Name: immunohistochemistry test for the lyssavirus antigen detection from formalin-fixed tissues
Uploaded: 2021-10-26T13:00:00
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Wir danken den Arbeitern, Epidemiologen und Verbundenen der Gesundheitsbehörden für die Probeneinreichungen an die Zentren für Krankheitskontrolle und Prävention. Die Ergebnisse und Schlussfolgerungen in diesem Bericht sind die der Autoren und stellen nicht unbedingt die offizielle Position der Zentren für Krankheitskontrolle und Prävention dar. Die Verwendung von Handelsnamen und kommerziellen Quellen ist nur zur Identifizierung und impliziert keine Billigung durch die Zentren für Krankheitskontrolle und Prävention.

Während das IHC-Protokoll an formalinfixierten Geweben durchgeführt wurde, die RABV inaktivieren, falls vorhanden, sollten geeignete Biosicherheitsprotokolle ordnungsgemäß befolgt werden. Alle Biosicherheitsverfahren sind in der Biosafety in Microbiological and Biomedical Laboratories (BMBL) 5th Edition (https://www.cdc.gov/biosafety/publications/bmbl5/index.htm) beschrieben, einschließlich des Tragens geeigneter persönlicher Schutzausrüstung (PSA) und der Impfpflicht wie beschrieben12. Dar...

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E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+rabies+prevention--United+States,+2008:+recommendations+of+the+Advisory+Committee+on+Immunization+Practices.">Human rabies prevention--United States, 2008: recommendations of the Advisory Committee on Immunization Practices.</a> Morbidity and Mortality Weekly Reports Recommendations and Reports. 57, 1-28 (2008).</li><li>WHO. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Laboratory techniques in rabies. 1, 67-72 (2018).</li><li>Patrick, E. 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G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparative+study+of+the+fluorescent+antibody+test+for+rabies+diagnosis+in+fresh+and+formalin-fixed+brain+tissue+specimens.">A comparative study of the fluorescent antibody test for rabies diagnosis in fresh and formalin-fixed brain tissue specimens.</a> Journal of Virology Methods. 95 (1-2), 145-151 (2001).</li><li>WHO. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Diagnostic procedures for antigen detection. , (2016).</li><li>Jarvis, J. A., Franke, M. A., Davis, A. 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Aufgrund der hohen Sterblichkeitsrate der Tollwut nach Symptombeginn ist die Diagnose verdächtiger Tiere für eine RABV-Infektion äußerst kritisch für eine angemessene prophylaktische Behandlung nach der Exposition. Die Tollwutdiagnose hängt in erster Linie von DFA-, DRIT- und PCR-basierten Techniken mit frischem oder gefrorenem Gewebe ab. Für die Untersuchung von formalinfixiertem Gewebe bietet der IHC-Test eine alternative Methode zum sensitiven und spezifischen Nachweis von RABV-Antigen. Während die in Formalin...

