Name: silencing the spark: crispr/cas9 genome editing in weakly electric fish
Uploaded: 2019-10-27T14:00:00
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저자들은 모니카 루카스, 캐서린 쇼, 라이언 테일러, 제러드 톰슨, 니콜 로비쇼, 호프 힐리가 물고기 사육, 데이터 수집 및 초기 프로토콜 개발에 도움을 준 영웅적인 노력을 인정한다. 우리는 또한 원고에 대한 그들의 제안에 대한 세 검토자에게 감사드립니다. 우리는 그들의 의견을 해결 한 후 더 나은 품질의 최종 제품을 믿습니다. 이 작품은 국립 과학 재단 #1644965 JRG에 #1455405 지원, 그리고 VLS에 자연 과학 및 공학 연구 위원회 DG 보조금에 의해 지원되었다.

여기에 설명된 모든 방법은 미시간 주립 대학의 기관 동물 관리 및 사용 위원회 (IACUC)에 의해 승인되었습니다.
1. sgRNA 표적 선택
참고: 1.1단계에서 sgRNAs의 수동 설계를 위한 프로토콜이 제공됩니다. 이것은 scn4aa 표적 선택에 이용되었다. EFISHGENOMICS 웹 포털을 사용하여 이러한 프로세스(단계 1.2)를 용이하게 하기 위해 추가 프로토콜이 제?...

약한 전기 물고기의 현상학적 풍요로움은 유전체학 자원의 최근 확산과 함께, 약한 전기 물고기 모델에서 기능적 유전체 도구에 대한 강력한 필요성을 동기를 부여합니다. 이 시스템은 실험실에서 쉽게 보관되는 물고기의 병렬 계보에서 수많은 현상형 특성의 수렴 진화로 인해 특히 매력적입니다.
여기에 설명된 프로토콜은 전기 발생과 전기 수신을 병렬로 진화시킨 약한 전...

