Name: multi-fiber photometry to record neural activity in freely-moving animals
Uploaded: 2019-10-20T14:30:00
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Este trabalho foi apoiado por uma subvenção do Conselho de pesquisa de ciências naturais e engenharia do Canadá (NSERC: RGPIN-2017-06131) para C.P. C. P. é um FRSQ chercheur-Boursier. Agradecemos também ao Plateforme d' Outils Moléculaires (https://www.neurophotonics.ca/fr/pom) pela produção dos vetores virais utilizados neste estudo.

Todos os experimentos foram feitos de acordo com os comitês institucionais de cuidados e uso de animais da Universidade da Califórnia, San Diego, e o guia canadense para o cuidado e uso de animais de laboratório e foram aprovados pela Université Laval proteção animal Comité.
1. alinhamento do trajeto ótico entre a câmera do CMOS (semicondutor complementar do óxido de metal) e o cabo de remendo individual ou ramificando
<ol><li>Afrouxe todos os parafusos no Tradutor de 5 eixos (11, ...

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	<li>Gunaydin, L. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Natural+Neural+Projection+Dynamics+Underlying+Social+Behavior.">Natural Neural Projection Dynamics Underlying Social Behavior.</a> Cell. 157 (7), 1535-1551 (2014).</li><li>Proulx, C. 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H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualizing+Hypothalamic+Network+Dynamics+for+Appetitive+and+Consummatory+Behaviors.">Visualizing Hypothalamic Network Dynamics for Appetitive and Consummatory Behaviors.</a> Cell. 160 (3), 516-527 (2014).</li></ol>

A fotometria da fibra é uma aproximação acessível que permita que os investigadores gravem a dinâmica do volume-cálcio das populações neuronal definidas em animais livre-moventes. Este método pode ser combinado com uma ampla gama de testes comportamentais, incluindo tarefas de "movimento pesado", como testes de natação forçada2, Fear-condicionamento18, interações sociais1,4e outros7</...

