Name: a method for quantifying foliage-dwelling arthropods
Uploaded: 2019-10-20T13:30:00
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Die Autoren danken dem U.S. Department of Agriculture Forest Service für die Finanzierung dieses Projekts durch das USFS-Abkommen 13-CS-11090800-022. Wir danken J. Suda, W. Holland und anderen für die Laborunterstützung und R. Richards für die Unterstützung vor Ort.

1. Erstellen der Probenahmevorrichtung vor dem Gang zum Feld
<ol><li>Entfernen Sie mit Bolzenschneidern, großen Drahtschneidern oder einer elektrischen Schleifscheibe den unteren 1/3 des 30 cm Drahttomatenkäfigs, so dass er ca. 55 cm lang ist.</li>
	<li>Schneiden Sie zwei, 50 cm Langebchen aus Aluminium oder ähnlich halbstarren Materialien, um sie als Befestigungsstäbe und Zahnspangen auf jeder Seite des größten Endes des Tomatenkäfigs zu verwenden. Verwenden Sie 38 cm vom Ende entfernt ein Tisch-Laster oder ein...

Zwei Notwendigkeiten der genau quantifizierenden Arthropodengemeinschaften sind relativ hohe Nachweiswahrscheinlichkeiten und bekannte oder konsistente Probenahmebereiche. Bei der Probenahme für Arthropoden kann die Erkennungswahrscheinlichkeit von weniger als 100 % entweder auf einzelne Arthropoden zurückgeführt werden, die Fallen vermeiden, oder auf einige Personen, die während der Verarbeitung unentdeckt waren. Abfangfallen, die fliegende Arthropoden abfangen (Malaise/Fensterfallen, Klebrige Fallen usw.) scheinen ...