전기 수신 및 전기 발생은 척추 동물의 진화 역사에서 변경되었습니다. 텔레오스트 물고기, 골테오그로시포메 및 실리리폼의 두 계보, 병렬로 진화된 전기 수신, 텔레오스트의 다섯 계보(체육관, 모르미리드, 그리고 제네라 아스트로스코푸스, 말라프테루스, 시노돈티스) 병렬로 진화 전기 발생. 이러한 독립적으로 파생된 표현형에는 공통의 유전 아키텍처1,2,3을공유하는 수렴정도가 눈에 띄는 정도이다.
이것은 아마도 가장 좋은 체육관과 mormyrids의 수많은 수렴 기능에 의해 예시, 생산 하 고 약한 전기 물고기 라고 하는 두 종 풍부한 teleost clades, 약한 전기 물고기 라고. 약한 전기 물고기가 주변을 감지하고의사소통하기 위해 전기를 사용하는 발견 이후 50 년 동안, 과학자의 성장 커뮤니티는 개발1,5의 진화에 엄청난 통찰력을 얻고있다 ,6, 시스템 및 회로 신경 과학7,8,9,10,세포 생리학11,12,생태 및 에너지13 ,14,15,16,17, 동작18,19, 및 매크로 진화3,20,21 .
최근에는 전기어류1,22,23,24,25,26, 27,28. 이러한 자원의 사용은 이미 이 종1, 2,3,28,29에서 유전자형과 표현형 사이의 연결에 관한 중요한 통찰력을 생성했습니다. ,30. 유전체학 데이터를 약한 전기 어류의 자형적 데이터와 통합하는 데 큰 장애물은 기능성 유전체학도구(31)의현재 부족이다.
이러한 도구 중 하나는 Cas9 엔도너첼리스(CRISPR/Cas9, CRISPR) 기법과 결합된 최근 개발된 클러스터된 정규 간격 짧은 Palindromic 반복입니다. CRISPR/Cas9는 모델32,33,34 및 비모델 유기체35,36,37 모두에서 광범위하게 사용되었던 게놈 편집 도구입니다. CRISPR/Cas9 기술은 비복제 방법38을사용하여 저렴한 비용으로 기본 분자 생물학이 가능한 실험실에서 짧은 가이드 RNA(sgRNAs)라고 불리는 유전자 특이적 프로브를 쉽게 생성할 수 있는 지점으로 발전했습니다. CRISPR은 모폴리노스39,40,전사 활성제 와 같은 이펙터 뉴클레아제(TALENs) 및 아연 핑거 뉴클레아제(ZFN)와 같은 다른 녹아웃/녹다운 전략에 비해 비용이 많이 들고 모든 표적 유전자를 생성하는 데 시간이 많이 걸립니다.
CRISPR/Cas9 시스템은 sgRNA 서열에 의해 지시된 게놈의 특정 영역을 표적으로 하고, 이중 가닥 중단을 일으키는 원인이 되어 유전자 녹아웃을 생성하기 위하여 기능합니다. 이중 가닥 휴식은 세포에 의해 검출되고 비상동종 종단 접합(NHEJ) 경로를 우선적으로 사용하여 내인성 DNA 복구 메커니즘을 유발합니다. 이 통로는 높게 오류가 발생하기 쉽습니다: 복구 프로세스 도중, DNA 분자는 수시로 이중 좌초 된 중단 사이트에 삽입 또는 삭제 (indels)를 통합할 것입니다. 이러한 인델은 (1) 개방 판독 프레임의 이동, (2) 조기 정지 코돈의 삽입, 또는 (3) 유전자 생성물의 중요한 1차 구조의 이동으로 인해 기능의 손실을 초래할 수 있다. 이 프로토콜에서는, 우리는 약한 전기 물고기 종에 있는 NHEJ를 사용하여 표적 유전자에 있는 표적 점 돌연변이를 표적으로 하기 위하여 CRISPR/Cas9 편집을 이용합니다. 다른 기술보다 간단하고 효율적이지만, 돌연변이 발생의이 방법은 유전 모자이크41,42,43에 기인하는 F 0에서 현상형 경건의 범위를 초래할 것으로 예상된다 ,44.
유기체의 선택 약한 전기 물고기의 비교 유전체학에 대한 미래 연구를 촉진하기 위해 프로토콜 개발을위한 체육관 및 mormyrids 모두에 대한 대표적인 종을 선택해야합니다. 우루과이 몬테비데오에서 열린 2016 년 전기 물고기 회의에서 논의 한 후, 이미 실험실에서 사육 될 수있는 종을 활용하고 유전체 자원을 사용할 수있는 종을 활용하기 위한 지역 사회의 합의가 있었습니다. 체육관 브라키하이포무스 가우디오와 모르미리드 브리노미러스 브라키시스티우스는 이러한 기준에 맞는 종으로 선정되었다. 두 종 모두에서 번식 조건을 유도하고 유지하는 자연 신호는 포로로 모방하기 쉽습니다. B. gauderio,남미에서 체육관 종, 낮은 축산 요구 사항의 장점을 가지고 : 물고기는 상대적으로 작은 (4 L) 탱크에서 상대적으로 높은 밀도로 유지 될 수있다. B. gauderio는 또한 포로 조건하에서 빠른 세대 회전율을 가지고있습니다. 실험실 조건에서, B. gauderio 약에 계란에서 성인으로 개발할 수 있습니다 4 개월.
B. brachyistius, 서중앙 아프리카에서 모미리드 물고기의 종, 포로에서 쉽게 품종. B. brachyistius는 수족관 무역을 통해 쉽게 사용할 수 있으며, 많은 연구에서 널리 사용되어 왔으며, 현재 는 다수의 유전체 자원을 사용할 수 있습니다. 그들의 수명 주기는 실험실 조건에 따라 1-3 년 동안 지속됩니다. 축산 요구 사항은 이 종에 대해 다소 더 집중적이며, 사육 중 침략으로 인해 적당한 크기의 탱크 (50−100 L)가 필요합니다.
전기 물고기의 그밖 종을 공부하는 실험실은 종을 사육할 수 있는 한 이 프로토콜을 쉽게 적응할 수 있어야 하고, 단세포 배아는 성인으로 집합되고 양육될 수 있습니다. 주택, 애벌레 축산, 체외 수정 (IVF) 비율은 가능성이 다른 종으로 변경됩니다; 그러나,이 프로토콜은 다른 약한 전기 물고기의 번식 시도를위한 출발점으로 사용할 수 있습니다.
개념 증명을 위한 이상적인 유전자 표적: scn4aa 약한 전기 mormyrid 및 체육관 물고기는 전기 기관이라고 하는 특수 기관을 방전해서 전기장 (전기 발생)을 생성합니다. 전기 기관 방전 (EODs)는 전기 세포라는 전기 기관 세포에서 활동 전위가 동시에 생성되어 발생합니다. EOD는 물고기의 주변의 고해상도 전기 이미지를 만들기 위해 피부에 전기 수용체의 배열에 의해검출된다 45. 약한 전기 물고기는 또한 그들의 conspecifics의 EOD 파형의 기능을 감지 할 수 있습니다18 뿐만 아니라 그들의 방전 속도46,EOD는 새소리 또는 개구리와 유사한 소셜 통신 신호로 추가로 작동 할 수 있도록 발성47.
모르마이리드와 체육관의 전위 전위 생성의 주요 구성 요소는 전압 게이트 나트륨 채널 NaV1.42입니다. 비전기 텔레오스스트는 전압 게이트 나트륨 채널 NaV1.430에대한 코딩, 두 개의 paralogous 유전자 사본을 표현, scn4aa 및 scn4ab. 체육관에서 약하게 전기 물고기 혈통 모두에서, scn4aa는 급속하게 진화하고 그것의 운동 특성에 영향을 미치는 수많은 아미노산 치환을 겪었다48. 가장 중요한 것은, scn4aa는 전기 기관2,3에두 계보에서 구획화되고있다. 전기 기관에 scn4aa의 상대적으로 제한 된 발현, 뿐만 아니라 EODs의 생성에 그것의 중요 한 역할, 그것은 CRISPR/Cas9 녹아웃 실험에 대 한 이상적인 대상, 그것은 최소한의 해로운 pleiotropic 효과. 약한 전기 물고기는 그들의 애벌레 전기 기관을 배출 하기 시작 하기 때문에 6-8 일 후 수정 (DPF), scn4aaa의 타겟팅은 이상적으로 배아 미세 주입 다음 빠른 자형질에 적합.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>20 mg/mL RNA grade Glycogen</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>R0551</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 bp DNA ladder</td>
			<td>NEB</td>
			<td>N3236L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>borosilicate glass capillary with filament</td>
			<td>Sutter Instrument</td>
			<td>BF100-58-10</td>
			<td>(O.D. 1.0mm, I.D. 0.58 mm, 10 cm length)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cas9 protein with NLS; 1 mg/mL</td>
			<td>PNA Biology</td>
			<td>CP01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dneasy Blood &#38; Tissue Kit</td>
			<td>Qiagen</td>
			<td>69506</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eppendorf FemptoJet 4i Microinjector</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>E5252000021</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eppendorf Microloader Pipette Tips</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>10289651</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hamilton syringe</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-824-654</td>
			<td>referred to as &#34;precision glass syringe&#34; in the protocol</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kimwipe</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>06-666</td>
			<td>referred to as &#34;delicate task wipe&#34; in the protocol</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MEGAscript T7 Transcription Kit</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>AM1334</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NEBuffer 3</td>
			<td>NEB</td>
			<td>B7003S</td>
			<td>used for in vitro cleavage assay</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OneTaq DNA kit</td>
			<td>NEB</td>
			<td>M0480L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ovaprim</td>
			<td>Syndel USA</td>
			<td>https://www.syndel.com/ovaprim-ovammmlu010.html</td>
			<td>referred to as &#34;spawning agent&#34; in the protocol</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>S37440</td>
			<td>referred to as &#34;thermoplastic&#34; in the protocol</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipette puller</td>
			<td>WPI</td>
			<td>SU-P97</td>
			<td>sutter brand</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>QIAquick PCR Purification Kit</td>
			<td>Qiagen</td>
			<td>28106</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reusable needle- requires customization</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>7803-02</td>
			<td>Customize to 0.7 inches long; point style 4 and angle 25</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T4 DNA polymerase</td>
			<td>NEB</td>
			<td>M0203L</td>
			<td>Use with the 10X NEB buffer that is included</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Teflon coated tools</td>
			<td>bonefolder.com</td>
			<td>T-SPATULA4PIECE</td>
			<td>referred to as &#34;polytetrafluoroethene&#34; in the protocol</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

