels des EDC environnementales telles que DBP28, BPA, 4-NP, 4-tert-OP29, MP30, EP31, 32, DEHP33, et EE234. Plusieurs raisons ont conduit son utilisation comme modèle dans ce domaine de recherche. Outre se...

Les activités humaines ont libéré dans l'environnement une quantité massive de produits chimiques, qui représentent un grave problème pour les organismes et pour les écosystèmes naturels1. Parmi ces polluants, on estime qu'environ 1 000 produits chimiques différents peuvent modifier l'équilibre normal des systèmes endocriniens; selon cette propriété, ils sont classés comme produits chimiques perturbateurs endocriniens (EDC). Plus précisément, sur la base d'une définition récente de la Société endocrinienne, les EDC sont « un produit chimique exogène, ou mélange de produits chimiques, qui peut interférer avec n'importe quel aspect de l'action hormonale »2. Au cours des trois dernières décennies, il y a eu de plus en plus de preuves scientifiques que les EDC peuvent affecter la reproduction et le développement des animaux et des plantes3,4,5,6,7, 8. En outre, l'exposition à EDC a été liée à la prévalence croissante de certaines maladies humaines, y compris le cancer, l'obésité, le diabète, les maladies thyroïdiennes, et les troubles du comportement9,10,11.
Mécanismes généraux d'EDC
En raison de leurs propriétés moléculaires, les EDC se comportent comme des hormones ou des précurseurs d'hormones3,5,6,7,8,9, 10,11,12. En ce sens, ils peuvent se lier au récepteur d'une hormone et perturber les systèmes endocriniens soit en imitant l'activité hormonale ou en bloquant les hormones endogènes liant. Dans le premier cas, après la liaison au récepteur, ils peuvent l'activer comme son hormone naturelle ferait. Dans l'autre cas, la liaison de l'EDC au récepteur empêche la liaison de son hormone naturelle, de sorte que le récepteur est bloqué et ne peut plus être activé, même en présence de son hormone naturelle3. En conséquence, les EDC peuvent affecter plusieurs processus, tels que la synthèse, la sécrétion, le transport, le métabolisme, ou l'action périphérique des hormones endogènes qui sont responsables du maintien de l'homéostasie, de la reproduction, du développement, et/ou du comportement de l'organisme. La liaison des récepteurs n'est pas le seul moyen d'action décrit jusqu'à présent pour les CED. Il est maintenant clair qu'ils peuvent également agir en recrutant des coactivateurs ou des corepresseurs dans des voies enzymatiques ou en modifiant des marqueurs épigénétiques déréglementant l'expression génique10,11,12,13 ,14, avec des conséquences non seulement pour la génération actuelle, mais aussi pour la santé des générations à venir8.
Hormones drosophiles
Les effets potentiels de certains CED ont été largement étudiés, tant chez les espèces sauvages que dans plusieurs systèmes modèles où les mécanismes endocriniens sont raisonnablement bien connus. Pour les invertébrés, les systèmes endocriniens qui influencent la croissance, le développement et la reproduction ont été largement caractérisés chez les insectes pour plusieurs raisons, impliquant leur utilisation étendue dans le domaine de la recherche biologique, leur importance économique, et enfin le développement d'insecticides capables d'interférer spécifiquement avec le système hormonal des insectes nuisibles.