Terrestrische Arthropoden spielen eine wichtige Rolle in unserem Ökosystem. Neben wissenschaftlichem Interesse können Arthropoden sowohl schädlich als auch nutzbringend für Kulturen, Gartenbaupflanzen und natürliche Vegetation sein und eine wichtige trophische Funktion in Nahrungsbahnen bieten. Daher ist das Verständnis der Faktoren, die die Entwicklung und Fülle von Arthropoden beeinflussen, von entscheidender Bedeutung für Landwirte, Schädlingsbekämpfungsmanager, Pflanzenbiologen, Entomologen, Wildtierökologen und Naturschutzbiologen, die die Dynamik der Gemeinschaft untersuchen und insektenfressende Organismen zu bewirtschaften. Um Faktoren zu verstehen, die Arthropodengemeinschaften und Überfluss beeinflussen, müssen oft Individuen erfasst werden. Erfassungstechniken können im Allgemeinen in qualitative Techniken kategorisiert werden, die nur das Vorhandensein einer Art für Schätzungen des Artenreichtums, des Reichtums und der Vielfalt oder semiquantitative und quantitative Techniken, die einen Index oder eine Schätzung der Häufigkeit und Dichte von Individuen innerhalb einer taxonomischen Gruppe.
Qualitative Techniken, die nur Rückschlüsse auf das Vorhandensein einer Art oder Gemeinschaftsstruktur zulassen, haben eine unbekannte oder an sich geringe Nachweiswahrscheinlichkeit oder fehlen nicht, um Rückschlüsse auf die Nachweiswahrscheinlichkeit und die Größe der beprobten Fläche zu liefern. Da die Erkennungswahrscheinlichkeit mit diesen Techniken gering ist, schließt die mit der Detektion verbundene Variabilität eine angemessene Genauigkeit aus, um zu ableiten, wie erklärende Variablen die Meter der Arthropodenpopulation beeinflussen. Qualitative Techniken zur Schätzung der Anwesenheit sind Saugprobenahme1, Lichtfallen2, Emergenzfallen3, Fütterungsmuster auf Wurzeln4, Solerohre5, Köder6, Pheromon3, Fallfallfallen fallen 7, Malaise Fallen8, Fensterfallen9, Saugfallen10, Schlagschalen11, Spinnennetze12, Blattminen, frass13, Arthropoden Gallen14, Vegetation und Wurzelschaden15 .
Alternativ ermöglichen semiquantitative und quantitative Techniken es den Forschern, ein bestimmtes Probengebiet zu schätzen oder zumindest konsequent zu beproben und die Nachweiswahrscheinlichkeit zu schätzen oder anzunehmen, dass die Nachweiswahrscheinlichkeit nicht gerichtet und angemessen ist, verschleiern Sie die Fähigkeit des Forschers, räumliche oder zeitliche Variationen in Hülle und Fülle zu erkennen. Semiquantitative und quantitative Techniken umfassen Kehrnetze16, Saug- oder Vakuumprobenahme17, systematische Zählung sichtbarer Arthropoden18, Klebrige Fallen19, verschiedene Topffallen20, Eingang oder Emergent Löcher21, chemische Knockdown22, klebrige und Wasser gefülltE Farbfallen23, und Zweig Bagging und Clipping24.
Die jüngsten anthropogen-induzierten Veränderungen der Klima- und Störungsregime haben zu dramatischen Veränderungen in pflanzengemeinschaften geführt, wodurch Wechselwirkungen zwischen pflanzengemeinschaftlichen Arten und Arthropodengemeinschaften zu einem aktiven Untersuchungsgebiet werden. Zu verstehen, wie sich Arthropodengemeinschaften mit der Zusammensetzung von Pflanzenarten unterscheiden, ist eine entscheidende Komponente, um die potenziellen wirtschaftlichen und ökologischen Auswirkungen von Veränderungen in Pflanzengemeinschaften zu verstehen. Es sind semiquantitative oder quantitative Methoden zur Quantifizierung des Gliederfüßerüberflusses mit ausreichender Präzision erforderlich, um Unterschiede zwischen Pflanzenarten zu erkennen. In diesem Artikel beschreiben wir eine Methode zur Indexierung von Laub-Wohnarthropoden, die mit angemessenem Aufwand eine angemessene Präzision lieferten, um Unterschiede in der individuellen Fülle und Biomasse, Vielfalt und Reichtum zwischen 5 Taxa von Bäumen zu identifizieren, die häufig in die südöstlichen Laubwälder Nordamerikas25. Dieser Ansatz bot eine Präzision, die für die Schätzung des Überflusses ausreichte, um Rückschlüsse darauf zu ziehen, wie Veränderungen in der Artenzusammensetzung von Waldpflanzengemeinschaften aufgrund anthropisch modifizierter Störungsregime die Zusammensetzung von Arthropoden beeinflussen, Beeinflussung des Überflusses und der Verbreitung von höherer trophischer insektenfressender Vogel- und Säugetiere. Genauer gesagt, durch die Verwendung einer modifizierten Absacktechnik zuerst beschrieben von Crossley et al.24, schätzten wir die Dichte der Oberfläche, Laub-Wohnung Arthropoden und testete die Vorhersage, dass wir Unterschiede in Derartithe, Reichtum und Fülle von Arthropoden im Laub der schneller wachsenden mehr xeric Arten von Bäumen im Vergleich zu langsamer wachsenden mehr mesischen Arten. Das Ziel dieses Artikels ist es, detaillierte Anweisungen der Technik zur Verfügung zu stellen.
Wir führten die Studie über den Shawnee National Forest (SNF) im Süden Illinoiss durch. Der SNF ist ein 115.738 ha großer Wald in der Region Central Hardwoods der Ozarks und Shawnee Hills Natural Divisions26. Der Wald besteht aus einem Mosaik aus 37% Eichen-/Hickory-, 25% Gemischt-Upland-Laubhölzern, 16% Buchen/Ahorn und 10% Bodenlaub. Der SNF wird dominiert von zweiten Wachstum Eiche/Hickory in Upland xeric Bereiche und Zuckerahorn, amerikanische Buche und Tulpenbaum (Liriodendron tulipifera) in geschützten Mesic Täler27,28.
Die Standortauswahl für diese Methode hängt von den übergeordneten Zielen der Studie ab. So bestand das Hauptziel unserer ursprünglichen Studie darin, Einen Einblick zu geben, wie Veränderungen in der Baumgemeinschaft höhere trophische Organismen beeinflussen könnten, indem die Metriken der laubbewohnenden Arthropoden-Gemeinschaft zwischen mesischen und xeric angepassten Baumgemeinschaften verglichen werden. Unser primäres Ziel war es daher, die Arthropodengemeinschaft auf einzelnen Bäumen innerhalb der Xeric- oder Mesikbaumgemeinschaft zu quantifizieren. Wir wählten 22 Studienplätze entlang einer Eiche/Hickory (xeric) bis Buche/Ahorn (mesic) dominierten Gradienten mit USFS Standabdeckungkarten (allveg2008.shp) in ArcGIS 10.1.1. Um mögliche Störeffekte zu vermeiden, wählten wir Standorte nach den folgenden Kriterien aus: nicht in Denrainergebieten, 12 ha, und innerhalb zusammenhängender Hochland-Laubwald-Lebensräume (d. h. Höhe über 120 m). Alle Standorte enthielten reife Bäume >50 Jahre alt in hügeligem Gelände, so dass ähnliche Hänge und Aspekte enthalten. Während die Grenzen der Buchen/Ahorn-Standorte anhand des Übergangs von Baumgemeinschaften unterschieden wurden, wurden Eichen-/Hickory-Standortgrenzen künstlich anhand von SNF-Deckkarten und ArcGIS 10.1.1 identifiziert. Alle Standorte waren große Waldblöcke in unvergletschertem Gelände; ihre Unterschiede in der Zusammensetzung der Baumarten waren nicht auf unterschiedliche Standortlagen in der Landschaft zurückzuführen, sondern repräsentativ für die frühere Landnutzung (z. B. klare Schnitte oder selektive Ernte). Wir haben die Karten geerdet, indem wir diskrete Polygon-Shapefiles jedes Studienortes in ein Handheld Global Positioning System (GPS) hochgeladen und die Zusammensetzung der Baumarten überprüft haben. Wir haben stichprobenartig (n = 5) an jedem Standort ausgewählt. An jedem Punkt haben wir vom 23. Mai bis zum 25. Juni 2014 drei Bäume von 0600 bis 1400 Stunden beprobt. Um Probenbäume zu lokalisieren, suchten wir nach außen zu einem 30 m Radius von Vegetationspunkten, bis reife Bäume (>20 cm d.b.h.) mit Ästen gefunden wurden, die niedrig genug für die Probe waren. Typischerweise wurden die drei reifen Bäume, die drei der fünf Gattungen (Acer, Carya, Fagus, Liriodendron und Quercus) von Interesse darstellten und dem Mittelpunkt am nächsten waren, beprobt.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>13 gallon garbage bags</td>
			<td>Glad</td>
			<td>78374</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aluminum rod</td>
			<td>Grainger</td>
			<td>48ku20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pruner</td>
			<td>Bartlet arborist supply</td>
			<td>pp-125b-2stick</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Telescoping pole</td>
			<td>BES</td>
			<td>TPF620</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tomato Cage</td>
			<td>Gilbert and Bennet</td>
			<td>42 inch galvanized</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a method for quantifying foliage-dwelling arthropods