silencing the spark: crispr/cas9 genome editing in weakly electric fish

전기 수신 및 전기 발생은 척추 동물의 진화 역사에서 변경되었습니다. 일반적인 유전 아키텍처를 공유하는 이 독립적으로 파생된 표현형에는 수렴의 현저한 정도가 있습니다. 이것은 아마도 가장 좋은 체육관과 mormyrids의 수많은 수렴 기능에 의해 예시, 생산 하 고 약한 전기 물고기 라고 하는 두 종 풍부한 teleost clades. 약한 전기 물고기가 주변 을 감지하고 의사 소통하기 위해 전기를 사용하는 발견 이후 50 년 동안, 과학자의 성장 커뮤니티는 개발, 시스템 및 회로 신경 과학의 진화에 엄청난 통찰력을 얻고있다, 세포 생리학, 생태학, 진화 생물학 및 행동. 최근에는 전기 어류에 대한 게놈 자원이 확산되고 있습니다. 이 자원의 사용은 이미 이 종에 있는 유전자형과 표현형 사이 연결에 관하여 중요한 통찰력을 촉진했습니다. 유전체학 데이터를 약한 전기 어류의 자형적 데이터와 통합하는 데 큰 장애물은 기능성 유전체학 도구가 부족하다는 것입니다. 우리는 약한 전기 물고기에 있는 내인성 DNA 복구 기계장치를 이용하는 CRISPR/Cas9 돌연변이 발생을 능력을 발휘하기 위한 가득 차있는 프로토콜을 여기에서 보고합니다. 우리는 이 프로토콜이 CRISPR/Cas9를 사용하여 인델과 포인트 돌연변이를 표적으로 하여 모미리드 종 브리아노미러스 brachyistius와 체육관 브라키하이포무스 고데리오 모두에서 동등하게 효과적이라는 것을 입증합니다. 나트륨 채널 유전자 scn4aa. 이 프로토콜을 사용하여, 두 종으로부터의 배아를 수득하고 유전자형화하여 나트륨 채널 scn4aa의 제1 엑소에서 예측된 돌연변이가 존재했다는 것을 확인하였다. 녹아웃 성공 표현형은 주입되지 않은 크기 일치 대조군과 비교할 때 감소된 전기 기관 방전 진폭을 보여주는 기록으로 확인되었다.

sgRNA 표적 부위는 섹션 1에 기재된 바와 같이 B. gauderio 및 B. brachyistius 둘 다에서 scn4aa의 엑톤 1 내에서 확인되었다. sgRNAs는 섹션 2에 기재된 바와 같이 생성되었다. 성공적인 sgRNA 선택 및합성(도 1)에이어, 시험관내 절단을 시험하였다(도2). 시험관내 절단을 시나는 sgRNAs는 그 후 단일 세포 미세 주사를 위해 선택되었다.
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Silencing the Spark: CRISPR/Cas9 Genome Editing in Weakly Electric Fish

여기서, CRISPR/Cas9 게놈 녹아웃 전기 물고기를 생산하고 후방에 프로토콜이 제시된다. 상세히 설명된 것은 체육관 및 모르미리드 모두에 필요한 분자 생물학, 사육 및 축산 요구 사항, 및 Cas9-유도 인델 F0 애벌레를 생산하는 주입 기술이다.

불꽃을 침묵 : 약한 전기 물고기에서 CRISPR / Cas9 게놈 편집

Electroreception and electrogenesis have changed in the evolutionary history of vertebrates. There is a striking degree of convergence in these ...

