Name: a method for quantifying foliage-dwelling arthropods
Uploaded: 2019-10-20T13:30:00
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Les auteurs aimeraient remercier le Service des forêts du ministère de l'Agriculture des États-Unis d'avoir financé ce projet par l'entremise de l'Accord 13-CS-11090800-022 de l'USFS. Nous tenons à remercier J. Suda, W. Holland et d'autres pour l'aide de laboratoire, et R. Richards pour l'aide sur le terrain.

1. Construire le dispositif d'échantillonnage avant d'aller sur le terrain
<ol><li>À l'aide de coupe-boulons, de gros coupeurs de fils ou d'un disque de broyage électrique, retirez le tiers inférieur de la cage de tomate fildeuse de 30 cm de sorte qu'il mesure environ 55 cm de longueur.</li>
	<li>Coupez deux accolades de 50 cm en aluminium ou en matériau semi-rigide pour les utiliser comme tiges d'attache et accolades de chaque côté de la plus grande extrémité de la cage à tomate. À 38 cm de l'extrémité, u...

Deux nécessités pour quantifier avec précision les communautés d'arthropodes sont des probabilités de détection relativement élevées et des zones d'échantillonnage connues ou cohérentes. Lors de l'échantillonnage des arthropodes, moins de 100 % de probabilité de détection peuvent être attribuées soit à des arthropodes individuels qui évitent les pièges, soit à certaines personnes qui ont été piégées sans être détectées pendant le traitement. Les pièges intercepteurs qui interceptent les arthrop...