Terrestrische Arthropoden spielen eine wichtige Rolle in unserer Umwelt. Die Quantifizierung von Arthropoden in einer Weise, die einen präzisen Index oder Schätzungen der Dichte ermöglicht, erfordert eine Methode mit hoher Nachweiswahrscheinlichkeit und einem bekannten Probenahmegebiet. Während die meisten beschriebenen Methoden eine qualitative oder semiquantitative Schätzung liefern, die für die Beschreibung von Artenpräsenz, Reichtum und Vielfalt geeignet ist, bieten nur wenige eine ausreichend konsistente Nachweiswahrscheinlichkeit und bekannte oder konsistente Probenahmegebiete, um einen Index oder eine Schätzung mit ausreichender Genauigkeit, um Unterschiede in der Häufigkeit zwischen Umgebungs-, Räum- oder Zeitvariablen zu erkennen. Wir beschreiben, wie Blattbewohnende Arthropoden quantifizieren, indem man die Blätter und das Ende der Zweige in einem Beutel versiegelt, das verpackte Material schneidet und einfriert und das zuvor gefrorene Material in Wasser spült, um Arthropoden vom Substrat zu trennen und zu quantifizieren. Wie wir zeigen, kann diese Methode auf einer Landschaftsskala verwendet werden, um Blattbehausende Arthropoden mit ausreichender Präzision zu quantifizieren, um zu testen und zu beschreiben, wie räumliche, zeitliche, ökologische und ökologische Variablen Dendurchreich und Überfluss der Arthropoden beeinflussen. Diese Methode ermöglichte es uns, Unterschiede in der Dichte, dem Reichtum und der Vielfalt der Blattbewohnenden Arthropoden zwischen 5 Gattungen von Bäumen zu erkennen, die häufig in südöstlichen Laubwäldern zu finden sind.

Wir sammelten 626 Proben von 323 einzelnen Bäumen, die 5 Baumgruppen zusammenstellen. Bei Schätzungen der gesamten Arthropodenbiomasse pro Meter der beprobten Astmenge lag der Standardfehler zwischen 12 % und 18 % des Mittelwerts für die 5 Baumgruppen (Tabelle 1). Diese Genauigkeit war ausreichend, um Variationen zwischen Baumgruppen und eine quadratische Veränderung der Biomasse mit Datum25zu erkennen. Diese Technik lieferte mehr Präzision be...

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A Method for Quantifying Foliage-Dwelling Arthropods

Wir beschreiben, wie BlattbehausungShropoden quantifiziert werden, indem die Blätter und das Ende der Zweige in einem Beutel versiegelt, das verpackte Material abgeschnitten und eingefroren und das zuvor gefrorene Material in Wasser entspült wird, um Arthropoden zur Quantifizierung vom Substrat zu trennen.

Eine Methode zur Quantifizierung von Laub-Behausungs-Arthropoden

Terrestrial arthropods play an important role in our environment. Quantifying arthropods in a way that allows for a precise index or estimates of density ...