A capacidade de correlacionar respostas neurais com aspectos específicos do comportamento de um animal é fundamental para entender o papel que um determinado grupo de neurônios desempenha em dirigir ou responder a uma ação ou estímulo. Dada a complexidade do comportamento animal, com a miríade de Estados internos e estímulos externos que podem afetar até mesmo as ações mais simples, o registro de um sinal com resolução de julgamento único equipa pesquisadores com as ferramentas necessárias para superar esses Limitações.
A fotometria da fibra transformou-se a técnica da escolha para muitos investigadores no campo da neurociência dos sistemas por causa de sua simplicidade relativa comparada a outras técnicas in vivo da gravação, sua relação sinal-à-ruído elevada, e a habilidade de gravar em uma variedade de paradigmas comportamentais1,2,3,4,5,6,7,8. Diferentemente dos métodos eletrofisiológicos tradicionais, a fotometria é a abordagem óptica mais comumente utilizada em conjunto com indicadores de cálcio geneticamente codificados (GECIs, a série GCaMP)9. GECIS mudar a sua capacidade de fluorescência com base em se eles estão ou não ligados ao cálcio. Porque a concentração interna de cálcio nos neurônios é muito firmemente regulada e tensão-gated canais de cálcio aberto quando um neurônio dispara um potencial de ação, aumentos transitórios na concentração interna de cálcio, que resultam em aumentos transitórios no capacidade de um GECI para fluorescência, pode ser um bom proxy para o disparo neuronal9.
Com a fotometria da fibra, a luz da excitação é dirigida abaixo de uma fibra ótica fina, multimodo no cérebro, e um sinal de emissão é coletado para trás acima através da mesma fibra. Porque estas fibras ópticas são leves e bendable, um animal pode mover-se pela maior parte Unhindered, fazendo esta técnica compatível com uma disposição larga de testes e de circunstâncias comportáveis. Algumas condições, tais como movimentos rápidos ou flexão do cabo de remendo de fibra óptica além do raio em que pode manter a reflexão interna total, podem introduzir artefatos de sinal. Para ambiguar sinal de ruído, podemos explorar uma propriedade do GCaMP conhecido como o "ponto isosbestic." Momentaneamente, com GCaMP, porque o comprimento de onda da luz da excitação é deslocado à esquerda, sua emissão no estado cálcio-ligado diminui e a emissão no estado cálcio-unbound aumenta marginalmente. O ponto em que a intensidade relativa destas duas emissões são iguais é denominado o ponto espécies. Quando GCaMP é excitado neste momento, sua emissão é afetada por mudanças em concentrações internas do cálcio, e a variação no sinal é o mais frequentemente devido à atenuação do sinal do overdobra do cabo de remendo Fiber-Optic ou do movimento do tecido neural em relação à fibra implantada.
A electrofisiologia da única unidade é ainda o padrão do ouro para livremente-mover-se em gravações in vivo devido a sua única-pilha e única-espiga resolução nivelada. No entanto, pode ser difícil identificar a identidade molecular das células que estão sendo gravadas, e a análise post-hoc pode ser bastante trabalhosa. Quando a fotometria da fibra não tiver a definição da único-pilha, permite investigadores de fazer perguntas impossíveis endereçar com técnicas tradicionais. Combinando estratégias virais com animais transgênicos, a expressão de GECIs pode ser direcionada para tipos neuronais geneticamente definidos para registrar a atividade neural definida pela população ou projeção, que pode ser realizada pelo monitoramento do sinal de cálcio diretamente no AXON terminais10,11. Além disso, através da implantação de múltiplas cânulas de fibra óptica, é possível monitorar simultaneamente a atividade neural de várias regiões cerebrais e caminhos no mesmo animal12,13.
Neste manuscrito, nós descrevemos uma técnica para a fotometria single e multi-Fiber, como corrigir para artefatos cálcio-independentes, e detalhar como executar gravações mono e Dual-Color. Nós também fornecemos exemplos dos tipos de perguntas que ele permite que alguém pergunte e seus níveis crescentes de complexidade (veja a Figura 1). A configuração de fotometria de fibra para gravações de várias fibras detalhadas neste protocolo pode ser construída usando uma lista de materiais encontrados em https://sites.google.com/view/multifp/hardware (Figura 2).
É essencial que o sistema esteja equipado para comprimentos de onda da excitação de 410 nanômetro e de 470 nanômetro para a emissão cálcio-independente e cálcio-dependente da fluorescência de GCaMP6 ou de suas variações. Para configurações personalizadas ou se não houver nenhum software disponível para executar o sistema, o livre, programa de código aberto bonsai (http://www.open-ephys.org/bonsai/) pode ser usado. Alternativamente, a fotometria da fibra pode ser executada através de MATLAB (por exemplo, https://github.com/deisseroth-lab/multifiber)12 ou a outra língua de programação14. O software e hardware do sistema deve permitir a manipulação de ambos os 410 nm e 470 nm LEDs e a câmera, extração de imagens (Figura 2), e cálculo da intensidade média fluorescente nas regiões de interesse (Rois) desenhado em torno das fibras em as imagens. A saída deve ser uma tabela de valores médios de intensidade registradas com os LEDs 470 nm e 410 nm de cada fibra no cabo de remendo. Ao realizar experimentos Multifibras, 400 μm de fibras podem limitar o movimento de camundongos. Nesses casos, recomendamos o uso de cabos de remendo de 200 μm, que proporcionam mais flexibilidade. Também pode ser possível usar cabos fictícios menores durante o treinamento de camundongos.
É crucial poder extrair pontos do tempo para eventos do interesse durante a aquisição da fotometria da fibra. Se o sistema não fornecer prontamente um sistema interno para integrar TTLs para eventos específicos, uma estratégia alternativa é atribuir um carimbo de data/hora a pontos de tempo individuais gravados para alinhar com horários e eventos específicos durante o experimento. O carimbo de tempo pode ser feito usando o relógio do computador.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>1/4&#34;-20 Stainless Steel Cap Screw, 1&#34; Long</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>SH25S100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/4&#34;-20 Stainless Steel Cap Screw, 1/2&#34; Long</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>SH25S050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/4&#34;-20 Stainless Steel Cap Screw, 3/8&#34; Long</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>SH25S038</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1000 &#181;m, 0.50 NA, SMA-SMA Fiber Patch Cable</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>M59L01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>12.7 mm Optical Post</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>TR30/M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>12.7 mm Pedestal Post Holder</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>PH20EM</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15 V, 2.4 A Power Supply Unit with 3.5 mm Jack Connector for T-Cube</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>KPS101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20x objective</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>RMS20X</td>