Tollwut ist eine akute progressive Enzephalitis, die durch die RNA-Viren des negativen Sinnes der Gattung Lyssavirus1verursacht wird. Fast 99% aller todesfälle beim Menschen, die durch die Infektion mit dem Tollwutvirus (RABV), dem Typmitglied der Gattung, verursacht werden, werden von Hunden übertragen2. Die Tollwutdiagnose verdächtiger Tiere beruht auf dem Nachweis von Antigen (hauptsächlich viral kodiertes Nukleoprotein, N-Protein) im Komplex mit genomischer RNA (Ribonukleoproteinkomplex, RNP) im Hirngewebe3. Der Antigennachweis durch den direkt fluoreszierenden Antikörpertest (DFA) gilt als Goldstandard für die Tollwutdiagnose4. Das Verfahren verwendet frisches oder frisches gefrorenes Hirnmaterial, einen Berührungsabdruck auf einem Objektträger, Fixierung in Aceton, Färbung mit handelsüblichen fluoreszierenden Isothiocyanat (FITC) markierten monoklonalen oder polyklonalen Antikörpern (mAbs/pAbs) und wird von der Fluoreszenzmikroskopieabgelesen 5. Der DFA-Test ist schnell, empfindlich und spezifisch für den Nachweis von Tollwutantigen in frischem Hirngewebe. Vor kurzem wurde gezeigt, dass ein direkter immunhistochemischer Schnelltest (DRIT), eine modifizierte immunhistochemische (IHC) -Technik, eine ähnliche Empfindlichkeit wie DFA aufweist, aber den Vorteil der Lichtmikroskopie für die Visualisierung bietet6. Während die im DRIT verwendete Nachweismethode der IHC ähnelt, verwendet der erste Schritt frisches oder gefrorenes Gewebe, um Berührungsabdrücke der Probe zu erzeugen, gefolgt von einer Fixierung in Formalin.
IHC ist eine weit verbreitete Technik zur Bestimmung histologischer Veränderungen und zum Nachweis von Proteinen mit spezifischen Antikörpern in formalinfixierten Geweben, die in Paraffinblöcke eingebettet sind. IHC ist ein etablierter alternativer Test für den Tollwutantigennachweis in den Gewebeabschnitten7. IHC wurde insbesondere für die Diagnose von retrospektiven Fällen eingesetzt, die neurologische Erkrankungen aufwiesen, um die Belastung durch Tollwut zu bestimmen8. Paraffin-eingebettete formalinfixierte Gewebe bewahren die Proteine für den Nachweis auch nach mehreren Jahren, wenn sie bei Umgebungstemperatur9 gelagertwerden. Die Formalin-Behandlung modifiziert Proteine durch Vernetzung und Veränderung der Aminosäure-Seitenketten, wodurch die Epitope möglicherweise nicht mehr gegen Antikörper reaktiv sind10. Während der IHC-Test für den Nachweis von Tollwutantigen entweder mAbs oder pAbs umfasst, ist letzteres vorteilhaft, da mehrere Epitope und divergente Lyssaviren nachgewiesen werden können11.
Die Standardschritte bei IHC sind die Formalinfixierung von Geweben, die Einbettung in Paraffinblöcke, die Sektionierung von Geweben, die Deparaffinisierung und Hydratation, die Epitoprückgewinnung, die Reaktivität gegen primäre und sekundäre Antikörper und die Entwicklung mit chromogenen Substraten. Dieses Manuskript beschreibt einen detaillierten Bericht über das Protokoll zur Tollwutdiagnose. Für den Nachweis von Tollwutantigenen wird Mausserum, das mit RABV (pAbs) immunisiert ist, das an den US-amerikanischen Centers for Disease Control and Prevention (CDC) Atlanta, Georgia, in Kombination mit biotinylierten sekundären Anti-Maus-Antikörpern erzeugt wurde, verwendet. Biotinylierte Abs werden durch Zugabe von Streptavidin-Meerrettichperoxidase (HRP) -Komplex nachgewiesen, gefolgt von der Farbentwicklung mit Amino-Ethylcarbazol-Substrat.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>3% hydrogen peroxide</td>
			<td>Pharamacy brands</td>
			<td></td>
			<td>Off the shelf 3% H2O2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-Amino-9-ethylcarbazole (AEC)</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>A6926</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acetate Buffer pH 5.2</td>
			<td>Poly Scientific R&#38;D Corp.</td>
			<td>s140</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buffered Formalin 10% Phosphate Buffered</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>SF100-4</td>
			<td>Certified</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cover slips Corning</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>12-553-471</td>
			<td>24 X 50 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol 190 Proof</td>
			<td>Pharmco-AAPER</td>
			<td>111000190</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol 200 Proof</td>
			<td>Pharmco-AAPER</td>
			<td>111000200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gill&#39;s hematoxylin formulation #2</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>CS401-1D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HistoMark Biotin-Streptavidin Peroxidase Kit</td>
			<td>seracare</td>
			<td>71-00-18</td>
			<td>Mouse Primary Antibody&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImmunoHistoMount</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>i1161</td>
			<td>Mounting media</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>N,N, Dimethyl formamide GR</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>D119</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate Buffered Saline&#160;</td>
			<td>HyClone</td>
			<td>RR14440.01</td>
			<td>01M, pH 7.2 (pH 7.2-7.6)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plan-APOCHROMAT 40X/0.95 Objective</td>
			<td>Multiple vendors</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plan-APOCHROMATIC 20X/0.75 Objective</td>
			<td>Multiple vendors</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pronase</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>53702</td>
			<td>Protease, Streptomyces griseus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scott&#39;s Tap Water&#160;</td>
			<td>Poly Scientific R&#38;D Corp.</td>
			<td>s1887</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue-Tek Slide stain set</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>50-294-72</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TWEEN-80&#160;</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>P1754</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylene</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>X3S-4</td>
			<td>Histological Grade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zeiss Axioplan 2 imaging - microscope</td>
			<td>Multiple vendors</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