Der Hauptvorteil dieses Protokolls ist, dass es Forschern ermöglicht, sowohl fliegende als auch kriechende Arthropoden aus dem Laub zu erfassen. Obwohl wir diese Technik auf Bäumen verwenden, kann sie auch auf Büschen und Sträuchern verwendet werden. Achten Sie darauf, das Absacken von Ästen schnell zu üben, ohne das Laub zu stören, damit aktive Arthropoden nicht der Gefangennahme entgehen.Um dieses Verfahren zu beginnen, verwenden Sie Bolzenschneider, große Drahtschneider oder eine elektrische Schleifscheibe, um das untere Drittel eines 30 Zentimeter großen Drahttomatenkäfigs zu entfernen, so dass es etwa 55 Zentimeter lang ist. Schneiden Sie dann zwei 50-Zentimeter-Zahnspangen aus Aluminiumrohren oder einem ähnlich halbstarren Material, um sie als Befestigungsstäbe und Zahnspangen auf jeder Seite des größten Endes des Tomatenkäfigs zu verwenden. Verwenden Sie 38 Zentimeter vom Ende entfernt einen Tisch-Laster oder größere Greifwerkzeuge wie Kanalschlösser, um die Klammer auf einen Winkel von etwa 30 Grad zu biegen.Befestigen Sie das lange Ende jeder Befestigungsstange an entgegengesetzten Enden des Tomatenkäfigs mit Reißverschlüssen. Verwenden Sie entweder Kanalband oder Elektrisches Band, um diese Befestigung zu unterstützen, um sicherzustellen, dass das Band um mindestens sechs Zentimeter des Käfigs und der Stange gewickelt ist. Befestigen Sie das andere Ende jeder Stange an gegenüberliegenden Seiten des Endes eines ausziehbaren Pfostens mit Reißverschlussbindern.Verwenden Sie entweder Kanalband oder elektrisches Band, um diese Befestigung zu unterstützen, um sicherzustellen, dass das Band mehrmals umwickelt wird und dass es den Pol und die Stäbe um mindestens sechs Zentimeter überlappt. Stellen Sie sicher, dass die Öffnung des Käfigs mit dem Ende des Teleskopmasts in Berührung kommt, wenn der Käfig befestigt ist. Dann befestigen Sie den Käfig direkt am Ende der Stange mit Klebeband.Befestigen Sie Haken- und Schlaufelstreifen an zwei Stellen an der Öffnung des Käfigs um 90 Grad vom zuvor angebrachten Pol. Befestigen Sie zunächst zwei Haken- und Schlaufeanhänge an der äußeren Öffnung des Beutels, so dass sie sich an der Ankausung des Käfigs an der Haken- und Schlaufe ausrichten. Achten Sie darauf, dass der Haken- und Schlaufenverschluss so ausgerichtet ist, dass, wenn der Beutel eingelegt und die Öffnung an den Zugsaiten der Tasche befestigt wird, parallel zum Teleskoppol verläuft.Legen Sie einen 49-Liter-Küchenmüllbeutel in den Drahttomatenkäfig. Legen Sie drei Gator-Clips gleichmäßig auf jeder Seite der Unterseite der Tasche verteilt und befestigen Sie die Clips sowohl an der Tasche als auch am Drahtkäfig, so dass die Tasche gegen den Käfig gehalten wird. Richten Sie den Gatorclip an der Beutelöffnung so aus, dass er parallel zum Teleskoppol gegenüber der Position des Polaufsatzes am Kordelzug befestigt ist.Befestigen Sie Paracord am Kordelzug der Tasche, der dem Pfosten am nächsten liegt. Schneiden Sie vier Stück Kunststoff- oder Hartgummischläuche in vier Zentimeter Abschnitte und befestigen Sie sie an vier Stellen mit Klebeband oder Elektroband. Zuerst sollte auf dem sich ausdehnenden Teil des Pols etwa 0,5 Meter vom Ende des Pols in der Nähe des Tomatenkäfigs platziert werden.Die restlichen drei sollten äquidistance entlang des unteren Abschnitts der Verlängerung Stange ab etwa fünf Zentimeter von der Oberseite des unteren Abschnitts platziert werden. Fädeln Sie das Ende der Paracord, die nicht an der Tasche durch die Kunststoffschläuche befestigt ist. Danach laufen beide Paracord-Strings zusammen durch die Kunststoffschlaucheinsätze, um sie an Ort und Stelle zu halten.Verwenden Sie für jeden Stichprobenbaum einen Zufallszahlengenerator, um eine Stichprobenhöhe auszuwählen, die sich innerhalb der Höhe des Verlängerungspols befindet, wenn sie bei maximaler Länge verlängert wird. Verwenden Sie den Zufallszahlengenerator, um einen Stichprobenabstand vom Baumstamm auszuwählen und einen Ast zu identifizieren, der mit minimalen Laubstörungen in den Beutel passt. Und ist die richtige Höhe und Abstand vom Stamm basierend auf den Zahlen generiert.Heben Sie den Abtastpol auf eine Höhe parallel zum gewünschten Ast. Schieben Sie die Tasche schnell über den Ast und ziehen Sie dann schnell die Paracord-Strings, die an den Kordeln befestigt sind, um die Tasche zu versiegeln. Lassen Sie eine zweite Person den Verlängerungsmastschneider verwenden, um den Ast an der Stelle neben der Öffnung der Tasche zu beschneiden.Dann bringen Sie den Probenbeutel vorsichtig zu Boden und binden Sie die Kordelzüge des Beutels schnell zu. Bewahren Sie den verpackten Zweig in einem Gefrierschrank auf, bis er bereit ist, die Laborarthropodenanalyse durchzuführen. Halten Sie die gefrorene Tasche und Zweig aufrecht und schütteln Sie die Probe Zweig, während es in der Tasche ist, um die Arthropoden in die Tasche zu lösen.Entfernen Sie vorsichtig den Ast aus der Tasche und spülen Sie ihn in einer großen Sammelpfanne, um alle verbleibenden Arthropoden zu entfernen. Als nächstes entleeren Sie das Material, das in der Tasche in der Sammelpfanne verbleibt, und entfernen Sie einen nicht arthropoden Schutt. Trennen Sie die Arthropoden in die gewünschten taxonomischen Gruppen.Feststellende Unterschiede zwischen Larven und Erwachsenen. Quantifizieren Sie die Arthropoden nach Belieben. Wenn Biomasse von Interesse ist, messen Sie entweder die Länge der Gliederfüßer und verwenden Sie die veröffentlichte Längenmassentabelle, um Biomasse zu schätzen.Arterien in kleinen Trockenpfannen ersetzen. Im Trockenschrank 24 Stunden bei 45 Grad Celsius trocknen und eine elektronische Waage belasten. Die Blätter im Trockenschrank 48 Stunden bei 45 Grad Celsius trocknen und auf einer elektronischen Waage wiegen.Oder messen Sie die Länge aller holzigen Zweige innerhalb der Probe. In einer repräsentativen Studie werden 626 Proben aus 323 einzelnen Bäumen entnommen, die fünf Baumgruppen zusammensetzen. Bei Schätzungen der gesamten Arthropodenbiomasse pro Meter der beprobten Astmenge liegt der Standardfehler zwischen 12 % und 18 % des Mittelwerts für die fünf Baumgruppen.Diese Genauigkeit ist ausreichend, um Variationen zwischen Baumgruppen in einer quadratischen Veränderung der Biomasse nach Datum zu erkennen. Diese Technik bietet mehr Präzision bei der Schätzung der Gildenvielfalt, wie der Standardfehler der Arthropodengilin-Vielfalt zeigt, die zwischen 3 % und 7 % der mittleren Vielfalt zwischen den fünf Baumgruppen liegt. Die Genauigkeit auf dieser Ebene ist ausreichend, um Unterschiede zwischen den fünf Baumgruppen zu erkennen.Die Genauigkeit der Schätzungen des Reichtums ist auch sehr präzise, wie Standardfehler zeigen, die zwischen 3% und 7% des mittleren Reichtums zwischen den fünf Baumgruppen lagen. Diese Genauigkeit ist ausreichend, um Unterschiede zwischen Baumgruppen zu identifizieren. Eine quadratische Assoziation mit Datum, Abnahme des Reichtums mit der Höhe auf dem Baum, und eine positive Beziehung zwischen ArthropodenReichtum und Abstand vom Baumstamm.Achten Sie darauf, dass Sie den Ast schnell umschließen, ohne das Laub zu stören, um sicherzustellen, dass aktive Arthropoden nicht der Gefangennahme entgehen.