En particulier, chez les insectes, la mouche des fruits D. melanogaster s'est avérée être un système modèle très puissant pour évaluer les effets endocriniens potentiels des SEE. Dans D. melanogaster, ainsi que chez les vertébrés, les hormones jouent un rôle important tout au long du cycle de vie. Dans cet organisme, il ya trois principaux systèmes hormonaux, qui impliquent l'hormone stéroïde 20-hydroxyecdysone (20E)15,16, l'hormone juvénile sesquiterpenoid (JH)17, et les neuropeptides et peptide / protéines hormones18. Ce troisième groupe se compose de plusieurs peptides découverts plus récemment mais clairement impliqués dans une grande variété de processus physiologiques et comportementaux, tels que la longévité, l'homéostasie, le métabolisme, la reproduction, la mémoire et le contrôle locomoteur. 20E est homologue aux hormones stéroïdes cholestérol-dérivées telles que l'estradiol, alors que JH partage quelques similitudes avec l'acide rétinoïque ; les deux sont les hormones les plus connues dans Drosophila19,20. Leur équilibre est essentiel dans la coordination de la mue et de la métamorphose, ainsi que dans le contrôle de plusieurs processus post-développementaux, tels que la reproduction, la durée de vie et le comportement21, offrant ainsi différentes possibilités pour tester le système endocrinien perturbation dans Drosophila. En outre, les hormones ecdysteroid et les JHsont les principales cibles des insecticides dits de troisième génération, développés pour interférer avec les processus développementaux et reproducteurs médiés par le système endocrinien chez les insectes. Le mode d'action agoniste ou antagoniste de ces produits chimiques est bien connu, et donc ils peuvent servir de normes de référence pour évaluer les effets des EDC potentiels sur la croissance, la reproduction et le développement des insectes22. Par exemple, la métahoprène, qui a été largement utilisée dans la lutte contre les moustiques et autres insectes aquatiques23,24, agit comme agoniste JH et réprime la transcription des gènes induite par 20E et la métamorphose.
En plus des hormones, la superfamille des récepteurs nucléaires (NR) dans Drosophila est également bien connue; il se compose de 18 facteurs de transcription évolutivement conservés impliqués dans le contrôle des voies de développement hormonales dépendantes, ainsi que la reproduction et la physiologie25. Ces NR d'hormone appartiennent à chacun des six sous-types de superfamille de NR, y compris ceux impliqués dans la neurotransmission26, deux pour l'acide rétinoïque NRs, et ceux pour les NRs stéroïdes qui, dans les vertébrés, représentent l'une des cibles primaires des EDCs27.
La drosophile comme système modèle d'étude des DEC
Actuellement, sur la base de propriétés moléculaires, plusieurs agences environnementales à travers le monde attribuent le potentiel d'interférer avec les systèmes endocriniens à différents produits chimiques d'origine humaine. Étant donné que les SEE constituent un problème mondial et omniprésent pour l'environnement et les organismes, l'objectif global de la recherche dans ce domaine est de réduire leur fardeau de morbidité et de protéger les organismes vivants contre leurs effets néfastes. Afin d'approfondir la compréhension des effets endocriniens potentiels d'un produit chimique, il est nécessaire de le tester in vivo. À cette fin, D. melanogaster représente un système de modèle valide. À ce jour, la mouche des fruits a été largement utilisée comme modèle in vivo pour évaluer les effets de plusieurs SEE environnementales; il a été signalé que l'exposition à plusieurs EDC, tels que le phtalate de dibutyle (DBP)28, bisphénol A (BPA), 4-nonylphénol (4-NP), 4-tert-octylphénol (4-tert-OP)29, methylparaben (MP)30, ethylparaben (EP)31, 32, bis-(2-éthylhexyl) phtalate (DEHP)33, et 17-ethinylestradiol (EE2)34, influence le métabolisme et les fonctions endocriniennes comme dans les modèles vertébrés. Plusieurs raisons ont conduit à son utilisation comme modèle dans ce domaine de recherche. Au-delà d'une excellente connaissance de ses systèmes endocriniens, d'autres avantages incluent son cycle de vie court, son faible coût, son génome facilement manipulable, une longue histoire de recherche et plusieurs possibilités techniques (voir le site Web flyBase, http://flybase.org/). D. melanogaster fournit également un modèle puissant pour étudier facilement les effets transgénérationnels et les réponses des populations aux facteurs environnementaux8 et évite les questions éthiques pertinentes pour les études in vivo chez les animaux plus élevés. En outre, la mouche des fruits partage un degré élevé de conservation des gènes avec les humains, ce qui pourrait permettre à Drosophila EDC d'essayer de prédire ou de suggérer les effets potentiels de ces produits chimiques pour la santé humaine. En plus d'élargir la compréhension des effets sur la santé humaine, Drosophila peut aider à évaluer les risques d'exposition d'EDC à l'environnement, tels que la perte de biodiversité et la dégradation de l'environnement. Enfin, la mouche des fruits offre l'avantage supplémentaire d'être utilisée dans les laboratoires, où les facteurs susceptibles d'affecter son développement, sa reproduction et sa durée de vie peuvent être maîtrisés afin d'attribuer toute variation à la substance à tester.