Les arthropodes terrestres jouent un rôle important dans notre écosystème. En plus d'être d'intérêt scientifique, les arthropodes peuvent être à la fois nuisibles et bénéfiques pour les cultures, les plantes horticoles et la végétation naturelle, ainsi que fournir une fonction trophique importante dans les réseaux alimentaires. Ainsi, il est essentiel pour les agriculteurs, les gestionnaires de lutte antiparasitaire, les biologistes végétaux, les entomologistes, les écologistes de la faune et les biologistes de la conservation qui étudient la dynamique et la conservation des maladies d'art et de nature. gérer les organismes insectivores. Comprendre les facteurs qui influencent les communautés et les abondances d'arthropodes exige souvent la capture d'individus. Les techniques de capture peuvent généralement être classées dans des techniques qualitatives qui ne détectent la présence d'une espèce que pour des estimations de l'aire de répartition, de la richesse et de la diversité des espèces, ou des techniques semi-quantitatives et quantitatives qui permettent un indice ou une estimation de l'abondance et la densité des individus au sein d'un groupe taxonomique.
Les techniques qualitatives qui ne permettent que d'inférer la présence d'une espèce ou d'une structure communautaire ont une probabilité de détection inconnue ou intrinsèquement faible ou qui ne permettent pas de fournir des inférences quant à la probabilité de détection et à la taille de la zone échantillonnée. Étant donné que la probabilité de détection avec ces techniques est faible, la variabilité associée à la détection empêche une précision suffisante pour déduire comment les variables explicatives influencent les mesures de population d'arthropodes. Les techniques qualitatives utilisées pour estimer la présence comprennent l'échantillonnage par aspiration1, pièges à lumière2, pièges d'émergence3, les habitudes d'alimentation sur les racines4, tuyaux de saumure5, appâts6, phéromone3, pièges à pièges 7, Pièges Malaise8, pièges de fenêtre9, pièges d'aspiration10, plateaux de battement11, toiles d'araignée12, mines de feuilles, frass13, galles d'arthropode14, végétation et dommages aux racines15 .
Alternativement, les techniques semi-quantitatives et quantitatives permettent aux chercheurs d'estimer ou du moins d'échantillonner de façon cohérente une zone d'échantillon spécifiée et d'estimer la probabilité de détection ou de supposer que la probabilité de détection n'est pas directionnelle et adéquate pour ne pas la capacité du chercheur à détecter les variations spatiales ou temporelles de l'abondance. Les techniques semi-quantitatives et quantitatives incluent les filets de balayage16, l'aspiration ou l'échantillonnage sous vide17, le comptage systématique des arthropodes visibles18, les pièges collants19, divers pièges de type pot20, entrée ou trous émergents21, chimique knockdown22, collant et rempli d'eau pièges de couleur23, et branche ensachage et de découpage24.
Les récents changements anthropiques des régimes climatiques et de perturbation ont entraîné des changements spectaculaires dans les communautés végétales, faisant des interactions entre la composition des espèces végétales et les communautés d'arthropodes une zone d'étude active. Comprendre comment les communautés d'arthropodes varient en fonction de la composition des espèces végétales est un élément essentiel pour comprendre les impacts économiques et environnementaux potentiels des changements dans les communautés végétales. Des méthodes semi-quantitatives ou quantitatives de quantification de l'abondance des arthropodes avec une précision suffisante pour détecter les différences entre les espèces de plantes sont nécessaires. Dans cet article, nous décrivons une méthode d'indexation des arthropodes de feuillage qui, avec un effort raisonnable, a fourni une précision suffisante pour identifier les différences dans l'abondance individuelle et la biomasse, la diversité et la richesse parmi 5 taxons d'arbres couramment trouvés dans forêts à feuilles caduques du sud-est de l'Amérique du Nord25. Cette approche a fourni une précision adéquate pour estimer l'abondance afin de permettre d'inférer comment les changements dans la composition des espèces des communautés de plantes forestières en raison des régimes de perturbation modifiés anthropiques influencent la composition des arthropodes, l'abondance et la répartition des oiseaux et des mammifères insectivores trophiques plus élevés. Plus précisément, en utilisant une technique d'ensachage modifiée décrite pour la première fois par Crossley et coll.24, nous avons estimé la densité des arthropodes de surface, des feuillages et testé la prédiction que nous détecterions des différences dans la diversité, la richesse, et l'abondance d'arthropodes dans le feuillage des espèces plus xériques d'arbres de plus en plus rapide par rapport à la croissance plus lente des espèces plus mésiques. Le but de cet article est de fournir des instructions détaillées de la technique.
Nous avons mené l'étude sur la forêt nationale de Shawnee (SNF) dans le sud de l'Illinois. Le SNF est une forêt de 115 738 ha située dans la région centrale des bois durs des divisions naturelles ozarks et Shawnee Hills26. La forêt comprend une mosaïque de chênes/hickory à 37 %, de feuillus mixtes de 25 %, de hêtres/érables de 16 % et de 10 % de feuillus des terres dures. Le SNF est dominé par le chêne/hickory de deuxième croissance dans les secteurs xériques de upland et l'érable de sucre, le hêtre américain, et le tulipier (Tulipifera de Liriodendron)dans les vallées mésiques abritées27,28.
La sélection des sites pour cette méthode dépendra des objectifs généraux de l'étude. Par exemple, l'objectif principal de notre étude initiale était de donner un aperçu de la façon dont les changements dans la communauté des arbres pourraient influencer les organismes trophiques plus élevés en comparant les mesures de la communauté des arthropodes vivant dans le feuillage entre les communautés d'arbres adaptés aux images mésiques et les communautés d'arbres adaptés xériques. Ainsi, notre objectif principal était de quantifier la communauté des arthropodes sur les arbres individuels situés dans la communauté des arbres xériques ou mésiques. Nous avons sélectionné 22 sites d'étude le long d'un gradient dominé par le chêne/hickory (xérique) le hêtre/érable (mesic) à l'aide de cartes de couverture de support USFS (allveg2008.shp) dans ArcGIS 10.1.1. Pour éviter d'éventuels effets de confusion, nous avons sélectionné des sites en utilisant les critères suivants : non situés dans des zones riveraines, 12 ha, et situés dans un habitat forestier contigu à feuilles caduques des hautes terres (c.-à-d. élévation au-dessus de 120 m). Tous les sites contenaient des arbres matures vieux de 50 ans en terrain vallonné, comprenant ainsi des pentes et des aspects similaires. Bien que les limites des sites de hêtres et d'érables aient été distinguées en fonction de la transition des communautés d'arbres, les limites des sites de chênes et de hickory ont été identifiées artificiellement à l'aide de cartes de couverture SNF et d'ArcGIS 10.1.1. Tous les sites étaient de grands blocs forestiers à l'intérieur d'un terrain non glacié; leurs différences dans la composition des espèces d'arbres n'étaient pas dues à des différences d'emplacement dans le paysage, mais étaient représentatives de l'utilisation passée des terres (p. ex., coupes claires ou récolte sélective). Nous avons mis les cartes au sol en téléchargeant des fichiers discrets de polygonede de chaque site d'étude sur un système de positionnement global (GPS) portatif et en vérifiant la composition des espèces d'arbres. Nous avons choisi au hasard des points d'échantillonnage (n ' 5) à chaque site. À chaque point, nous avons échantillonné trois arbres de 6 h à 14 h du 23 mai au 25 juin 2014. Pour localiser des arbres échantillonnés, nous avons cherché vers l'extérieur jusqu'à un rayon de 30 m à partir des points de végétation jusqu'à ce que des arbres matures (20 cm d.b.h.) avec des branches assez basses pour être échantillonnées aient été trouvés. Typiquement, les trois arbres matures qui représentaient trois des cinq genres (Acer, Carya, Fagus, Liriodendron et Quercus) d'intérêt et étaient les plus proches du point central ont été échantillonnés.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>13 gallon garbage bags</td>
			<td>Glad</td>
			<td>78374</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aluminum rod</td>
			<td>Grainger</td>
			<td>48ku20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pruner</td>
			<td>Bartlet arborist supply</td>
			<td>pp-125b-2stick</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Telescoping pole</td>
			<td>BES</td>
			<td>TPF620</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tomato Cage</td>
			<td>Gilbert and Bennet</td>
			<td>42 inch galvanized</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a method for quantifying foliage-dwelling arthropods