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Research

JoVE Journal

Environment

A Simple Method for Automated Solid Phase Extraction of Water Samples for Immunological Analysis of Small Pollutants

A new method for solid phase extraction (SPE) of environmental water samples is proposed. The developed prototype is cost-efficient and user friendly, and enables to perform rapid, automated and simple SPE. The pre-concentrated solution is compatible with analysis by immunoassay, with a low organic solvent content. A method is described for the extraction and pre-concentration of natural hormone 17&#946;-estradiol in 100 ml water samples. Reverse phase SPE is performed with octadecyl-silica sorbent and elution is done with 200 &#181;l of methanol 50% v/v. Eluent is diluted by adding di-water to lower the amount of methanol. After preparing manually the SPE column, the overall procedure is performed automatically within 1 hr. At the end of the process, estradiol concentration is measured by using a commercial enzyme-linked immune-sorbent assay (ELISA). 100-fold pre-concentration is achieved and the methanol content in only 10% v/v. Full recoveries of the molecule are achieved with 1 ng/L spiked de-ionized and synthetic sea water samples.

A protocol for the extraction and pre-concentration of estradiol from water samples by using an automated and miniaturized system is presented.

Eine einfache Methode für die automatisierte Festphasenextraktion von Wasserproben für die immunologische Analyse von kleinen Schadstoffe

A new method for solid phase extraction (SPE) of environmental water samples is proposed. The developed prototype is cost-efficient and user friendly, and ...