			<td>#10 in Figure 2, #11 in Figure 5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30 mm Cage Cube with Dichroic Filter Mount</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>CM1-DCH/M</td>
			<td>#8-9 in Figure 2, #8-10 in Figure 5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>405 nm LED</td>
			<td>Doric Lenses</td>
			<td>CLED_405</td>
			<td>#2 in Figure 2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>410 nm bandpass filter</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>FB410-10</td>
			<td>#5 in Figure 2; #7 in Figure 5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>465 nm. LED</td>
			<td>Doric Lenses</td>
			<td>CLED_465</td>
			<td>#1 in Figure 2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>470 nm bandpass filter</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>FB470-10</td>
			<td>#4 in Figure 2; #6 in Figure 5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>560 nm bandpass filter</td>
			<td>Semrock</td>
			<td>FF01-560/14-25</td>
			<td>#5 in Figure 5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>560 nm LED</td>
			<td>Doric Lenses</td>
			<td>CLED_560</td>
			<td>#1 in Figure 3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5-axis kinematic Mount</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>K5X1</td>
			<td>#11 in Figure 2, #12 in Figure 5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Achromatic Doublet</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>AC254-035-A-ML</td>
			<td>#7 in Figure 2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adaptor for 405 collimator</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>AD11F</td>
			<td>#3 in Figure 2; #4 in Figure 5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adaptor for ajustable collimator</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>AD127-F</td>
			<td>#3 in Figure 2; #4 in Figure 5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aluminum Breadboard</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>MB1824</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clamping Fork</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>CF125</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cube connector</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>CM1-CC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dual 493/574 dichroic</td>
			<td>Semrock</td>
			<td>FF493/574-Di01-25x36</td>
			<td>#10 in Figure 5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Emission filter for GCaMP6</td>
			<td>Semrock</td>
			<td>FF01-535/22-25</td>
			<td>#6 in Figure 2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Enclosure with Black Hardboard Panels</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>XE25C9</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Externally SM1-Threaded End Cap for Machining</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>SM1CP2M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fast-change SM1 Lens Tube Filter Holder</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>SM1QP</td>
			<td>#4-6 in Figure 2, #5-7 in Figure 5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fixed Collimator for 405 nm light</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>F671SMA-405</td>
			<td>#3 in Figure 2; #4 in Figure 5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fixed collimator for 470 and 560 nm light</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>F240SMA-532</td>
			<td>#3 in Figure 2; #4 in Figure 5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Green emission filter</td>
			<td>Semrock</td>
			<td>FF01-520/35-25</td>
			<td>In light beam splitter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High-Resolution USB 3.0 CMOS Camera</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>DCC3260M</td>
			<td>#13 in Figure 2, #15 in Figure 5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Light beam splitter</td>
			<td>Neurophotometrics</td>
			<td>SPLIT</td>
			<td>#14 in Figure 5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Longpass Dichroic Mirror, 425 nm Cutoff</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>DMLP425R</td>
			<td>#8 in Figure 2, #9 in Figure 5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Longpass Dichroic Mirror, 495 nm Cutoff</td>
			<td>Semrock</td>
			<td>FF495-Di03</td>
			<td>#9 in Figure 2, #8 in Figure 5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metabond dental cement</td>
			<td>C&#38;B</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>M8 - M8 cable</td>
			<td>Doric Lenses</td>
			<td>Cable_M8-M8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Optic fiber cannulas</td>
			<td>Doric Lenses</td>
			<td></td>
			<td>Need to specify that these will be used to photometry experiments requiring low autofluorescence</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Optic fiber Patchcords</td>
			<td>Doric Lenses</td>
			<td></td>
			<td>Need to specify that these will be used to photometry experiments requiring low autofluorescence</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Red emission filter</td>
			<td>Semrock</td>
			<td>FF01-600/37-25</td>
			<td>In light beam splitter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T7 LabJack</td>
			<td>LabJack</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T-cube LED Driver</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>LEDD1B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>USB 3.0 I/O Cable, Hirose 25, for DCC3240</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>CAB-DCU-T3</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

