Name: collection of frozen rodent brain regions for downstream analyses
Uploaded: 2020-04-23T13:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Collection of Frozen Rodent Brain Regions for Downstream Analyses at JoVE.com

Diese Arbeit wurde von der NIH, DA043982 und DA046196 unterstützt.

Tiere, die in dieser Studie verwendet wurden, wurden in einer ethischen und humanen Weise behandelt, wie sie von den Richtlinien des Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) und der National Institutes of Health (NIH) der Indiana University dargelegt wurden.
HINWEIS: Alle Werkzeuge und Oberflächen sollten mit einem geeigneten Lösungsmittel gewaschen werden, um Nukleasen zu entfernen18, bevor Sie mit den Arbeiten beginnen.
1. Speich...

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Allen Institute Available from: <a target="_blank" href="https://developingmouse.brain-map.org/static/atlas">https://developingmouse.brain-map.org/static/atlas</a> (2008)</li></ol>

Diese Arbeit beschreibt eine Technik, um kleine, spezifische Regionen des Gehirns zu isolieren und gleichzeitig den Abbau von Nukleinsäure und Protein zu begrenzen. Schäden am Hirngewebe passieren schnell, sobald ein Organismus stirbt. Dies ist teilweise auf eine schnelle Anhäufung von extrazellulärem Glutamat und die daraus resultierende Exzitotoxizität zurückzuführen, die21auftritt. Messenger RNA ist besonders anfällig für Degradation22,<sup class="xre...