immunohistochemistry test for the lyssavirus antigen detection from formalin-fixed tissues

Eine der primären diagnostischen Modalitäten für Tollwut ist der Nachweis des viralen Ribonukleoprotein (RNP) -Komplexes (Antigen) in den infizierten Gewebeproben. Während der direkte fluoreszierende Antikörpertest (DFA) oder der direkte immunhistochemische Schnelltest (DRIT) am häufigsten für den Antigennachweis verwendet werden, benötigen beide Tests frisches und / oder gefrorenes Gewebe für Abdrücke auf Objektträgern vor dem Antigennachweis mit Antikörpern. Wenn Proben gesammelt und in Formalin fixiert werden, ist keiner der Tests optimal für den Antigennachweis, jedoch können Tests durch konventionelle Immunhistochemie (IHC) nach Einbettung in Paraffinblöcke und Schnitte durchgeführt werden. Bei dieser IHC-Methode werden Gewebe mit Anti-Tollwut-Antikörpern gefärbt, Abschnitte deparaffiniert, Antigene durch partielle Proteolyse oder andere Methoden entnommen und mit primären und sekundären Antikörpern inkubiert. Antigene werden mit Meerrettichperoxidase / Aminoethylcarboxazol gefärbt und mit Hämatoxylin für die Visualisierung mit einem Lichtmikroskop gegengefärbt. Neben dem spezifischen Antigennachweis bietet die Formalinfixierung weitere Vorteile wie die Bestimmung histologischer Veränderungen, entspannte Bedingungen für die Lagerung und den Transport von Proben (unter Umgebungstemperaturen), die Möglichkeit, retrospektive Fälle zu testen und die biologische Sicherheit durch die Inaktivierung von Infektionserregern zu verbessern.

Abbildung 2 zeigt repräsentative IHC-Färbeergebnisse von Positiv- und Negativkontrollproben in verschiedenen getesteten Hirngeweben. Abbildung 2A,D,G stellen positive Proben mit 200x dar, während Abbildung 2B,E,H jeweils einer 400-fachen Vergrößerung entsprechen. Abbildung 2A-C entsprechen dem Hirnstamm; <strong cla...

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Immunohistochemistry Test for the Lyssavirus Antigen Detection from Formalin-Fixed Tissues

Hier stellen wir ein immunhistochemisches Testprotokoll zum Nachweis von Tollwutvirus-Antigen als alternativen diagnostischen Test für formalinfixierte Gewebe vor.

Immunhistochemischer Test für den Lyssavirus-Antigennachweis aus formalinfixierten Geweben

One of the primary diagnostic modalities for rabies is the detection of viral ribonucleoprotein (RNP) complex (antigen) in the infected tissue samples. ...