CRISPR/Cas9 유전자 편집 약한 전기 물고기에, 특히 비교 맥락에서, 특정 유전자와 유전 적 분산 이 현상 변이에 기여하는 방법에 대한 가설을 테스트 하는 연구원을 가능하게 할 것 이다. CRISPR/Cas9는 돌연변이 F-제로 배아를 생성하는 효율적인 방법입니다. 이 프로토콜은 연구원이 약하게 전기 물고기의 두 수렴 진화 종에서 CRISPR-Cas9 조작을 수행 할 수 있습니다.다른 전기 물고기 또는 다른 물고기 종의 몇 가지 수정과 함께이 접근 방식을 사용하는 열쇠는 sgRNAs를 만들기 위해 전사 또는 유전체 자원의 가용성입니다. 2D 평면 내의 3D 위치에서 미세 주입을 수행하고 세포를 시각화하는 것은 어려울 수 있습니다. 일반적인 미세 주입 기술을 연습하기 위해 계란에 대한 작은 제브라피시 식민지를 가져옵니다.사바스 콘스탄티노우와 함께 절차를 시연하는 것은 제러드 톰슨, 내 실험실에서 기술자가 될 것입니다. 적절한 번식 조건하에서 관심있는 물고기 종을 수용 한 후, 중력으로 보이는 암컷 물고기를 식별합니다. B.gauderio에서 암컷은 통풍구에 소달이 부어 있을 것입니다.B.brachyistius 에서 여성은 부어 배를 가지고 깊은 몸을 나타납니다. 마취 투여 후, 철저한 혼합과 PCR 튜브에 DPBS의 4 배에 산란제를 추가합니다. 솔루션은 흐리게 됩니다.파이펫을 사용하여 계산된 용량을 측정하고 28게이지 19~25밀리리터 길이의 beveled 바늘이 장착된 정밀 유리 주사기로 용액을 그리기 전에 희석된 제를 열가소성 플라스틱 조각에 분배합니다. 부드러운 속도로 등대 트렁크 근육에 용액을 주입하고 바늘이 제거하기 전에 2 ~ 4 초 동안 앉아 보자. 그런 다음 즉시 물고기를 신선한 시스템 물에 넣고 복구하십시오.B.gauderio 정자 수집의 경우, 24 시간 후, 큰 수컷 물고기를 선택하고 퇴학 후 가능한 한 빨리, 특히 머리와 통풍구 주위에 철저하게 물고기를 건조. 말린 생선 복부면을 왼쪽에 앞쪽으로 올려 놓고, MS222에 담근 축축한 종이 타월로 덮여 있어 머리를 테이블과 평행하게 맞설 수 있습니다. 즉시 통풍구쪽으로 곤드를 통해 즉시 빛을 압박하고 팁마이크로 파이프터를 사용하여, 신중하게 50 마이크로 리터 단위로 남성에서 압착으로 정자를 수집으로 장밋방향으로 코달에 압력을 적용합니다.얼음에 정자 익스텐더 솔루션의 500 마이크로 리터 볼륨에 직접 정자의 알리쿼트추가. 컬렉션 직후, 생선을 점액 코트 보호 상품처리 담수에 넣습니다. B.gauderio 계란 컬렉션의 경우, 마취 된 B.gauderio 암컷 물고기를 건조 한 후 즉시 머리가 지배적 인 손을 향한 측면으로 물고기를 놓고 코달에 압력을 가하여 곤나드를 통해 중간으로 압착하여 곤나드를 향해 간장을 맞습니다.폴리테트라플루오로틸렌 도구를 사용하여 클로카에서 압착되는 계란을 조심스럽게 수집하고 계란을 덮은 작은 페트리 접시에 빠르게 놓습니다. 압착 후 혼자 작업하는 경우, 그들은 여성에서 추방으로 작은 페트리 접시의 기지에 계란 질량을 터치합니다. 계란을 수집 한 직후, 슬라임 코트 보호 제품 처리 신선한 시스템 물에 물고기를 배치합니다.B.gauderio 체외 수정의 경우 잘 혼합 된 정자 SES 용액 100 마이크로 리터를 계란 질량 에 직접 넣고 담근 시스템 물 1 밀리리터를 넣습니다. 게임테 서스펜션을 30~60초 동안 철저히 섞은 후 0.22마이크로미터 의 모공 여과 시스템 물을 추가로 추가합니다. 시험관 내 수정 시간으로 접시에 라벨을 지정하고 29도 섭씨 인큐베이터에 접시를 배치하여 개발 진행 상황을 확인하기 위해 50 분 타이머를 설정합니다.수정 기간 동안 마이크로 로더 파이펫 팁을 사용하여 관심있는 주입 용액의 두 마이크로 리터를 마이크로 주입 바늘에 역으로 내리고 가능한 한 팁에 가까운 액체를 추방하십시오. 단일 세포가 적어도 하나의 세포의 동물 극에서 형성되면, 해부 현미경으로 접시를 옮기고 바늘의 테이퍼가 강성을 입증하기 시작하는 곳을 향해 경부 각도로 바늘 끝을 깰 미세 집게 쌍을 사용합니다. 바늘의 구멍은 단단한 테이퍼를 유지하면서 가능한 한 작게 유지되어야합니다.현미경의 밑에 개발 zygotes를 확인하고 페트리 접시의 반전 상단에 설정 유리 현미경 슬라이드의 가장자리에 가능한 한 작은 물에 10 ~ 20 계란을 배치 절단 팁 플라스틱 전송 파이펫을 사용합니다. 섬세한 작업 닦아, 부드럽게 계란슬라이드의 가장자리에 단단히 부착 할 수 있도록 여분의 물을 제거하기 위해 슬라이드를 누릅니다. 물은 슬라이드 아래에 사악하고 가장자리에 계란을 당깁니다.주사 중 계란의 움직임을 피하기 위해 약간의 서 수분을 유지하면서 계란을 촉촉하게 유지하기에 충분한 물이 있어야합니다. 접근 바늘에 수직으로 슬라이드에 계란을 정렬하고, 초리온에 바늘을 배치하기 위해 미세 조작기를 사용합니다. 그런 다음 바늘을 약 45도 각도로 잡고 먼저 초리온에 팁을 삽입한 다음 단일 세포에 삽입하여 가능하면 노른자를 통해 주입합니다.미세 한 집게주입 하는 동안 깨진 계란을 제거 합니다. 모든 계란을 주입한 경우, 0.22 마이크로미터 모공 여과 시스템 물의 분출 병을 사용하여 주입 단계에서 계란을 새로운 100mm 직경페트리 접시로 부드럽게 씻어냅니다. 성공적인 짧은 가이드 RNA 선택 및 합성에 따라, 체외 분열은 단세포 미세 주입을 위한 선택을 위해 시험될 수 있습니다.PCR 정화 및 복제 후, 본 대표적인 실험에서 CRISPR-Cas9 유도돌연변이는 강력한 전기 기관 방전 진폭 감소를 가진 개별 B.gauderio 및 B.brachyistius 클론에서 확인되었으며, 주입되지 않은 제어는 참조된 유전자형만 표시하였다. 확인된 CRISPR 돌연변이체와 에이전트 크기 사이의 전기 기관 방전 진폭의 시각화는 SCN-4 AA 돌연변이 B.brachyistius 와 B.gauderio 배아 모두 대조군보다 전기 기관 방전 진폭이 현저히 낮았다는 것을 입증했습니다. 마이크로 주사를 수행할 때 생존하는 단일 세포 주입 배아의 수를 최대화하기 위해 가능한 한 신속하고 의도적으로 움직입니다.어려운 계란으로 시간을 낭비하지 마십시오. 성공적인 돌연변이가 확인되면 전통적인 사육 방법은 CRSPR 관련 모자이크 문제를 제거하는 안정적인 돌연변이 선을 만들 수 있습니다. 이 프로토콜은 연구원이 약한 전기 물고기의 두 수렴 된 종에서 기능 검증과 비교 게놈 연구를 수행 할 수 있습니다.