Les arthropodes terrestres jouent un rôle important dans notre environnement. La quantification des arthropodes d'une manière qui permet un indice précis ou des estimations de la densité nécessite une méthode avec une forte probabilité de détection et une zone d'échantillonnage connue. Bien que la plupart des méthodes décrites fournissent une estimation qualitative ou semi-quantitative adéquate pour décrire la présence, la richesse et la diversité des espèces, peu offrent une probabilité de détection suffisamment cohérente et des zones d'échantillonnage connues ou cohérentes pour fournir un indice ou une estimation avec une précision suffisante pour détecter les différences d'abondance entre les variables environnementales, spatiales ou temporelles. Nous décrivons comment quantifier les arthropodes à feuilles en scellant les feuilles et l'extrémité des branches dans un sac, en coupant et en congelant le matériau ensaché, et en rinçant le matériau précédemment congelé dans l'eau pour séparer les arthropodes du substrat et les quantifier. Comme nous le démontrons, cette méthode peut être utilisée à l'échelle du paysage pour quantifier les arthropodes vivant aux feuilles avec une précision suffisante pour tester et décrire comment les variables spatiales, temporelles, environnementales et écologiques influencent la richesse et l'abondance des arthropodes. Cette méthode nous a permis de détecter des différences de densité, de richesse et de diversité d'arthropodes foliaires parmi 5 genres d'arbres que l'on trouve couramment dans les forêts à feuilles caduques du sud-est.

Nous avons recueilli 626 échantillons provenant de 323 arbres individuels, qui composent 5 groupes d'arbres. Pour les estimations de la biomasse totale des arthropodes par mètre de branche échantillonnée, l'erreur standard variait de 12 % à 18 % de la moyenne pour les 5 groupes d'arbres (tableau 1). Ce niveau de précision était suffisant pour détecter les variations entre les groupes d'arbres et un changement quadratique de la biomasse à la date...

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A Method for Quantifying Foliage-Dwelling Arthropods

Nous décrivons comment quantifier les arthropodes d'habitation de feuille en scellant les feuilles et l'extrémité des branches dans un sac, coupant et congelant le matériel ensaché, et en rinçant le matériel précédemment congelé dans l'eau pour séparer des arthropodes du substrat pour la quantification.

Une méthode pour quantifier les arthropodes foliage-dwelling

Terrestrial arthropods play an important role in our environment. Quantifying arthropods in a way that allows for a precise index or estimates of density ...