Gewebe, die für die Immunhistochemie und für die diagnostische Histopathologie verwendet werden, werden routinemäßig in 10% Phosphatpufferformin fixiert. Der Nachweis von Tollwutvirus-Antigen im Gehirngewebe, das in Formalin fixiert wurde, stellt eine einzigartige Herausforderung dar, und der IHC-Test hat sich als empfindliche und spezifische Methode zum Nachweis von Tollwutvirus-Antigenen erwiesen. Der Hauptvorteil der Biopsie oder anderer Nachweismethoden besteht darin, dass Antigene in Bezug auf Gewebe und Zellmorphologie nachgewiesen werden können.Mit IHC liefert die Lokalisation des Tollwutigens in Gehirn- und Nicht-Hirngeweben zusätzliche Informationen, die durch routinemäßige Hämatoxylin- und Eosin-Fleckenabschnitte nicht erhalten werden konnten. Tollwutdiagnostische Tests sind wichtig für die Einleitung der Postexpositionsprophylaxe bei Menschen, die dem Tollwutvirus ausgesetzt sind. IHC ist einer der am häufigsten durchgeführten Assays an formalinfixierten Geweben.Mit spezifischen Antikörpern kann es zum Nachweis entsprechender Krankheitserreger eingesetzt werden. Um dieses Verfahren zu beginnen, legen Sie drei bis fünf Millimeter Hirngewebe, die nach der Nekropsie gesammelt wurden, für 24 bis 72 Stunden in eine 10% ige gepufferte Formalinlösung. Notieren Sie das ungefähre Gewebegewicht, den Gewebetyp und das Volumen von Formalin.Legen Sie das Gewebe in 70% Ethanol für eine längere Gewebelagerung nach der Formalinfixierung und vor der Verarbeitung. Sezieren Sie nach der Probenfixierung das Gewebe, um die wichtigen Hirnareale wie Querschnitte des Hirnstamms, des Kleinhirns oder des Hippocampus einzubeziehen. Jeweils auf eine Dicke zwischen drei und fünf Millimetern zugeschnitten.Legen Sie das Gewebe in Verarbeitungskassetten. Verarbeiten Sie die Gewebekassetten für die Paraffinwachsinfiltration. Betten Sie sie in Paraffinblöcke ein und teilen Sie sie auf einem Mikrotom auf.Richten Sie zunächst die Färbeschale wie in Abbildung 1 des Textprotokolls beschrieben ein. Füllen Sie jedes Gericht mit 250 Millilitern der vorbereiteten Lösung. Um die AEC-Substrat-Stammlösung vorzubereiten, verwenden Sie eine Glaspipette, um eine 20-Milligramm-Tablette AEC in 5 Milliliter N, N-Dimethylformamid aufzulösen.Um die Protease-Stammlösung vorzubereiten, lösen Sie 7 Milligramm der Protease in 200 Milliliter PBS. Um den Spülpuffer vorzubereiten, fügen Sie 100 Milliliter Tween 80 bis 990 Milliliter PBS hinzu und mischen Sie gut, um eine homogene Lösung von PBT-T zu bilden. Machen Sie mit einem Mikrotom einen Paraffinschnitt von fünf Mikrometern.Laden Sie den Abschnitt bei 38 Grad Celsius auf ein Wasserbad und sammeln Sie ihn auf Glasobjektträgern. Beschriften Sie die Objektträger mit einem reagenzienfesten Stift. Die Dias auf ein Tablett legen und in einem Ofen bei 55 bis 60 Grad Celsius eine Stunde lang schmelzen.Dann entfernen Sie die Dias aus dem Ofen und entparaffinisieren Sie sie sofort mit 3 aufeinanderfolgenden Xylolspülungen von jeweils 5 Minuten. Danach rehydrieren Sie die Abschnitte auf dem Objektträger durch sequenzielles Eintauchen in abnehmende Verdünnungen von Ethanol zu entionisiertem Wasser, wie im Textprotokoll beschrieben. Behandeln Sie die Objektträger 30 Minuten lang mit der Protease für die proteolytische Antigenentnahme, spülen Sie die Objektträger dann 10 Minuten lang in PBS-T aus und behandeln Sie sie 10 Minuten lang mit 3% Wasserstoffperoxid.Danach waschen Sie die Dias erneut mit PBS-T für 10 Minuten. Entfernen Sie zunächst