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Research

JoVE Journal

Biology

Agrobacterium-Mediated Virus-Induced Gene Silencing Assay In Cotton

Cotton (Gossypium hirsutum) is one of the most important crops worldwide. Considerable efforts have been made on molecular breeding of new varieties. The large-scale gene functional analysis in cotton has been lagged behind most of the modern plant species, likely due to its large size of genome, gene duplication and polyploidy, long growth cycle and recalcitrance to genetic transformation1. To facilitate high throughput functional genetic/genomic study in cotton, we attempt to develop rapid and efficient transient assays to assess cotton gene functions.
Virus-Induced Gene Silencing (VIGS) is a powerful technique that was developed based on the host Post-Transcriptional Gene Silencing (PTGS) to repress viral proliferation2,3. Agrobacterium-mediated VIGS has been successfully applied in a wide range of dicots species such as Solanaceae, Arabidopsis and legume species, and monocots species including barley, wheat and maize, for various functional genomic studies3,4. As this rapid and efficient approach avoids plant transformation and overcomes functional redundancy, it is particularly attractive and suitable for functional genomic study in crop species like cotton not amenable for transformation.
In this study, we report the detailed protocol of Agrobacterium-mediated VIGS system in cotton. Among the several viral VIGS vectors, the tobacco rattle virus (TRV) invades a wide range of hosts and is able to spread vigorously throughout the entire plant yet produce mild symptoms on the hosts5. To monitor the silencing efficiency, GrCLA1, a homolog gene of Arabidopsis Cloroplastos alterados 1 gene (AtCLA1) in cotton, has been cloned and inserted into the VIGS binary vector pYL156. CLA1 gene is involved in chloroplast development6, and previous studies have shown that loss-of-function of AtCLA1 resulted in an albino phenotype on true leaves7, providing an excellent visual marker for silencing efficiency. At approximately two weeks post Agrobacterium infiltration, the albino phenotype started to appear on the true leaves, with 100% silencing efficiency in all replicated experiments. The silencing of endogenous gene expression was also confirmed by RT-PCR analysis. Significantly, silencing could potently occur in all the cultivars we tested, including various commercially grown varieties in Texas. This rapid and efficient Agrobacterium-mediated VIGS assay provides a very powerful tool for rapid large-scale analysis of gene functions at genome-wide level in cotton.

We present the detailed protocol for Agrobacterium-mediated virus-induced gene silencing (VIGS) assay in cotton. The tobacco rattle virus (TRV)-derived VIGS vectors were deployed to induce RNA silencing of cotton GrCLA1, Cloroplastos alterados 1 gene. The albino phenotype caused by silencing GrCLA1 was observed at the seedling stage within 2 weeks after inoculation.

커튼에서 Agrobacterium - 중재 바이러스 유발 유전자 입을 분석

Cotton (Gossypium hirsutum) is one of the most important crops worldwide. Considerable efforts have been made on molecular breeding of new varieties.  The ...

연구

생물학

Genome Editing with CompoZr Custom Zinc Finger Nucleases (ZFNs)