multi-fiber photometry to record neural activity in freely-moving animals

Registrar a atividade de um grupo de neurônios em um animal em movimento livre é uma empresa desafiadora. Além disso, como o cérebro é dissecado em subgrupos funcionais menores e menores, torna-se primordial para gravar a partir de projeções e/ou subpopulações geneticamente definidas de neurônios. A fotometria de fibras é uma abordagem acessível e poderosa que pode superar esses desafios. Combinando metodologias ópticas e genéticas, a atividade neural pode ser medida em estruturas cerebrais profundas, expressando indicadores de cálcio geneticamente codificados, que traduzem a atividade neural em um sinal óptico que pode ser facilmente medido. O protocolo atual detalha os componentes de um sistema da fotometria da multi-fibra, como alcançar estruturas profundas do cérebro para entregar e recolher a luz, um método para dar conta dos artefatos do movimento, e como processar e analisar sinais fluorescentes. O protocolo detalha considerações experimentais ao executar a imagem latente única e dupla da cor, de único ou de fibras óticas implantadas múltiplas.

Correlações neurais de respostas comportamentais podem variar dependendo de uma variedade de fatores. Neste exemplo, utilizou-se a fotometria de fibra in vivo para medir a atividade dos terminais AXON da área hipotálamo lateral (LHA) que terminam no habenula lateral (LHb). Camundongos tipo Wild foram injetados com um vírus adeno-associado (AAV) codificando GCaMP6s (AAV-hSyn-GCaMP6s) na LHA e uma fibra óptica foi implantada com a ponta imediatamente acima do LHb (Figura 4a</stro...

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Multi-Fiber Photometry to Record Neural Activity in Freely-Moving Animals

Este protocolo detalha como aplicar e executar gravações da fotometria da multi-fibra, como corrigir para artefatos cálcio-independentes, e considerações importantes para a imagem latente da fotometria da duplo-cor.

Fotometria de múltiplas fibras para gravar atividade neural em animais em movimento livre

Recording the activity of a group of neurons in a freely-moving animal is a challenging undertaking. Moreover, as the brain is dissected into smaller and ...

A imagem CSOM de fotometria de fibra combina indicador personalizado geneticamente codificado e fibras ópticas para monitorar a atividade neural em animais em movimento livre. O que é fundamental para entender como um grupo específico de neurônios joga na direção ou resposta a uma ação ou um estímulo. Esta técnica é uma maneira acessível de registrar a partir de regiões cerebrais específicas que são definidas por sua conexão ou perfis genéticos, com o controle incorporado para separar o sinal ao ruído.Demonstrando que o processador será, Ekaterina Marciaova, uma estudante de pós-graduação no meu laboratório. Comece soltando todos os parafusos do tradutor de cinco eixos. Parafuso no cabo de remendo para o adaptador que é afixado ao tradutor de cinco eixos.Em seguida, ligue a luz de excitação de 470 nanômetros em baixa potência e posicione a ponta da fibra apontando para um slide de plástico auto fluorescente. Próximo registro do semicondutor de óxido de metal gratuito ou câmera CMOS no modo ao vivo. Aumente o ganho ou ajuste a tabela de pesquisa até que a imagem esteja visível no ponto focal do objetivo.Avance o tradutor de cinco eixos para o objetivo de garantir que a luz de 470 nanômetros esteja centrada na fibra na extremidade SMA ou FC do cabo de remendo, até que uma imagem possa ser resolvida na câmera. Por fim, ajuste os eixos X e Y até que a imagem esteja centrada e bem resolvida. Visualize a luz emitida da extremidade variole do cabo de remendo, pois deve aparecer como um círculo isotrótrópico.Comece ligando todas as luzes de excitação para visualizar melhor as fibras. E ajustar a câmera ganha de tal forma que nenhum pixel está saturado, e uma imagem clara das fibras estão presentes. Então tire uma imagem preliminar.Desenhe regiões de interesse ou ROIS em torno das fibras. E guardá-los para a medição dos valores médios de intensidade durante as gravações. Para gravações de fibras múltiplas, teste para independentes por gravação ao vivo de todas as fibras.Aponte uma fibra para uma fonte de luz, e bata com um dedo. Observe flutuações no canal. Em seguida, aplique fita colorida na extremidade das fibras para rotular qual ROI corresponde a qual fibra.Por fim, configure a área de gravação pendurando o cabo de remendo acima da arena usando suportes, grampos e suportes. Por fim, certifique-se de que o animal não será limitado em movimento pelo comprimento da fibra e pode se mover livremente por toda a arena. Comece inspecionando a extremidade distal das fibras do cabo de remendo por olho, e com um mini microscópio de fibra.Se a superfície das fibras estiver arranhada, re polir as fibras usando filme de polimento de fibras com grão fino. Em seguida, limpe as extremidades distais do cabo de remendo com 70% de etanol e um aplicador de ponta de algodão. Limpe as cânulas de fibra óptica usando 70% de etanol e um aplicador de ponta de algodão.Conecte a extremidade variole do cabo de remendo à fibra implantada usando uma manga dividida de cerâmica coberta com um tubo de encolhimento preto. Durante a conexão, certifique-se de que a manga está apertada. Deixe o animal se recuperar por alguns minutos.Em seguida, comece a gravar o sinal óptico e execute o experimento. Enquanto a gravação mantém um olho cuidadoso no rastreamento ao vivo para garantir gravações de qualidade. E observe se há saltos no sinal, indicando que a manga não está apertada o suficiente.Para as gravações de cores duplas, adicione um LED de 516 nanômetros ao sistema de fotometria para excitar o sensor de cálcio fluorescente vermelho e espelhos e filtros dirómicos apropriados. Em seguida, adicione um divisor de imagens entre o objetivo e a câmera CMOS para separar os comprimentos de onda de emissão verde e vermelho. Por fim, desenhe ROIS em torno de todas as fibras nas cores, vermelho e verde.Certifique-se de identificar claramente cada ROI com a fibra e canal correspondentes. Acione a excitação simultânea com 470 nanômetros e 560 LEDs de nanômetros, e alterná-los com um LED de 410 nanômetros. Os resultados indicam que a fluorescência medida aumentou significativamente simultaneamente com a administração de puffs de ar para camundongos com ativação da via LHA-LHB.No entanto, em camundongos que expressam proteína fluorescente verde ou GFP, nenhuma alteração no sinal foi detectada durante a administração de puffs de ar. Essa técnica permite que os pesquisadores regissuem razoavelmente a partir de tipos específicos de células em diferentes regiões cerebrais. Enquanto um animal se comporta livremente.Isso aprofunda a capacidade de dissecar as funções dessas regiões cerebrais à medida que se relacionam com o comportamento.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