Le principal avantage de ce protocole est qu’il permet aux chercheurs de capturer les arthropodes volants et rampants du feuillage. Bien que nous utilisions cette technique sur les arbres, elle peut également être utilisée sur les buissons et les arbustes. Veillez à pratiquer l’ensachage rapide des branches sans perturber le feuillage afin que les arthropodes actifs n’échappent pas à la capture.Pour commencer cette procédure, utilisez des coupe-boulons, de grands coupe-fils ou un disque de broyage électrique pour enlever le tiers inférieur d’une cage de tomate métallique de 30 centimètres de sorte qu’elle mesure environ 55 centimètres de longueur. Ensuite, coupez deux broches de 50 centimètres de tubes en aluminium ou un matériau tout aussi semi-rigide à utiliser comme tiges de fixation et accolades de chaque côté de la plus grande extrémité de la cage à tomates. À 38 centimètres de l’extrémité utiliser un vice de table ou de plus grands outils de saisie tels que les serrures de canal pour plier l’accolade à un angle d’environ 30 degrés.Fixez la longue extrémité de chaque tige d’attachement aux extrémités opposées de la cage à tomates avec des attaches zippées. Utilisez du ruban adhésif ou du ruban électrique pour soutenir cette pièce jointe en vous assurant que le ruban est enroulé autour d’au moins six centimètres de la cage et de la tige. Fixez l’autre extrémité de chaque tige sur les côtés opposés de l’extrémité d’un poteau extensible avec des attaches zippées.Utilisez du ruban adhésif ou du ruban électrique pour soutenir cette pièce jointe en vous assurant d’enrouler la bande plusieurs fois et qu’elle chevauche le poteau et les tiges d’au moins six centimètres. Assurez-vous que l’ouverture de la cage est en contact avec l’extrémité du poteau télescopique lorsque la cage est fixée. Attachez ensuite la cage directement à l’extrémité du poteau à l’aide de ruban adhésif.Fixez les bandes d’attache de crochet et de boucle à deux points à l’ouverture de la cage à 90 degrés du poteau précédemment attaché. Tout d’abord, attachez deux pièces de crochet et de fixation en boucle à l’ouverture extérieure du sac afin qu’elles s’alignent avec le crochet et la fixation de boucle attachés à l’ouverture de la cage. Soyez certain que le crochet et l’attache de boucle sont alignés ainsi quand le sac est inséré et attaché l’ouverture aux cordes de traction du sac courent parallèlement au poteau télescopique.Insérez un sac à ordures de cuisine de 49 litres dans la cage à tomates métalliques. Placez trois pinces de gator réparties uniformément de chaque côté respectif du fond du sac et fixez les clips au sac et à la cage métallique de sorte que le sac soit maintenu contre la cage. Orientez le clip du gator sur l’ouverture du sac de sorte qu’il soit fixé au cordon parallèle au poteau télescopique en face de l’emplacement de la fixation du poteau.Fixez le paracord au cordon du sac le plus près du poteau. Coupez quatre morceaux de tube en plastique ou en caoutchouc dur en quatre sections centimètres et fixez-les à quatre endroits avec du ruban adhésif ou du ruban électrique. Il faut d’abord placer sur la partie étendante du poteau à environ 0,5 mètre de l’extrémité du poteau le plus proche de la cage à tomates.Les trois autres devraient être placés équidistance le long de la section inférieure du poteau s’étendant à partir d’environ cinq centimètres du haut de la section inférieure. Enfiler l’extrémité du paracord qui n’est pas fixé au sac à travers le tube en plastique. Après cette course, les deux cordes paracord ensemble à travers les inserts de tubes en plastique pour le maintenir en place.Pour chaque arbre échantillonné, utilisez un générateur de nombres aléatoires pour sélectionner une hauteur d’échantillon qui se trouve à l’intérieur de la hauteur du poteau d’extension lorsqu’il est étendu à la longueur maximale. Utilisez le générateur de nombres aléatoires pour sélectionner une distance d’échantillon du tronc d’arbre et identifier une branche qui s’insérera dans le sac avec une perturbation minimale du feuillage. Et est la hauteur appropriée et la distance du tronc en fonction des nombres générés.Élever le poteau d’échantillonnage à une hauteur parallèle à la branche désirée. Faites glisser rapidement le sac sur la branche, puis tirez rapidement les cordes paracord qui sont fixées aux cordons pour sceller le sac. Demande à une deuxième personne d’utiliser l’élagueur du poteau d’extension pour couper la branche à l’endroit adjacent à l’ouverture du sac.Ensuite, apportez soigneusement le sac d’échantillon au sol et attachez rapidement les cordons du sac fermés. Conserver la branche en sac dans un congélateur jusqu’à ce qu’elle soit prête à effectuer l’analyse des arthropodes de laboratoire. Tenez le sac congelé et branchez-le droit et secouez la branche de l’échantillon pendant qu’il est dans le sac pour déloger les arthropodes dans le sac.Retirez soigneusement la branche du sac et rincez-la dans une grande casserole de collecte pour enlever les arthropodes restants. Ensuite, videz le matériel restant dans le sac dans la casserole de collecte et retirez les débris non arthropodes. Séparez les arthropodes en groupes taxonomiques désirés.Notant les différences entre les larves et les adultes. Quantifier les arthropodes comme vous le souhaitez. Si la biomasse est d’intérêt, mesurez la longueur des arthropodes et utilisez le tableau de masse de longueur publié pour estimer la biomasse.Remplacer les arthropodes dans de petites casseroles de séchage. Sécher au four à séchage pendant 24 heures à 45 degrés Celsius et peser sur un équilibre électronique. Séchez les feuilles dans un four à séchage pendant 48 heures à 45 degrés Celsius et pesez-les sur un équilibre électronique.Ou mesurer la longueur de toutes les branches ligneuses de l’échantillon. Dans une étude représentative, 626 échantillons sont prélevés sur 323 arbres individuels qui composaient cinq groupes d’arbres. Pour les estimations de la biomasse totale des arthropodes par mètre de branche échantillonnée, l’erreur standard varie de 12 % à 18 % de la moyenne des cinq groupes d’arbres.Ce niveau de précision est suffisant pour détecter la variation entre les groupes d’arbres dans un changement quadratique de la biomasse par date. Cette technique fournit plus de précision lors de l’estimation de la diversité des guildes, comme en témoigne l’erreur standard de diversité des guildes d’arthropodes allant de 3 % à 7 % de la diversité moyenne entre les cinq groupes d’arbres. La précision à ce niveau est suffisante pour détecter les variations entre les cinq groupes d’arbres.La précision des estimations de la richesse est également très précise, comme en témoignent les erreurs standard qui allaient de 3 % à 7 % de la richesse moyenne des cinq groupes d’arbres. Ce niveau de précision est suffisant pour identifier les variations entre les groupes d’arbres. Une association quadratique avec la dard, une diminution de la richesse avec la hauteur sur l’arbre, et une relation positive entre la richesse des arthropodes et la distance par rapport au tronc d’arbre.Assurez-vous d’enfermer rapidement la branche sans déranger le feuillage pour vous assurer que les arthropodes actifs n’échappent pas à la capture.