Dans cet esprit, nous avons optimisé des tests de condition physique simples et robustes pour déterminer les effets d'EDC sur certains traits hormonaux Drosophila, tels que la fécondité/fertilité, le moment du développement et la durée de vie adulte. Ces essais ont été largement utilisés pour certains EDCs23,24,25,26,27. En particulier, nous avons utilisé les protocoles suivants pour évaluer les effets de l'exposition à l'oestrogène synthétique EE234 et au BPA et au bisphénol AF (BPA F) (données non publiées). Ces protocoles peuvent être facilement modifiés pour étudier les effets d'un EDC donné à la fois, ainsi que les effets combinés de plusieurs EDC dans D. melanogaster.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>17&#945;-Ethinylestradiol</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>E4876-1G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agar for Drosophila medium</td>
			<td>BIOSIGMA</td>
			<td>789148</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bisphenol A</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>239658-50G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bisphenol AF</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>90477-100MG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cornmeal</td>
			<td>CA&#39; BIANCA</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diethyl ether</td>
			<td>Sigma</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila Vials</td>
			<td>BIOSIGMA</td>
			<td>789008</td>
			<td>25x95 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila Vials</td>
			<td>BIOSIGMA</td>
			<td>789009</td>
			<td>29x95 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila Vials</td>
			<td>Kaltek</td>
			<td>187</td>
			<td>22X63</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Embryo collection cage</td>
			<td>Crafts</td>
			<td></td>
			<td>Plexiglass cylinder (12,5 x7 cm) with an open end and the other end closed by a rectangular base in which a slot allows the insertion of special trays for laying</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>FLUKA</td>
			<td>2860</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Etherizer</td>
			<td>Crafts</td>
			<td></td>
			<td>cylindrical glass container with a cotton plug</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass Bottle</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>250mL Bottles</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass Vials</td>
			<td>Microtech</td>
			<td>ST 10024</td>
			<td>FLAT BOTTOM TUBE 100X24</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hand blender Pimmy</td>
			<td>Ariete</td>
			<td></td>
			<td>food processor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Instant Success yeast</td>
			<td>ESKA</td>
			<td></td>
			<td>Powdered yeast</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laying tray</td>
			<td>Crafts</td>
			<td></td>
			<td>plexiglass trays (11 x 2,6 cm) in wich to pour medium for laying</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methyl4-hydroxybenzoate</td>
			<td>SIGMA</td>
			<td>H5501</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri Dish</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>351016</td>
			<td>60x5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Red dye no. 40</td>
			<td>SIGMA</td>
			<td>16035</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereomicroscope with LED lights</td>
			<td>Leica</td>
			<td></td>
			<td>S4E</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose</td>
			<td>HIMEDIA</td>
			<td>MB025</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tomato sauce</td>
			<td>Cirio</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