einen Schieber aus dem Puffer, stellen Sie sicher, dass Sie nur einen Objektträger gleichzeitig handhaben, während die anderen untergetaucht bleiben, und verwenden Sie ein Papiertuch, um überschüssigen Puffer aus dem Gewebeabschnitt abzutellen. Legen Sie die Dias in eine Feuchtigkeitskammer und inkubieren Sie sie mit normalem Ziegenserum bei Raumtemperatur für 15 Minuten.Als nächstes inkubieren Sie die Objektträger in der Feuchtigkeitskammer mit dem optimalen vorbestimmten primären Anti-Tollwut-Antikörper und negativen Kontrollantikörpern bei Raumtemperatur für 60 Minuten ohne Wäsche dazwischen. Danach die Objektträger 10 Minuten mit PBS-T waschen und 15 Minuten in einer Feuchtigkeitskammer mit dem biotinylierten Antikörper bei Raumtemperatur inkubieren. Waschen Sie die Dias erneut mit PBS-T für 10 Minuten.Inkubieren Sie die Dias und die Feuchtigkeitskammer mit Streifenteilung und HRB-Komplex bei Raumtemperatur für 15 Minuten und waschen Sie die PBS-T für 10 Minuten. Dann mit AEC in einer Feuchtigkeitskammer bei Raumtemperatur für 10 Minuten inkubieren. Waschen Sie die Dias 10 Minuten lang in entionisiertem Wasser und halten Sie sie mit Gill's Hematoxilyn fest, das zwei Minuten lang ein bis zwei minuten lang mit entionisiertem Wasser verdünnt wird.Danach spülen Sie das überschüssige Hämatoxylin ab, indem Sie die Objektträger in entionisiertes Wasser tauchen. Spülen Sie die Rutschen 30 Sekunden lang in Scott's Tap Water ab und waschen Sie sie 10 Minuten lang in entionisiertem Wasser. Entfernen Sie die Dias nacheinander und montieren Sie sie mit wasserlöslichem Montagemedium.Verwenden Sie dann ein Lichtmikroskop, um die Dias zu lesen. In dieser Studie wird ein immunzytärer Chemietest zum Nachweis von Tollwutvirusantigen als alternativer diagnostischer Test für formalinfixierte Gewebe nachgewiesen. Ein repräsentatives immunzytäres chemisches Färbeergebnis von positiven und negativen Kontrollproben in verschiedenen Hirngeweben, einschließlich des Hirnstamms, der Kleinhirn- und Purkinje-Zellen sowie des Hippocampus, wird hier gezeigt.Die magentarote Färbung, die die Farbentwicklung durch Verwendung von AEC-Substrat vor dem blauen gegengefärbten Hintergrund anzeigt, ist auf die Reaktivität von Antikörpern gegen das Tollwutidemigen zurückzuführen. Ein positives Ergebnis in der Immunhistochemie entspricht der magentaroten Färbung in den Gewebeschnitten. Die Färbung von zytoplasmatischen Einschlüssen und körnigen Einschlüssen unterschiedlicher Größe weist auf Proben hin, die positiv auf RABV-Infektionen sind.Proben gelten als negativ, wenn keine spezifische rote Färbung oder nur der blaue Hintergrund aufgrund von Hämatoxylin beobachtet wurde. Zusätzlich zur positiven Färbung könnte die Verteilung der Einschlüsse eine indirekte Quantifizierung der Konzentrationen des Tollwutiquantigens in der Probe ermöglichen, die der Viruslast der Gewebeprobe entsprechen könnte. Unabhängig von den Verteilungsgraden wird jede spezifische Färbung die Probe als positiv für den RABV-Antigennachweis klassifizieren.Gewebe sollten ausreichend in Formalin fixiert werden und vermeiden, das Gewebe während dieses Prozesses einzufrieren. Tollwutantigen wird von IHC nachgewiesen, dann können molekulare Techniken an Paraffinabschnitten durchgeführt werden, um die Lyssavirus-Variante basierend auf RNA-Sequenzinformationen zu bestimmen. Reagenzien wie Xylol und Formalin sollten in Abzug behandelt werden.Beim Umgang mit AEC ist Vorsicht geboten, da es krebserregend ist.