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Research

JoVE Journal

Environment

A Simple Method for Automated Solid Phase Extraction of Water Samples for Immunological Analysis of Small Pollutants

A new method for solid phase extraction (SPE) of environmental water samples is proposed. The developed prototype is cost-efficient and user friendly, and enables to perform rapid, automated and simple SPE. The pre-concentrated solution is compatible with analysis by immunoassay, with a low organic solvent content. A method is described for the extraction and pre-concentration of natural hormone 17&#946;-estradiol in 100 ml water samples. Reverse phase SPE is performed with octadecyl-silica sorbent and elution is done with 200 &#181;l of methanol 50% v/v. Eluent is diluted by adding di-water to lower the amount of methanol. After preparing manually the SPE column, the overall procedure is performed automatically within 1 hr. At the end of the process, estradiol concentration is measured by using a commercial enzyme-linked immune-sorbent assay (ELISA). 100-fold pre-concentration is achieved and the methanol content in only 10% v/v. Full recoveries of the molecule are achieved with 1 ng/L spiked de-ionized and synthetic sea water samples.

A protocol for the extraction and pre-concentration of estradiol from water samples by using an automated and miniaturized system is presented.

Une méthode simple pour l&#39;extraction des échantillons d&#39;eau automatisée en phase solide pour immunologique analyse des petits polluants

A new method for solid phase extraction (SPE) of environmental water samples is proposed. The developed prototype is cost-efficient and user friendly, and ...

Recherche

Environnement

Administering and Detecting Protein Marks on Arthropods for Dispersal Research

Monitoring arthropod movement is often required to better understand associated population dynamics, dispersal patterns, host plant preferences, and other ecological interactions. Arthropods are usually tracked in nature by tagging them with a unique mark and then re-collecting them over time and space to determine their dispersal capabilities. In addition to actual physical tags, such as colored dust or paint, various types of proteins have proven very effective for marking arthropods for ecological research. Proteins can be administered internally and/or externally. The proteins can then be detected on recaptured arthropods with a protein-specific enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA). Here we describe protocols for externally and internally tagging arthropods with protein. Two simple experimental examples are demonstrated: (1) an internal protein mark introduced to an insect by providing a protein-enriched diet and (2) an external protein mark topically applied to an insect using a medical nebulizer. We then relate a step-by-step guide of the sandwich and indirect ELISA methods used to detect protein marks on the insects. In this demonstration, various aspects of the acquisition and detection of protein markers on arthropods for mark-release-recapture, mark-capture, and self-mark-capture types of research are discussed, along with the various ways that the immunomarking procedure has been adapted to suit a wide variety of research objectives.

Proteins are often used to mark arthropods for dispersal research. Methods for administering internal and external protein marks on arthropods are demonstrated. Protein mark detection techniques, either through indirect or sandwich enzyme-linked immunosorbent assays (ELISAs), are also illustrated.

Administrer et détecter des marques de protéines sur les arthropodes pour la dispersion de la recherche

Monitoring arthropod movement is often required to better understand associated population dynamics, dispersal patterns, host plant preferences, and other ...