methods to test endocrine disruption in drosophila melanogaster

Ces dernières années, il y a eu de plus en plus de preuves que tous les organismes et l'environnement sont exposés à des produits chimiques hormonaux, connus sous le nom de produits chimiques perturbateurs endocriniens (CED). Ces produits chimiques peuvent modifier l'équilibre normal des systèmes endocriniens et entraîner des effets néfastes, ainsi qu'un nombre croissant de troubles hormonaux dans la population humaine ou une croissance perturbée et une reproduction réduite chez les espèces sauvages. Pour certains EDC, il y a des effets documentés sur la santé et des restrictions sur leur utilisation. Cependant, pour la plupart d'entre eux, il n'y a toujours aucune preuve scientifique en ce sens. Afin de vérifier les effets endocriniens potentiels d'un produit chimique dans l'organisme entier, nous devons le tester dans les systèmes modèles appropriés, ainsi que dans la mouche des fruits, Drosophila melanogaster. Ici nous rapportons les protocoles in vivo détaillés pour étudier la perturbation endocrinienne dans Drosophila, traitant des effets d'EDC sur la fécondité/fertilité, le moment développemental, et la durée de vie de la mouche. Au cours des dernières années, nous avons utilisé ces traits de vie Drosophila pour étudier les effets de l'exposition à 17-ethinylestradiol (EE2), bisphénol A (BPA), et bisphénol AF (BPA F). Au total, ces essais couvraient toutes les étapes de la vie de Drosophila et permetaient d'évaluer la perturbation endocrinienne dans tous les processus à médiation hormonale. Les tests de fécondité/fertilité et de synchronisation du développement ont été utiles pour mesurer l'impact d'EDC sur la performance reproductrice de la mouche et sur les stades de développement, respectivement. Enfin, l'exemple de durée de vie impliquait une exposition chronique d'EDC aux adultes et mesurait leur survie. Cependant, ces traits de vie peuvent également être influencés par plusieurs facteurs expérimentaux qui ont dû être soigneusement contrôlés. Donc, dans ce travail, nous suggérons une série de procédures que nous avons optimisées pour le bon résultat de ces essais. Ces méthodes permettent aux scientifiques d'établir une perturbation endocrinienne pour n'importe quelle EDC ou pour un mélange de différentes EDC dans Drosophila, bien que pour identifier le mécanisme endocrinien responsable de l'effet, d'autres essais pourraient être nécessaires.

Dans cette section, les étapes clés des protocoles ci-dessus sont signalées sous la forme de schémas simplifiés. Étant donné que les mouches ont tendance à éviter les composés désagréables, la première chose à faire est d'essayer le goût de la EDC sélectionnée. Cela peut être fait en mélangeant un colorant alimentaire (par exemple, colorant alimentaire rouge no 40)35 avec l'aliment complété avec l'EDC sélectionné à diverses doses ou avec le solvant seul. Les mouches nourrie...

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Methods to Test Endocrine Disruption in Drosophila melanogaster

Les perturbateurs chimiques endocriniens (CED) représentent un grave problème pour les organismes et pour les milieux naturels. Drosophila melanogaster représente un modèle idéal pour étudier les effets d'EDC in vivo. Ici, nous présentons des méthodes pour étudier la perturbation endocrinienne dans Drosophila, traitant des effets d'EDC sur la fécondité, la fertilité, le moment développemental, et la durée de vie de la mouche.

Méthodes pour tester la perturbation endocrinienne dans le mélanogaster drosophila

In recent years there has been growing evidence that all organisms and the environment are exposed to hormone-like chemicals, known as endocrine disruptor ...