Forschung

Umwelt

Administering and Detecting Protein Marks on Arthropods for Dispersal Research

Monitoring arthropod movement is often required to better understand associated population dynamics, dispersal patterns, host plant preferences, and other ecological interactions. Arthropods are usually tracked in nature by tagging them with a unique mark and then re-collecting them over time and space to determine their dispersal capabilities. In addition to actual physical tags, such as colored dust or paint, various types of proteins have proven very effective for marking arthropods for ecological research. Proteins can be administered internally and/or externally. The proteins can then be detected on recaptured arthropods with a protein-specific enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA). Here we describe protocols for externally and internally tagging arthropods with protein. Two simple experimental examples are demonstrated: (1) an internal protein mark introduced to an insect by providing a protein-enriched diet and (2) an external protein mark topically applied to an insect using a medical nebulizer. We then relate a step-by-step guide of the sandwich and indirect ELISA methods used to detect protein marks on the insects. In this demonstration, various aspects of the acquisition and detection of protein markers on arthropods for mark-release-recapture, mark-capture, and self-mark-capture types of research are discussed, along with the various ways that the immunomarking procedure has been adapted to suit a wide variety of research objectives.

Proteins are often used to mark arthropods for dispersal research. Methods for administering internal and external protein marks on arthropods are demonstrated. Protein mark detection techniques, either through indirect or sandwich enzyme-linked immunosorbent assays (ELISAs), are also illustrated.

Verwaltung und Nachweis von Protein-Kennzeichen auf Arthropoden für Dispersal Forschung

Monitoring arthropod movement is often required to better understand associated population dynamics, dispersal patterns, host plant preferences, and other ...

Alternative Method of Removing Otoliths from Sturgeon

Extracting the otoliths (ear bones) from fish that have very thick skulls can be difficult and very time consuming. The common practice of making a transverse vertical incision on the top of the skull with a hand or electrical saw may damage the otolith if not performed correctly. Sturgeons (Acipenseridae) are one family in particular that have a very large and thick skull. A new laboratory method entering the brain cavity from the ventral side of the fish to expose the otoliths was easier than other otolith extraction methods found in the literature. Methods reviewed in the literature are designed for the field and are more efficient at processing large quantities of fish quickly. However, this new technique was designed to be more suited for a laboratory setting when time is not pressing and successful extraction from each specimen is critical. The success of finding and removing otoliths using this technique is very high and does not compromise the structure in any manner. This alternative technique is applicable to other similar fish species for extracting the otoliths.

The goal of the protocol is to show an effective method to extract the otoliths from sturgeon carcasses.

Alternative Verfahren zum Entfernen von Otolithen von Stör

Extracting the otoliths (ear bones) from fish that have very thick skulls can be difficult and very time consuming. The common practice of making a ...

Modification and Application of a Leaf Blower-vac for Field Sampling of Arthropods

Rice fields host a large diversity of arthropods, but investigating their population dynamics and interactions is challenging. Here we describe the modification and application of a leaf blower-vac for suction sampling of arthropod populations in rice. When used in combination with an enclosure, application of this sampling device provides absolute estimates of the populations of arthropods as numbers per standardized sampling area. The sampling efficiency depends critically on the sampling duration. In a mature rice crop, a two-minute sampling in an enclosure of 0.13 m2 yields more than 90% of the arthropod population. The device also allows sampling of arthropods dwelling on the water surface or the soil in rice paddies, but it is not suitable for sampling fast flying insects, such as predatory Odonata or larger hymenopterous parasitoids. The modified blower-vac is simple to construct, and cheaper and easier to handle than traditional suction sampling devices, such as D-vac. The low cost makes the modified blower-vac also accessible to researchers in developing countries.

Assessment of arthropod abundance in crops is critical for investigating population dynamics and species interactions. Here we describe the modification and application of a leaf blower-vac for suction sampling of arthropods in rice.

Modifizierung und Anwendung eines Laubbläser-vac für Feld Probenahme von Arthropoden

Rice fields host a large diversity of arthropods, but investigating their population dynamics and interactions is challenging. Here we describe the ...

Reliable Method for Assessing Seed Germination, Dormancy, and Mortality under Field Conditions

We describe techniques for approximating seed bank dynamics over time using Helianthus annuus as an example study species. Strips of permeable polyester fabric and glue can be folded and glued to construct a strip of compartments that house seeds and identifying information, while allowing contact with soil leachate, water, microorganisms, and ambient temperature. Strips may be constructed with a wide range of compartment numbers and sizes and allow the researcher to house a variety of genotypes within a single species, different species, or seeds that have experienced different treatments. As opposed to individual seed packets, strips are more easily retrieved as a unit. While replicate packets can be included within a strip, different strips can act as blocks or can be retrieved at different times for observation of seed behavior over time. We used a high temperature glue gun to delineate compartments and sealed the strips once the seed and tags identifying block and removal times were inserted. The seed strips were then buried in the field at the desired depth, with the location marked for later removal. Burrowing animal predators were effectively excluded by use of a covering of metal mesh hardware cloth on the soil surface. After the selected time interval for burial, strips were dug up and seeds were assessed for germination, dormancy and mortality. While clearly dead seeds can often be distinguished from ungerminated living ones by eye, dormant seeds were conclusively identified using a standard Tetrazolium chloride colorimetric test for seed viability.