Genome editing is a powerful technique that can be used to elucidate gene function and the genetic basis of disease. Traditional gene editing methods such as chemical-based mutagenesis or random integration of DNA sequences confer indiscriminate genetic changes in an overall inefficient manner and require incorporation of undesirable synthetic sequences or use of aberrant culture conditions, potentially confusing biological study. By contrast, transient ZFN expression in a cell can facilitate precise, heritable gene editing in a highly efficient manner without the need for administration of chemicals or integration of synthetic transgenes.
Zinc finger nucleases (ZFNs) are enzymes which bind and cut distinct sequences of double-stranded DNA (dsDNA). A functional CompoZr ZFN unit consists of two individual monomeric proteins that bind a DNA "half-site" of approximately 15-18 nucleotides (see Figure 1). When two ZFN monomers "home" to their adjacent target sites the DNA-cleavage domains dimerize and create a double-strand break (DSB) in the DNA.1 Introduction of ZFN-mediated DSBs in the genome lays a foundation for highly efficient genome editing. Imperfect repair of DSBs in a cell via the non-homologous end-joining (NHEJ) DNA repair pathway can result in small insertions and deletions (indels). Creation of indels within the gene coding sequence of a cell can result in frameshift and subsequent functional knockout of a gene locus at high efficiency.2 While this protocol describes the use of ZFNs to create a gene knockout, integration of transgenes may also be conducted via homology-directed repair at the ZFN cut site.
The CompoZr Custom ZFN Service represents a systematic, comprehensive, and well-characterized approach to targeted gene editing for the scientific community with ZFN technology. Sigma scientists work closely with investigators to 1) perform due diligence analysis including analysis of relevant gene structure, biology, and model system pursuant to the project goals, 2) apply this knowledge to develop a sound targeting strategy, 3) then design, build, and functionally validate ZFNs for activity in a relevant cell line. The investigator receives positive control genomic DNA and primers, and ready-to-use ZFN reagents supplied in both plasmid DNA and in-vitro transcribed mRNA format. These reagents may then be delivered for transient expression in the investigator&#x2019;s cell line or cell type of choice. Samples are then tested for gene editing at the locus of interest by standard molecular biology techniques including PCR amplification, enzymatic digest, and electrophoresis. After positive signal for gene editing is detected in the initial population, cells are single-cell cloned and genotyped for identification of mutant clones/alleles.

Genome Editing with CompoZr Custom Zinc Finger Nucleases ZFNs

The CompoZr Custom Zinc-Finger Nuclease (ZFN) Service enables precise genome editing in any organism or cell line at any locus defined by the user. This article describes the process for the design, manufacture, validation and implementation of the CompoZr Custom ZFN Service.

CompoZr 맞춤 아연 손가락 Nucleases와 게놈 편집 (ZFNs)

Genome editing is a powerful technique that can be used to elucidate gene function and the genetic basis of disease. Traditional gene editing methods such ...

Digital Inline Holographic Microscopy (DIHM) of Weakly-scattering Subjects

Weakly-scattering objects, such as small colloidal particles and most biological cells, are frequently encountered in microscopy. Indeed, a range of techniques have been developed to better visualize these phase objects; phase contrast and DIC are among the most popular methods for enhancing contrast. However, recording position and shape in the out-of-imaging-plane direction remains challenging. This report introduces a simple experimental method to accurately determine the location and geometry of objects in three dimensions, using digital inline holographic microscopy (DIHM). Broadly speaking, the accessible sample volume is defined by the camera sensor size in the lateral direction, and the illumination coherence in the axial direction. Typical sample volumes range from 200 &#181;m&#160;x 200 &#181;m&#160;x 200 &#181;m using LED illumination, to 5 mm&#160;x 5 mm&#160;x 5 mm or larger using laser illumination. This illumination light is configured so that plane waves are incident on the sample. Objects in the sample volume then scatter light, which interferes with the unscattered light to form interference patterns perpendicular to the illumination direction. This image (the hologram) contains the depth information required for three-dimensional reconstruction, and can be captured on a standard imaging device such as a CMOS or CCD camera. The Rayleigh-Sommerfeld back propagation method is employed to numerically refocus microscope images, and a simple imaging heuristic based on the Gouy phase anomaly is used to identify scattering objects within the reconstructed volume. This simple but robust method results in an unambiguous, model-free measurement of the location and shape of objects in microscopic samples.

Digital Inline Holographic Microscopy DIHM of Weakly-scattering Subjects

The three-dimensional locations of weakly-scattering objects can be uniquely identified using digital inline holographic microscopy (DIHM), which involves a minor modification to a standard microscope. Our software uses a simple imaging heuristic coupled with Rayleigh-Sommerfeld back-propagation to yield the three-dimensional position and geometry of a microscopic phase object.

약하게 산란 주제의 디지털 인라인 홀로그램 현미경 (DIHM)

Weakly-scattering objects, such as small colloidal particles and most biological cells, are frequently encountered in microscopy. Indeed, a range of ...

Generation of Genomic Deletions in Mammalian Cell Lines via CRISPR/Cas9

The prokaryotic clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR)/CRISPR-associated (Cas) 9 system may be re-purposed for site-specific eukaryotic genome engineering. CRISPR/Cas9 is an inexpensive, facile, and efficient genome editing tool that allows genetic perturbation of genes and genetic elements. Here we present a simple methodology for CRISPR design, cloning, and delivery for the production of genomic deletions. In addition, we describe techniques for deletion, identification, and characterization. This strategy relies on cellular delivery of a pair of chimeric single guide RNAs (sgRNAs) to create two double strand breaks (DSBs) at a locus in order to delete the intervening DNA segment by non-homologous end joining (NHEJ) repair. Deletions have potential advantages as compared to single-site small indels given the efficiency of biallelic modification, ease of rapid identification by PCR, predictability of loss-of-function, and utility for the study of non-coding elements. This approach can be used for efficient loss-of-function studies of genes and genetic elements in mammalian cell lines.

CRISPR/Cas9 is a robust system to produce disruption of genes and genetic elements. Here we describe a protocol for the efficient creation of genomic deletions in mammalian cell lines using CRISPR/Cas9.

CRISPR / Cas9를 통해 포유 동물 세포주의 게놈에 삭제 세대

The prokaryotic clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR)/CRISPR-associated (Cas) 9 system may be re-purposed for site-specific ...