Alternative Method of Removing Otoliths from Sturgeon

Extracting the otoliths (ear bones) from fish that have very thick skulls can be difficult and very time consuming. The common practice of making a transverse vertical incision on the top of the skull with a hand or electrical saw may damage the otolith if not performed correctly. Sturgeons (Acipenseridae) are one family in particular that have a very large and thick skull. A new laboratory method entering the brain cavity from the ventral side of the fish to expose the otoliths was easier than other otolith extraction methods found in the literature. Methods reviewed in the literature are designed for the field and are more efficient at processing large quantities of fish quickly. However, this new technique was designed to be more suited for a laboratory setting when time is not pressing and successful extraction from each specimen is critical. The success of finding and removing otoliths using this technique is very high and does not compromise the structure in any manner. This alternative technique is applicable to other similar fish species for extracting the otoliths.

The goal of the protocol is to show an effective method to extract the otoliths from sturgeon carcasses.

Méthode alternative de Retrait otolithes de Sturgeon

Extracting the otoliths (ear bones) from fish that have very thick skulls can be difficult and very time consuming. The common practice of making a ...

Modification and Application of a Leaf Blower-vac for Field Sampling of Arthropods

Rice fields host a large diversity of arthropods, but investigating their population dynamics and interactions is challenging. Here we describe the modification and application of a leaf blower-vac for suction sampling of arthropod populations in rice. When used in combination with an enclosure, application of this sampling device provides absolute estimates of the populations of arthropods as numbers per standardized sampling area. The sampling efficiency depends critically on the sampling duration. In a mature rice crop, a two-minute sampling in an enclosure of 0.13 m2 yields more than 90% of the arthropod population. The device also allows sampling of arthropods dwelling on the water surface or the soil in rice paddies, but it is not suitable for sampling fast flying insects, such as predatory Odonata or larger hymenopterous parasitoids. The modified blower-vac is simple to construct, and cheaper and easier to handle than traditional suction sampling devices, such as D-vac. The low cost makes the modified blower-vac also accessible to researchers in developing countries.

Assessment of arthropod abundance in crops is critical for investigating population dynamics and species interactions. Here we describe the modification and application of a leaf blower-vac for suction sampling of arthropods in rice.

Modification et application d&#39;une feuille Souffleur-vac pour échantillonnage sur le terrain des arthropodes

Rice fields host a large diversity of arthropods, but investigating their population dynamics and interactions is challenging. Here we describe the ...

Reliable Method for Assessing Seed Germination, Dormancy, and Mortality under Field Conditions

We describe techniques for approximating seed bank dynamics over time using Helianthus annuus as an example study species. Strips of permeable polyester fabric and glue can be folded and glued to construct a strip of compartments that house seeds and identifying information, while allowing contact with soil leachate, water, microorganisms, and ambient temperature. Strips may be constructed with a wide range of compartment numbers and sizes and allow the researcher to house a variety of genotypes within a single species, different species, or seeds that have experienced different treatments. As opposed to individual seed packets, strips are more easily retrieved as a unit. While replicate packets can be included within a strip, different strips can act as blocks or can be retrieved at different times for observation of seed behavior over time. We used a high temperature glue gun to delineate compartments and sealed the strips once the seed and tags identifying block and removal times were inserted. The seed strips were then buried in the field at the desired depth, with the location marked for later removal. Burrowing animal predators were effectively excluded by use of a covering of metal mesh hardware cloth on the soil surface. After the selected time interval for burial, strips were dug up and seeds were assessed for germination, dormancy and mortality. While clearly dead seeds can often be distinguished from ungerminated living ones by eye, dormant seeds were conclusively identified using a standard Tetrazolium chloride colorimetric test for seed viability.

Here we present a protocol for assessing seed survivorship, germination and dormancy under field conditions using buried, labeled seed strips and tetrazolium chloride (TZ) viability testing.

Reliable Méthode d&#39;évaluation de la germination des graines, dormance, et la mortalité sous conditions de terrain

We describe techniques for approximating seed bank dynamics over time using Helianthus annuus as an example study species. Strips of permeable polyester ...