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Detection of Infectious Virus from Field-collected Mosquitoes by Vero Cell Culture Assay

Nachweis von infektiösen Viren aus Field-gesammelt Moskitos von Vero Cell Culture Assay

Mosquitoes transmit a number of distinct viruses including important human pathogens such as West Nile virus, dengue virus, and chickungunya virus. Many ...

Forschung

Immunologie und Infektion

Diagnosing Pulmonary Tuberculosis with the Xpert MTB/RIF Test

Diagnose Lungentuberkulose mit dem Xpert MTB / RIF-Test

Tuberculosis (TB) due to Mycobacterium tuberculosis (MTB) remains a major public health issue: the infection affects up to one third of the world ...

A Novel Microdissection Approach to Recovering Mycobacterium tuberculosis Specific Transcripts from Formalin Fixed Paraffin Embedded Lung Granulomas

A Novel Microdissection Approach to Recovering Mycobacterium tuberculosis Specific Transcripts from Formalin Fixed Paraffin Embedded Lung Granulomas

A Novel Microdissection Ansatz zur Wiederherstellung<em&gt; Mycobacterium tuberculosis</em&gt; Spezifische Transkripte aus Formalin fixierten und in Paraffin eingebetteten Lung Granulome

Microdissection has been used for the examination of tissues at DNA, RNA, and protein levels for over a decade. Laser capture microscopy (LCM) is the most ...

Detection of Human Leukocyte Antigen Biomarkers in Breast Cancer Utilizing Label-free Biosensor Technology

Der Nachweis von Human-Leukozyten-Antigen Biomarkern bei Brustkrebs Verwendung Markierungsfreie Biosensorik

According to the American Cancer Society, more than 200,000 women will be diagnosed with invasive breast cancer each year and approximately 40,000 will ...

Isolation of Leukocytes from the Murine Tissues at the Maternal-Fetal Interface

Isolierung von Leukozyten aus dem Mausgeweben an der Maternal-Fetal-Schnittstelle

Immune tolerance in pregnancy requires that the immune system of the mother undergoes distinctive changes in order to accept and nurture the developing ...

Nasal Wipes for Influenza A Virus Detection and Isolation from Swine

Nasal Tücher für Influenza-A-Virus-Erkennung und Isolierung von Schweine

Surveillance for influenza A viruses in swine is critical to human and animal health because influenza A virus rapidly evolves in swine populations and ...

Generation of Two-color Antigen Microarrays for the Simultaneous Detection of IgG and IgM Autoantibodies

Generation of Two-color Antigen-Mikroarrays für den gleichzeitigen Nachweis von IgG und IgM-Autoantikörper

Autoantibodies, which are antibodies against self-antigens, are present in many disease states and can serve as markers for disease activity. The levels ...

Detection and Enrichment of Rare Antigen-specific B Cells for Analysis of Phenotype and Function

Detektion und Anreicherung von Rare Antigen-spezifische B-Zellen für die Analyse von Phänotypen und Funktion

B cells reactive with a specific antigen usually occur at a frequency of &lt;0.05% of lymphocytes. For decades researchers have sought methods to isolate ...

Isolation, Characterization, and Purification of Macrophages from Tissues Affected by Obesity-related Inflammation

Isolierung, Charakterisierung und Reinigung der Makrophagen aus den Geweben von Fettleibigkeit bedingte Entzündung betroffen

Obesity promotes a chronic inflammatory state that is largely mediated by tissue-resident macrophages as well as monocyte-derived macrophages. ...

In Vivo Assay for Detection of Antigen-specific T-cell Cytolytic Function Using a Vaccination Model

In Vivo Assay for Detection of Antigen-specific T-cell Cytolytic Function Using a Vaccination Model

In Vivo Test zum Nachweis von Antigen-spezifischen T-Zell Zytolyse-Funktion mit einer Impfung-Modell

Current methodologies for antigen-specific killing are limited to in vitro use or utilized in infectious disease models. However, there is not a protocol ...