High-density EEG Recordings of the Freely Moving Mice using Polyimide-based Microelectrode

Gravações de alta densidade EEG dos Ratos movimentando-se livremente usando Polyimide baseado microeletrodos

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a ...

Neurociência

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

Concepção e montagem de um Microdrive Ultra-leve motorizada para doenças crônicas Recordings Neurais em Pequenos Animais

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

Multi-unidade Métodos de gravação para caracterizar a atividade neural no Locust (<em&gt; Schistocerca Americana</em&gt;) Circuitos olfatórias

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

Recording Single Neurons' Action Potentials from Freely Moving Pigeons Across Three Stages of Learning

Registro do potencial de ação simples Neurônios &#39;de livremente mover Pombos em três estágios da aprendizagem

While the subject of learning has attracted immense interest from both behavioral and neural scientists, only relatively few investigators have observed ...

Neural Activity Propagation in an Unfolded Hippocampal Preparation with a Penetrating Micro-electrode Array

Neural Activity Propagação em uma Unfolded Hippocampal Preparação com um penetrante Micro-eletrodo Matriz

This protocol describes a method for preparing a new in vitro flat hippocampus preparation combined with a micro-machined array to map neural activity in ...

A Novel Behavioral Assay to Investigate Gustatory Responses of Individual, Freely-moving Bumble Bees (Bombus terrestris)

A Novel Behavioral Assay to Investigate Gustatory Responses of Individual, Freely-moving Bumble Bees Bombus terrestris

A Novel Behavioral Ensaio investigar as gustativas de um indivíduo, livre-se deslocam Bumble abelhas (<em&gt; Terrestris do Bombus</em&gt;)

Generalist pollinators like the buff-tailed bumble bee, Bombus terrestris, encounter both nutrients and toxins in the floral nectar they collect from ...

Recording EEG in Freely Moving Neonatal Rats Using a Novel Method

Gravação de EEG em Ratos Neonatais de Movimentação Livre Usando um Novo Método

EEG is a useful method to detect electrical activity in the brain. Moreover, it is a widely used diagnostic tool for various neurological conditions, such ...

Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat

Gravações simultâneas de potenciais de campo corticais Local, eletrocardiograma, eletromiograma e respirar o ritmo de um rato andando livremente

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls ...

Noninvasive EEG Recordings from Freely Moving Piglets

Gravações de EEG não invasiva de leitões movimentando-se livremente

The method allows the recording of high-quality electroencephalograms (EEGs) from freely moving piglets directly in the pigpen. We use a one-channel ...

Microdialysis of Excitatory Amino Acids During EEG Recordings in Freely Moving Rats

Microdialysis de aminoácidos excitatórios durante as gravações de EEG em ratos movimentando-se livremente

Microdialysis is a well-established neuroscience technique that correlates the changes of neurologically active substances diffusing into the brain ...