Here we present a protocol for assessing seed survivorship, germination and dormancy under field conditions using buried, labeled seed strips and tetrazolium chloride (TZ) viability testing.

Zuverlässige Methode zur Beurteilung der Samenkeimung Dormanz und Mortalität unter Feldbedingungen

We describe techniques for approximating seed bank dynamics over time using Helianthus annuus as an example study species. Strips of permeable polyester ...

Protocols for Quantifying Transferable Pesticide Residues in Turfgrass Systems

Plant canopies in established turfgrass systems can intercept an appreciable amount of sprayed pesticides, which can be transferred through various routes onto humans. For this reason, transferable pesticide residue experiments are required for registration and re-registration by the United States Environmental Protection Agency (USEPA). Although such experiments are required, limited specificity is required pertaining to experimental approach. Experimental approaches used to assess pesticide transfer to humans including hand wiping with cotton gloves, modified California roller (moving a roller of known mass over cotton cloth) and soccer ball roll (ball wrapped with sorbent strip) over three treated turfgrass species (creeping bentgrass, hybrid bermudagrass and tall fescue maintained at 0.4, 5 and 9 cm, respectively) are presented. The modified California roller is the most extensively utilized approach to date, and is best suited for use at low mowing heights due to its reproducibility and large sampling area. The soccer ball roll is a less aggressive transfer approach; however, it mimics a very common occurrence in the most popular international sport, and has many implications for nondietary pesticide exposure from hand-to-mouth contact. Additionally, this approach may be adjusted for other athletic activities with limited modification. Hand wiping is the best approach to transfer pesticides at higher mowing heights, as roller-based approaches can lay blades over; however, it is more subjective due to more variable sampling pressure. Utility of these methods across turfgrass species is presented, and additional considerations to conduct transferable pesticide residue research in turfgrass systems are discussed.

Transferable pesticide residue experiments in turfgrass systems are integral components of human risk exposure assessments. Experimental approaches to measure transferable residues should be adjusted to the human interaction of interest and turfgrass system dynamics. Three transferable pesticide residue protocols are presented and the suitability across three turfgrass systems is discussed.

Protokolle für die Quantifizierung tragbare Pestizidrückstände in Turfgrass Systeme

Plant canopies in established turfgrass systems can intercept an appreciable amount of sprayed pesticides, which can be transferred through various routes ...

Development of New Methods for Quantifying Fish Density Using Underwater Stereo-video Tools

The use of video camera systems in ecological studies of fish continues to gain traction as a viable, non-extractive method of measuring fish lengths and estimating fish abundance. We developed and implemented a rotating stereo-video camera tool that covers a full 360 degrees of sampling, which maximizes sampling effort compared to stationary camera tools. A variety of studies have detailed the ability of static, stereo-camera systems to obtain highly accurate and precise measurements of fish; the focus here was on the development of methodological approaches to quantify fish density using rotating camera systems. The first approach was to develop a modification of the metric MaxN, which typically is a conservative count of the minimum number of fish observed on a given camera survey. We redefine MaxN to be the maximum number of fish observed in any given rotation of the camera system. When precautions are taken to avoid double counting, this method for MaxN may more accurately reflect true abundance than that obtained from a fixed camera. Secondly, because stereo-video allows fish to be mapped in three-dimensional space, precise estimates of the distance-from-camera can be obtained for each fish. By using the 95% percentile of the observed distance from camera to establish species-specific areas surveyed, we account for differences in detectability among species while avoiding diluting density estimates by using the maximum distance a species was observed. Accounting for this range of detectability is critical to accurately estimate fish abundances. This methodology will facilitate the integration of rotating stereo-video tools in both applied science and management contexts.

We describe a new method for counting fishes, and estimating relative abundance (MaxN) and fish density using rotating stereo-video camera systems. We also demonstrate how to use distance from camera (Z distance) to estimate species-specific detectability.

Entwicklung neuer Methoden zur Quantifizierung der Fisch-Dichte mit Unterwasser-Stereo-Video-Tools

The use of video camera systems in ecological studies of fish continues to gain traction as a viable, non-extractive method of measuring fish lengths and ...

A Novel Method for the Pentosan Analysis Present in Jute Biomass and Its Conversion into Sugar Monomers Using Acidic Ionic Liquid

Recently, ionic liquids (ILs) are used for biomass valorization into valuable chemicals because of their remarkable properties such as thermal stability, lower vapor pressure, non-flammability, higher heat capacity, and tunable solubility and acidity. Here, we demonstrate a method for the synthesis of C5 sugars (xylose and arabinose) from the pentosan present in jute biomass in a one-pot process by utilizing a catalytic amount of Br&#248;nsted acidic 1-methyl-3-(3-sulfopropyl)-imidazolium hydrogen sulfate IL. The acidic IL is synthesized in the lab and characterized using NMR spectroscopic techniques for understanding its purity. The various properties of BAIL are measured such as acid strength, thermal and hydrothermal stability, which showed that the catalyst is stable at a higher temperature (250 &#176;C) and possesses very high acid strength (Ho 1.57). The acidic IL converts over 90% of pentosan into sugars and furfural. Hence, the presenting method in this study can also be employed for the evaluation of pentosan concentration in other kinds of lignocellulosic biomass.