Drosophila melanogaster est un modèle puissant pour évaluer in vivo les effets toxiques et endocriniens potentiels des produits chimiques, tels que les perturbateurs endocriniens, qui représentent un grave problème pour la santé humaine et les environnements naturels. S’attaquer à l’effet des CED sur les traits de vie hormonaux de la mouche, tels que la fécondité, la fertilité, le temps de développement et la durée de vie. C’est un moyen facile, bon marché et rapide d’enquêter sur les perturbations endocriniennes in vivo.La fertilité, le développement et la durée de vie dans Drosophila peuvent être affectés par plusieurs facteurs qui doivent être soigneusement contrôlés pour assurer le succès de ce protocole. Par conséquent, une attention maximale dans l’élevage et la manipulation des mouches est nécessaire. Pour goûter au goût de l’EDC sélectionnée, après anesthésie, transférez 15 jeunes mouches du lit de mouche à quatre flacons parallèles contenant du milieu de semoule de maïs mélangé à une coloration alimentaire.Le flacon de commande contient le solvant seul, et les trois autres flacons sont complétés par différentes doses des CED sélectionnés. Gardez les flacons dans un incubateur humidifié pendant une journée avec une lumière naturelle de 12 heures. Après anesthésier à nouveau les mouches, transférez les mouches immobilisées sur un livre blanc et placez-les sous un microscope stéréo pour l’observer.Comparez la coloration abdominale de chaque groupe de traitement par rapport au groupe témoin. Pour améliorer la performance reproductive des mouches, préparez trois flacons de mouches pour chaque EDC en tant que flacons parentaux, avec huit femelles et quatre mâles dans 10 millilitres de milieu de semoule de maïs complétés par eE2. Pour la lutte, préparer six flacons de mouches, chacun avec huit femelles et quatre mâles dans 10 millilitres de farine de maïs moyen alimentaire complété par solvant EE2.L’arrière vole dans un incubateur à 25 degrés Celsius. Pendant leur développement, évitez de surcharger les larves. Après quatre jours, inverser chaque flacon sur un étherisateur pour enlever les parents et retourner les flacons à l’incubateur pendant cinq jours de plus.En fin d’après-midi du neuvième jour, inverser chaque flacon au-dessus d’un étherisateur pour enlever toutes les mouches nouvellement émergées des flacons et mettre les flacons dans un autre incubateur à 18 degrés Celsius pendant la nuit. Le matin du jour 10, sur un poste de travail sur le dioxyde de carbone de Drosophila, inversez soigneusement le flacon de culture pour empêcher les mouches anesthésiées de tomber sur le milieu et insérez un tube en caoutchouc avec une aiguille dans le flacon entre le bouchon de coton et le mur de flacon. Ouvrez la vanne pour fournir du dioxyde de carbone.En quelques secondes, transférez les mouches dans un lit volant au microscope. Recueillir les femelles vierges et les jeunes mâles séparément en deux groupes sur le lit de mouche. Subdiviser aléatoirement chaque groupe de mouches en petits sous-groupes, avec 10 femelles ou 20 mâles par flacon rempli de farine de maïs fraîche correspondante moyenne.Poursuivre l’incubation et recueillir 30 femelles vierges et 30 mâles pour chaque EDC, et 90 femelles vierges et 90 mâles pour le contrôle. Abritez ces groupes de mouches à 25 degrés Celsius jusqu’à ce qu’elles soient âgées de quatre jours après l’éclosion. Ensuite, transférez-les dans de nouveaux flacons contenant du milieu correspondant frais tous les deux jours.Vérifiez qu’il n’y a pas de larves dans les flacons des femelles. Étiquetez ensuite les flacons avec une série différente de nombres séquentiels pour le traitement suivant. Après l’anesthésie, transférer une femelle traitée au solvant EE2 dans un petit flacon contenant du milieu frais de tomate semoule de maïs sans EE2 et ajouter un mâle traité au solvant EE2 pour le contrôle à travers.Jumeler un mâle traité à l’EE2 avec une femelle traitée au solvant EE2 ou une femelle traitée à l’EE2 avec un mâle traité au solvant EE2 pour chaque traitement. Maison 20 croix simples à 25 degrés Celsius. Transférer chaque paire d’accouplement dans des flacons moyens de tomates semoule de maïs fraîches sans EDC tous les jours pendant les 10 jours suivants.Inspectez visuellement chaque flacon chaque jour pour les oeufs et signalez leur nombre sur la feuille de calcul de fertilité. Dans chaque flacon, vérifiez de près les mouches