Genome Editing in Astyanax mexicanus Using Transcription Activator-like Effector Nucleases (TALENs)

Identifying alleles of genes underlying evolutionary change is essential to understanding how and why evolution occurs. Towards this end, much recent work has focused on identifying candidate genes for the evolution of traits in a variety of species. However, until recently it has been challenging to functionally validate interesting candidate genes. Recently developed tools for genetic engineering make it possible to manipulate specific genes in a wide range of organisms. Application of this technology in evolutionarily relevant organisms will allow for unprecedented insight into the role of candidate genes in evolution. Astyanax mexicanus (A. mexicanus) is a species of fish with both surface-dwelling and cave-dwelling forms. Multiple independent lines of cave-dwelling forms have evolved from ancestral surface fish, which are interfertile with one another and with surface fish, allowing elucidation of the genetic basis of cave traits. A. mexicanus has been used for a number of evolutionary studies, including linkage analysis to identify candidate genes responsible for a number of traits. Thus, A. mexicanus is an ideal system for the application of genome editing to test the role of candidate genes. Here we report a method for using transcription activator-like effector nucleases (TALENs) to mutate genes in surface A. mexicanus. Genome editing using TALENs in A. mexicanus has been utilized to generate mutations in pigmentation genes. This technique can also be utilized to evaluate the role of candidate genes for a number of other traits that have evolved in cave forms of A. mexicanus.

Genome Editing in Astyanax mexicanus Using Transcription Activator-like Effector Nucleases TALENs

Gene-targeting mutagenesis is now possible in a wide range of organisms using genome editing techniques. Here, we demonstrate a protocol for targeted gene mutagenesis using transcription activator like effector nucleases (TALENs) in Astyanax mexicanus, a species of fish that includes surface fish and cavefish.

의 게놈 편집<em&gt; 아 스티 아낙 스의 mexicanus</em&gt; 사용 전사 활성제와 같은 이펙터 뉴 클레아 제 (TALENs)

Identifying alleles of genes underlying evolutionary change is essential to understanding how and why evolution occurs.  Towards this end, much recent ...

Preparing and Injecting Embryos of Culex Mosquitoes to Generate Null Mutations using CRISPR/Cas9

Culex mosquitoes are the major vectors of several diseases that negatively impact human and animal health including West Nile virus and diseases caused by filarial nematodes such as canine heartworm and elephantasis. Recently, CRISPR/Cas9 genome editing has been used to induce site-directed mutations by injecting a Cas9 protein that has been complexed with a guide RNA (gRNA) into freshly laid embryos of several insect species, including mosquitoes that belong to the genera Anopheles and Aedes. Manipulating and injecting Culex mosquitoes is slightly more difficult as these mosquitoes lay their eggs upright in rafts rather than individually like other species of mosquitoes. Here we describe how to design gRNAs, complex them with Cas9 protein, induce female mosquitoes of Culex pipiens to lay eggs, and how to prepare and inject newly laid embryos for microinjection with Cas9/gRNA. We also describe how to rear and screen injected mosquitoes for the desired mutation. The representative results demonstrate that this technique can be used to induce site-directed mutations in the genome of Culex mosquitoes and, with slight modifications, can be used to generate null-mutants in other mosquito species as well.&#160;

Preparing and Injecting Embryos of Culex Mosquitoes to Generate Null Mutations using CRISPR/Cas9

CRISPR/Cas9 is increasingly used to characterize gene function in non-model organisms. This protocol describes how to generate knock-out lines of Culex pipiens, from preparing injection mixes, to obtaining and injecting mosquito embryos, as well as how to rear, cross, and screen injected mosquitoes and their progeny for desired mutations.

CRISPR/Cas9를 사용하여 Null 돌연변이를 생성하기 위해 컬렉스 모기의 배아를 준비하고 주입합니다.

Culex mosquitoes are the major vectors of several diseases that negatively impact human and animal health including West Nile virus and diseases caused by ...

Genome Engineering of Primary Human B Cells Using CRISPR/Cas9

B cells are lymphocytes derived from hematopoietic stem cells and are a key component of the humoral arm of the adaptive immune system. They make attractive candidates for cell-based therapies because of their ease of isolation from peripheral blood, their ability to expand in vitro, and their longevity in vivo. Additionally, their normal biological function&#8212;to produce large amounts of antibodies&#8212;can be utilized to express very large amounts of a therapeutic protein, such as a recombinant antibody to fight infection, or an enzyme for the treatment of enzymopathies. Here, we provide detailed methods for isolating primary human B cells from peripheral blood mononuclear cells (PBMCs) and activating/expanding isolated B cells in vitro. We then demonstrate the steps involved in using the CRISPR/Cas9 system for site-specific KO of endogenous genes in B cells. This method allows for efficient KO of various genes, which can be used to study the biological functions of genes of interest. We then demonstrate the steps for using the CRISPR/Cas9 system together with a recombinant, adeno-associated, viral (rAAV) vector for efficient site-specific integration of a transgene expression cassette in B cells. Together, this protocol provides a step-by-step engineering platform that can be used in primary human B cells to study biological functions of genes as well as for the development of B-cell therapeutics.

Here we provide a detailed, step-by-step protocol for CRISPR/Cas9-based genome engineering of primary human B cells for gene knockout (KO) and knock-in (KI) to study biological functions of genes in B cells and the development of B-cell therapeutics.

CRISPR/Cas9를 사용하여 1차 인간 B 세포의 게놈 공학

B cells are lymphocytes derived from hematopoietic stem cells and are a key component of the humoral arm of the adaptive immune system. They make ...