Protocols for Quantifying Transferable Pesticide Residues in Turfgrass Systems

Plant canopies in established turfgrass systems can intercept an appreciable amount of sprayed pesticides, which can be transferred through various routes onto humans. For this reason, transferable pesticide residue experiments are required for registration and re-registration by the United States Environmental Protection Agency (USEPA). Although such experiments are required, limited specificity is required pertaining to experimental approach. Experimental approaches used to assess pesticide transfer to humans including hand wiping with cotton gloves, modified California roller (moving a roller of known mass over cotton cloth) and soccer ball roll (ball wrapped with sorbent strip) over three treated turfgrass species (creeping bentgrass, hybrid bermudagrass and tall fescue maintained at 0.4, 5 and 9 cm, respectively) are presented. The modified California roller is the most extensively utilized approach to date, and is best suited for use at low mowing heights due to its reproducibility and large sampling area. The soccer ball roll is a less aggressive transfer approach; however, it mimics a very common occurrence in the most popular international sport, and has many implications for nondietary pesticide exposure from hand-to-mouth contact. Additionally, this approach may be adjusted for other athletic activities with limited modification. Hand wiping is the best approach to transfer pesticides at higher mowing heights, as roller-based approaches can lay blades over; however, it is more subjective due to more variable sampling pressure. Utility of these methods across turfgrass species is presented, and additional considerations to conduct transferable pesticide residue research in turfgrass systems are discussed.

Transferable pesticide residue experiments in turfgrass systems are integral components of human risk exposure assessments. Experimental approaches to measure transferable residues should be adjusted to the human interaction of interest and turfgrass system dynamics. Three transferable pesticide residue protocols are presented and the suitability across three turfgrass systems is discussed.

Les protocoles de quantification des résidus de pesticides transférables dans les systèmes gazons

Plant canopies in established turfgrass systems can intercept an appreciable amount of sprayed pesticides, which can be transferred through various routes ...

Development of New Methods for Quantifying Fish Density Using Underwater Stereo-video Tools

The use of video camera systems in ecological studies of fish continues to gain traction as a viable, non-extractive method of measuring fish lengths and estimating fish abundance. We developed and implemented a rotating stereo-video camera tool that covers a full 360 degrees of sampling, which maximizes sampling effort compared to stationary camera tools. A variety of studies have detailed the ability of static, stereo-camera systems to obtain highly accurate and precise measurements of fish; the focus here was on the development of methodological approaches to quantify fish density using rotating camera systems. The first approach was to develop a modification of the metric MaxN, which typically is a conservative count of the minimum number of fish observed on a given camera survey. We redefine MaxN to be the maximum number of fish observed in any given rotation of the camera system. When precautions are taken to avoid double counting, this method for MaxN may more accurately reflect true abundance than that obtained from a fixed camera. Secondly, because stereo-video allows fish to be mapped in three-dimensional space, precise estimates of the distance-from-camera can be obtained for each fish. By using the 95% percentile of the observed distance from camera to establish species-specific areas surveyed, we account for differences in detectability among species while avoiding diluting density estimates by using the maximum distance a species was observed. Accounting for this range of detectability is critical to accurately estimate fish abundances. This methodology will facilitate the integration of rotating stereo-video tools in both applied science and management contexts.

We describe a new method for counting fishes, and estimating relative abundance (MaxN) and fish density using rotating stereo-video camera systems. We also demonstrate how to use distance from camera (Z distance) to estimate species-specific detectability.

Développement de nouvelles méthodes de quantification de la densité des poissons à l’aide d’outils de stéréo-vidéo sous-marine

The use of video camera systems in ecological studies of fish continues to gain traction as a viable, non-extractive method of measuring fish lengths and ...

A Novel Method for the Pentosan Analysis Present in Jute Biomass and Its Conversion into Sugar Monomers Using Acidic Ionic Liquid

Recently, ionic liquids (ILs) are used for biomass valorization into valuable chemicals because of their remarkable properties such as thermal stability, lower vapor pressure, non-flammability, higher heat capacity, and tunable solubility and acidity. Here, we demonstrate a method for the synthesis of C5 sugars (xylose and arabinose) from the pentosan present in jute biomass in a one-pot process by utilizing a catalytic amount of Br&#248;nsted acidic 1-methyl-3-(3-sulfopropyl)-imidazolium hydrogen sulfate IL. The acidic IL is synthesized in the lab and characterized using NMR spectroscopic techniques for understanding its purity. The various properties of BAIL are measured such as acid strength, thermal and hydrothermal stability, which showed that the catalyst is stable at a higher temperature (250 &#176;C) and possesses very high acid strength (Ho 1.57). The acidic IL converts over 90% of pentosan into sugars and furfural. Hence, the presenting method in this study can also be employed for the evaluation of pentosan concentration in other kinds of lignocellulosic biomass.