nouvellement émergées et enregistrez le nombre quotidien de descendances adultes au cours de la période de 10 jours. Après 10 jours à partir de l’accouplement initial, retirez les parents de la dernière série de flacons.Dans les protocoles d’analyse de l’éclosion, d’abord, pour chaque groupe de traitement, mettre en place 10 flacons de jeunes mouches en bonne santé de moins de deux jours, chacune avec six femelles et trois mâles dans 10 millilitres d’aliments de semoule de maïs sans EDC. Élever les mouches sur la nourriture pendant 24 heures et leur permettre de s’accoupler. Préparez ensuite 10 flacons parallèles par groupe de traitement avec 10 millilitres chacun d’aliments frais de semoule de maïs complétés par différentes concentrations d’EDC ou le solvant EE2 seul pour le contrôle.Transférez les mouches agenées sur ces nouveaux flacons. Faites une feuille de calcul de développement pour enregistrer les différentes séries. Laisser pondre les mouches pendant 16 heures.Ensuite, retirez les parents des flacons. Incuber les flacons à 25 degrés Celsius pendant trois à quatre jours, ou jusqu’à ce que les larves errantes soient visibles. Chaque jour, comptez le nombre de nouvelles nymphes dans chaque flacon en écrivant un numéro dans l’ordre par chaque pupe à l’extérieur du flacon pour éviter de compter deux fois la même pupe.Signalez le nombre de pupes nouvellement apparues pendant trois à quatre jours, ou jusqu’à ce qu’il n’y ait plus de pupes. À partir du neuvième jour, compter le nombre d’adultes émergents par jour, jusqu’à ce qu’il n’y ait plus d’adultes. Signalez-le sur la feuille de calcul du développement et effectuez le reste de l’analyse d’éclosion selon le manuscrit.Dans le protocole de durée de vie, d’abord mis en place 20 flacons avec huit femelles et quatre mâles, chacun rempli de 10 millilitres de nourriture semoule de maïs et les loger à 25 degrés Celsius. Après quatre jours, jeter les mouches et remettre les flacons dans l’incubateur. En fin d’après-midi du neuvième jour, retirez toutes les mouches nouvellement émergées des flacons et retournez les flacons à l’incubateur.Après 16 à 24 heures, divisez 250 mouches adultes d’un jour des deux sexes en quatre groupes sous anesthésie légère de dioxyde de carbone et transférez-les dans des bouteilles de 250 millilitres contenant des aliments moyens pour adultes, trois complétées par différentes concentrations d’EDC et une avec le solvant EE2 seul. Maintenez les mouches à 25 degrés Celsius pendant deux à trois jours pour leur permettre de s’accoupler. Ensuite, trier chaque cohorte de mouches par sexe en deux groupes.Dans chaque condition de traitement, pour les deux sexes, subdiviser aléatoirement chaque groupe en cinq flacons parallèles à une densité de 20 individus par flacon. Préparez une feuille de calcul de la durée de vie dans laquelle le nombre de mouches mortes est soustrait du nombre de mouches survivantes du transfert précédent, de sorte que le nombre de survivants à chaque transfert soit automatiquement obtenu. Après trois jours, transférer les mouches sans anesthésie sur de nouveaux flacons contenant les aliments correspondants en même temps et vérifier la mort.Enregistrez l’âge des mouches et le nombre de mouches mortes. Répétez le transfert tous les trois jours jusqu’à ce que toutes les mouches meurent. Dans le cadre de cette expérience, les courbes de durée de vie ont été tracées comme la survie cumulative par rapport aux jours écoulés pour chaque concentration d’EDC et le contrôle.Pour le contrôle, après une longue période initiale au cours de laquelle la courbe de survie est restée relativement élevée, elle a diminué de façon exponentielle après environ 60 jours. À la suite de l’exposition à EDC, la courbe de survie des mouches traitées a été affectée de façon significative et a connu une baisse spectaculaire après 36 jours. Il est informé que les flacons parallèles en cours d’analyse devraient être très similaires, sinon il sera difficile de comprendre lequel jeter.Par conséquent, nous suggérons de prendre grand soin, en adoptant une bonne pratique expérimentale, en utilisant une grande taille d’échantillon. Suivant ces protocoles, il est également possible d’évaluer l’impact transgénérationnel d’un perturbateur endocrinien sélectionné ainsi que de tester les effets additifs potentiels d’une combinaison de différents perturbateurs endocriniens.

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