We present a protocol for the synthesis of C5 sugars (xylose and arabinose) from a renewable non-edible lignocellulosic biomass (i.e., jute) with the presence of Br&#248;nsted acidic ionic liquids (BAILs) as the catalyst in water. The BAILs catalyst exhibited better catalytic performance than conventional mineral acid catalysts (H2SO4 and HCl).

Eine neue Methode für die Analyse von Pentosan in Jute Biomasse und deren Umwandlung in Zucker Monomere mit sauren ionischen Flüssigkeit

Recently, ionic liquids (ILs) are used for biomass valorization into valuable chemicals because of their remarkable properties such as thermal stability, ...

Quantifying Plant Soluble Protein and Digestible Carbohydrate Content, Using Corn (Zea mays) As an Exemplar

Elemental data are commonly used to infer plant quality as a resource to herbivores. However, the ubiquity of carbon in biomolecules, the presence of nitrogen-containing plant defensive compounds, and variation in species-specific correlations between nitrogen and plant protein content all limit the accuracy of these inferences. Additionally, research focused on plant and/or herbivore physiology require a level of accuracy that is not achieved using generalized correlations. The methods presented here offer researchers a clear and rapid protocol for directly measuring plant soluble proteins and digestible carbohydrates, the two plant macronutrients most closely tied to animal physiological performance. The protocols combine well characterized colorimetric assays with optimized plant-specific digestion steps to provide precise and reproducible results. Our analyses of different sweet corn tissues show that these assays have the sensitivity to detect variation in plant soluble protein and digestible carbohydrate content across multiple spatial scales. These include between-plant differences across growing regions and plant species or varieties, as well as within-plant differences in tissue type and even positional differences within the same tissue. Combining soluble protein and digestible carbohydrate content with elemental data also has the potential to provide new opportunities in plant biology to connect plant mineral nutrition with plant physiological processes. These analyses also help generate the soluble protein and digestible carbohydrate data needed to study nutritional ecology, plant-herbivore interactions and food-web dynamics, which will in turn enhance physiology and ecological research.

Quantifying Plant Soluble Protein and Digestible Carbohydrate Content, Using Corn Zea mays As an Exemplar

The protocols described herein provide a clear and approachable methodology for measuring soluble protein and digestible (non-structural) carbohydrate content in plant tissues. The ability to quantify these two plant macronutrients has significant implications for advancing the fields of plant physiology, nutritional ecology, plant-herbivore interactions and food-web ecology.

Quantifizierung der Pflanze lösliche Protein und verdauliche Kohlenhydrate Inhalt, Verwendung von Mais (Zea Mays) als ein Exemplar

Elemental data are commonly used to infer plant quality as a resource to herbivores. However, the ubiquity of carbon in biomolecules, the presence of ...

Design and Use of an Apparatus for Quantifying Bivalve Suspension Feeding at Sea

As shellfish aquaculture moves from coastal embayments and estuaries to offshore locations, the need to quantify ecosystem interactions of farmed bivalves (i.e., mussels, oysters, and clams) presents new challenges. Quantitative data on the feeding behavior of suspension-feeding mollusks is necessary to determine important ecosystem interactions of offshore shellfish farms, including their carrying capacity, the competition with the zooplankton community, the availability of trophic resources at different depths, and the deposition to the benthos. The biodeposition method is used to quantify feeding variables in suspension-feeding bivalves in a natural setting and represents a more realistic proxy than laboratory experiments. This method, however, relies upon a stable platform to satisfy the requirements that water flow rates supplied to the shellfish remain constant and the bivalves are undisturbed. A flow-through device and process for using the biodeposition method to quantify the feeding of bivalve mollusks were modified from a land-based format for shipboard use by building a two-dimensional gimbal table around the device. Planimeter data reveal a minimal pitch and yaw of the chambers containing the test shellfish despite boat motion, the flow rates within the chambers remain constant, and operators are able to collect the biodeposits (feces and pseudofeces) with sufficient consistency to obtain accurate measurements of the bivalve clearance, filtration, selection, ingestion, rejection, and absorption at offshore shellfish aquaculture sites.

A flow-through device for using the biodeposition method to quantify filtration and feeding behavior of bivalve mollusks was modified for shipboard use. A two-dimensional gimbal table built around the device isolates the apparatus from boat motion, thereby allowing the accurate quantification of bivalve filtration variables at offshore shellfish aquaculture sites.

Gestaltung und Nutzung eines Apparates zur Quantifizierung der zweischaligen Suspension Fütterung auf hoher See

As shellfish aquaculture moves from coastal embayments and estuaries to offshore locations, the need to quantify ecosystem interactions of farmed bivalves ...