Pupal and Adult Injections for RNAi and CRISPR Gene Editing in Nasonia vitripennis

The jewel wasp, Nasonia vitripennis, has become an efficient model system to study epigenetics of haplo-diploid sex determination, B-chromosome biology, host-symbiont interactions, speciation, and venom synthesis. Despite the availability of several molecular tools, including CRISPR/Cas9, functional genetic studies are still limited in this organism. The major limitation of applying CRISPR/Cas9 technology in N. vitripennis stems from the challenges of embryonic microinjections. Injections of embryos are particularly difficult in this organism and in general in many parasitoid wasps, due to small embryo size and the requirement of a host pupa for embryonic development. To address these challenges, Cas9 ribonucleoprotein complex delivery into female&#160;ovaries by adult injection, rather than embryonic microinjection, was optimized, resulting in both somatic and heritable germline edits. The injection procedures were optimized in pupae and female wasps using either ReMOT Control (Receptor-Mediated Ovary Transduction of Cargo) or BAPC (Branched Amphiphilic Peptide Capsules). These methods are shown to be effective alternatives to embryo injection, enabling site-specific and heritable germline mutations.

Pupal and Adult Injections for RNAi and CRISPR Gene Editing in Nasonia vitripennis

Here, we describe methods for efficient pupal and adult injections in Nasonia vitripennis as accessible alternatives to embryo microinjection, enabling functional analysis of genes of interest using either RNA-silencing via RNA interference (RNAi) or gene knockout via CRISPR/Cas9 genome editing.

나소니아 vitripennis에서 RNAi와 CRISPR 유전자 편집을위한 푸팔과 성인 주사

The jewel wasp, Nasonia vitripennis, has become an efficient model system to study epigenetics of haplo-diploid sex determination, B-chromosome biology, ...

TGF-&#946;-mediated Endothelial to Mesenchymal Transition (EndMT) and the Functional Assessment of EndMT Effectors using CRISPR/Cas9 Gene Editing

In response to specific external cues and the activation of certain transcription factors, endothelial cells can differentiate into a mesenchymal-like phenotype, a process that is termed endothelial to mesenchymal transition (EndMT). Emerging results have suggested that EndMT is causally linked to multiple human diseases, such as fibrosis and cancer. In addition, endothelial-derived mesenchymal cells may be applied in tissue regeneration procedures, as they can be further differentiated into various cell types (e.g., osteoblasts and chondrocytes). Thus, the selective manipulation of EndMT may have clinical potential. Like epithelial-mesenchymal transition (EMT), EndMT can be strongly induced by the secreted cytokine transforming growth factor-beta (TGF-&#946;), which stimulates the expression of so-called EndMT transcription factors (EndMT-TFs), including Snail and Slug. These EndMT-TFs then up- and downregulate the levels of mesenchymal and endothelial proteins, respectively. Here, we describe methods to investigate TGF-&#946;-induced EndMT in vitro, including a protocol to study the role of particular TFs in TGF-&#946;-induced EndMT. Using these techniques, we provide evidence that TGF-&#946;2 stimulates EndMT in murine pancreatic microvascular endothelial cells (MS-1 cells), and that the genetic depletion of Snail using clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR)/CRISPR-associated protein 9 (Cas9)-mediated gene editing, abrogates this phenomenon. This approach may serve as a model to interrogate potential modulators of endothelial biology, and can be used to perform genetic or pharmacological screens in order to identify novel regulators of EndMT, with potential application in human disease.

TGF-&amp;#946;-mediated Endothelial to Mesenchymal Transition EndMT and the Functional Assessment of EndMT Effectors using CRISPR/Cas9 Gene Editing

We describe methods to investigate TGF-&#946;2-induced EndMT in endothelial cells by observing cell morphology changes and examining the expression EndMT-related marker changes using immunofluorescence staining. CRISPR/Cas9 gene editing was described and used to deplete the gene encoding Snail to investigate its role in TGF-&#946;2-induced EndMT.

TGF-β 매개 내피- 중간엽 전환(EndMT)과 CRISPR/Cas9 유전자 편집을 사용하여 EndMT 이펙터의 기능평가

In response to specific external cues and the activation of certain transcription factors, endothelial cells can differentiate into a mesenchymal-like ...

Construction of Homozygous Mutants of Migratory Locust Using CRISPR/Cas9 Technology

The migratory locust, Locusta migratoria, is not only one of the worldwide plague locusts that caused huge economic losses to human beings but also an important research model for insect metamorphosis. The CRISPR/Cas9 system can accurately locate at a specific DNA locus and cleave within the target site, efficiently introducing double-strand breaks to induce target gene knockout or integrate new gene fragments into the specific locus. CRISPR/Cas9-mediated genome editing is a powerful tool for addressing questions encountered in locust research as well as a promising technology for locust control. This study provides a systematic protocol for CRISPR/Cas9-mediated gene knockout with the complex of Cas9 protein and single guide RNAs (sgRNAs) in migratory locusts. The selection of target sites and design of sgRNA are described in detail, followed by in vitro synthesis and verification of the sgRNAs. Subsequent procedures include egg raft collection and tanned-egg separation to achieve successful microinjection with low mortality rate, egg culture,&#160;preliminary estimation of the mutation rate, locust breeding as well as detection, preservation, and passage of the mutants to ensure population stability of the edited locusts. This method can be used as a reference for CRISPR/Cas9 based gene editing applications in migratory locusts as well as in other insects.

This study provides a systematically optimized procedure of CRISPR/Cas9 ribonuclease-based construction of homozygous locust mutants as well as a detailed method for cryopreservation and resuscitation of the locust eggs.

CRISPR/Cas9 기술을 이용한 철새 메뚜기의 동형접합 돌연변이 구축

The migratory locust, Locusta migratoria, is not only one of the worldwide plague locusts that caused huge economic losses to human beings but also an ...