We present a protocol for the synthesis of C5 sugars (xylose and arabinose) from a renewable non-edible lignocellulosic biomass (i.e., jute) with the presence of Br&#248;nsted acidic ionic liquids (BAILs) as the catalyst in water. The BAILs catalyst exhibited better catalytic performance than conventional mineral acid catalysts (H2SO4 and HCl).

Une nouvelle méthode pour l’analyse de pentosane présente dans la biomasse Jute et sa transformation en monomères de sucre à l’aide d’acide liquide ionique

Recently, ionic liquids (ILs) are used for biomass valorization into valuable chemicals because of their remarkable properties such as thermal stability, ...

Quantifying Plant Soluble Protein and Digestible Carbohydrate Content, Using Corn (Zea mays) As an Exemplar

Elemental data are commonly used to infer plant quality as a resource to herbivores. However, the ubiquity of carbon in biomolecules, the presence of nitrogen-containing plant defensive compounds, and variation in species-specific correlations between nitrogen and plant protein content all limit the accuracy of these inferences. Additionally, research focused on plant and/or herbivore physiology require a level of accuracy that is not achieved using generalized correlations. The methods presented here offer researchers a clear and rapid protocol for directly measuring plant soluble proteins and digestible carbohydrates, the two plant macronutrients most closely tied to animal physiological performance. The protocols combine well characterized colorimetric assays with optimized plant-specific digestion steps to provide precise and reproducible results. Our analyses of different sweet corn tissues show that these assays have the sensitivity to detect variation in plant soluble protein and digestible carbohydrate content across multiple spatial scales. These include between-plant differences across growing regions and plant species or varieties, as well as within-plant differences in tissue type and even positional differences within the same tissue. Combining soluble protein and digestible carbohydrate content with elemental data also has the potential to provide new opportunities in plant biology to connect plant mineral nutrition with plant physiological processes. These analyses also help generate the soluble protein and digestible carbohydrate data needed to study nutritional ecology, plant-herbivore interactions and food-web dynamics, which will in turn enhance physiology and ecological research.

Quantifying Plant Soluble Protein and Digestible Carbohydrate Content, Using Corn Zea mays As an Exemplar

The protocols described herein provide a clear and approachable methodology for measuring soluble protein and digestible (non-structural) carbohydrate content in plant tissues. The ability to quantify these two plant macronutrients has significant implications for advancing the fields of plant physiology, nutritional ecology, plant-herbivore interactions and food-web ecology.

Quantification des protéines solubles végétales et glucides digestibles contenu, à l’aide de maïs (Zea mays) As an Exemplar

Elemental data are commonly used to infer plant quality as a resource to herbivores. However, the ubiquity of carbon in biomolecules, the presence of ...

Design and Use of an Apparatus for Quantifying Bivalve Suspension Feeding at Sea

As shellfish aquaculture moves from coastal embayments and estuaries to offshore locations, the need to quantify ecosystem interactions of farmed bivalves (i.e., mussels, oysters, and clams) presents new challenges. Quantitative data on the feeding behavior of suspension-feeding mollusks is necessary to determine important ecosystem interactions of offshore shellfish farms, including their carrying capacity, the competition with the zooplankton community, the availability of trophic resources at different depths, and the deposition to the benthos. The biodeposition method is used to quantify feeding variables in suspension-feeding bivalves in a natural setting and represents a more realistic proxy than laboratory experiments. This method, however, relies upon a stable platform to satisfy the requirements that water flow rates supplied to the shellfish remain constant and the bivalves are undisturbed. A flow-through device and process for using the biodeposition method to quantify the feeding of bivalve mollusks were modified from a land-based format for shipboard use by building a two-dimensional gimbal table around the device. Planimeter data reveal a minimal pitch and yaw of the chambers containing the test shellfish despite boat motion, the flow rates within the chambers remain constant, and operators are able to collect the biodeposits (feces and pseudofeces) with sufficient consistency to obtain accurate measurements of the bivalve clearance, filtration, selection, ingestion, rejection, and absorption at offshore shellfish aquaculture sites.

A flow-through device for using the biodeposition method to quantify filtration and feeding behavior of bivalve mollusks was modified for shipboard use. A two-dimensional gimbal table built around the device isolates the apparatus from boat motion, thereby allowing the accurate quantification of bivalve filtration variables at offshore shellfish aquaculture sites.

Conception et utilisation d’un appareil pour quantifier la Suspension Bivalve alimentation en mer

As shellfish aquaculture moves from coastal embayments and estuaries to offshore locations, the need to quantify ecosystem interactions of farmed bivalves ...