Diese Arbeit veranschaulicht die Zerlegung von gefrorenen Hirnregionen zur Extraktion von hochwertiger Nukleinsäure oder Protein unter Verwendung eines Verweises, wie z. B. des Allen Mouse Brain Atlas1, als Leitfaden. Bei dieser Technik werden Gehirne blitzgefroren und bei -80 °C für spätere Schnitte und Sezieren gelagert, während sie in einem gefrorenen Zustand gehalten werden. Dieser Prozess ermöglicht es dem Forscher, eine große Anzahl von Gehirnen in einer Sitzung zu ernten und sie später für eine genaue Sammlung mehrerer Hirnregionen zu sezieren.
Die genaue Erfassung von Hirnregionen von Interesse (ROIs) ist oft erforderlich, wenn Fragen im Zusammenhang mit Gen- und Proteinexpression beantwortet werden. Während Pharmakologie, Elektrophysiologie und Optogenetik an Wildtypen oder genetisch veränderten Nagetieren verwendet werden können, um molekulare Veränderungen aufzuklären, die den beobachteten Verhaltensweisen2,3,4zugrunde liegen, wird die Messung induzierter Veränderungen in Transkriptomen und Proteomen häufig verwendet, um diese Befunde zu unterstützen. Techniken wie quantitative Reverse-Transkriptions-Polymerase-Kettenreaktion (RT-qPCR), Western Blotting, RNAseq5, MAPSeq6 und HPLC7 sind robust und relativ kostengünstig, so dass viele Labore induzierte molekulare Veränderungen innerhalb kleinerHirnregionen2,4,5,6untersuchen können.
Es gibt mehrere Möglichkeiten, Nukleinsäure oder Protein aus Hirnregionen8,9,10,11,12zu extrahieren und zu reinigen. Viele Labore ernten Hirnregionen, indem sie gehirnzum Zeitpunkt der Ernte9,,13auf Eis kühlen und schneiden. Während dieser Ansatz zu hochwertiger Nukleinsäure und Protein führen kann, ist er etwas zeitlich begrenzt, da bei diesen Temperaturen ein Abbau innerhalb der Mikroumgebung des Gewebes stattfinden kann. Dies kann insbesondere dann der Fall sein, wenn versucht wird, eine große Anzahl von Tieren oder ROIs in einer Sitzung zu sezieren. Das Einfrieren von Proben hilft dabei, labile Zielmoleküle zu erhalten und bietet dem Forscher Zeit, um Die Sehenswürdigkeiten auf beiden Seiten jedes Abschnitts sorgfältig zu vergleichen, um relativ reine Proben zu sammeln. Laser-Capture ist eine weitere Möglichkeit, Gewebe für RNA- oder Proteinanalyse aus Hirnbereichen zu sammeln10. Dieses Verfahren ist der mechanischen Zerlegung überlegen, da sehr kleine und unregelmäßig geformte ROIs identifiziert und isoliert werden können. Die Lasererfassung wird jedoch durch den Einsatz teurer Geräte und Reagenzien eingeschränkt, ist zeitaufwändig und kann auch anfälliger für Probendegradation sein.
Micropunch-Sektion auf gefrorenen Geweben ist nicht neu. Frühe Arbeiten von Miklos Palkovits und anderen beschreiben die Grundtechniken im Detail14,15. Diese Präsentation folgt weitgehend der ursprünglichen Arbeit, mit einigen Verbesserungen, um die Effizienz zu erleichtern und die Kosten für die benötigte Ausrüstung zu verringern. Zum Beispiel werden Gehirnabschnitte in einem gefrorenen Hirnblock und nicht auf einem Kryostat hergestellt. Dadurch entstehen dickere Abschnitte, wodurch die Anzahl der Abschnitte reduziert wird, die zum Sammeln von ROI-Proben benötigt werden. Diese Methode seziert auch Proben auf einer gefrorenen Glasplatte, die auf Trockeneis in einer isolierten Box sitzt. Dadurch entsteht eine Untergefrierstufe an der Bank, auf der gearbeitet werden kann. Abschnitte, die auf diese Weise seziert werden, sind leicht manipulierbar, so dass der Forscher beide Seiten jedes Abschnitts mit einer Referenz vergleichen kann, um die Kontamination aus Regionen außerhalb des gewünschten ROI zu begrenzen.
Vorteile dieses Protokolls sind, dass 1) das Gehirn während des gesamten Prozesses in einem gefrorenen Zustand gehalten wird, was hilft, Protein und Nukleinsäure zu erhalten und dem Forscher Zeit gibt, ROIs sorgfältig zu ernten, und 2) die erforderlichen Reagenzien sind kostengünstig und finden sich in den meisten molekularbiologischen Labors. Dabei werden ganze Gehirne in einer Hirnmatrix auf 0,5–1,0 mm geschnitten und auf eine gefrorene Glasplatte gelegt, die kontinuierlich mit Trockeneis gekühlt wird. Landmarken, die im Allen Brain Atlas1 oder anderen Hirnatlanten16,17 gefunden werden, werden verwendet, um Interessengebiete zu identifizieren, die dann entweder mit einem kalten Schlag oder Skalpell seziert werden. Da das Gewebe nie aufgetaut wird, bieten auf diese Weise geerntete Regionen hochwertige RNA und Proteine für nachgelagerte Analysen.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.5 mm Mouse coronal brain matrice</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>BS-SS 505C</td>
			<td>Cutting block</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.5 mm Rat coronal brain matrice</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>BS-SS 705C</td>
			<td>Cutting block</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.0 mm Biopsy Punch with plunger</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>69031-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.5 mL microcentrifuge tubes</td>
			<td>Dot Scientific</td>
			<td>229443</td>
			<td>For storing frozen ROIs</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.5 mm Biopsy Punch with plunger</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>69031-02</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2.0 mm Biopsy Punch with plunger</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>69031-03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-12% NuPage gel</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>NPO323BOX</td>
			<td>protein gradient gel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bioanalyzer System</td>
			<td>Agilent</td>
			<td>2100</td>
			<td>RNA analysis system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dounce tissue grinder</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td> 
			D8938</td>
			<td>Glass tissue homogenizer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dry Ice</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiber-Lite</td>
			<td>Dolan-Jenner Industries Inc.</td>
			<td>Model 180</td>
			<td>Cool lamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass plates</td>
			<td>LabRepCo</td>
			<td>11074010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HALT</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>78440</td>
			<td>protease inhibitor cocktail</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low profile blades</td>
			<td>Sakura Finetek USA Inc.</td>
			<td>4689</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>mouse anti-actin antibody</td>
			<td>Developmental Studies Hybridoma Bank</td>
			<td>JLA20</td>
			<td>Antibody</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nanodrop</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>2000C</td>
			<td>Used in initial RNA purity analysis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No. 15 surgical blade</td>
			<td>Surgical Design Inc</td>
			<td>17467673</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Odyssey Blocking buffer</td>
			<td>LiCor Biosciences</td>
			<td>927-40000</td>
			<td>Western blocking reagent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Omni Tissue Master 125</td>
			<td>VWR</td>
			<td>10046-866</td>
			<td>Tissue homogenizer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>rabbit anti-KCC2 antibody</td>
			<td>Cell Signaling Technology</td>
			<td>94725S</td>
			<td>Antibody</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RNA Plus Micro Kit</td>
			<td>Qiagen</td>
			<td>73034</td>
			<td>Used to extract RNA from small tissue samples</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RNaseZap</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>AM9780</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel handle</td>
			<td>Excelta Corp.</td>
			<td>16050103</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Standard razor blades</td>
			<td>American Line</td>
			<td>66-0362</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TRIzol Reagent</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>15596026</td>
			<td>Used to extract RNA from tissue</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

collection of frozen rodent brain regions for downstream analyses

Im Verlauf unseres Verständnisses der Neurobiologie werden molekulare Analysen häufig an kleinen Hirnbereichen wie dem medialen präfrontalen Kortex (mPFC) oder Nucleus accumbens durchgeführt. Die Herausforderung bei dieser Arbeit besteht darin, den richtigen Bereich zu sezieren und gleichzeitig die zu untersuchende Mikroumgebung zu erhalten. In diesem Artikel beschreiben wir eine einfache, kostengünstige Methode, bei der Ressourcen verwendet werden, die in den meisten Labors leicht verfügbar sind. Diese Methode bewahrt Nukleinsäure und Proteine, indem das Gewebe während des gesamten Prozesses eingefroren bleibt. Gehirne werden mit einer Hirnmatrix in 0,5-1,0 mm-Abschnitte geschnitten und auf einer gefrorenen Glasplatte angeordnet. Landmarken innerhalb jedes Abschnitts werden mit einer Referenz verglichen, z. B. der Allen Mouse Brain Atlas, und Regionen werden mit einem kalten Skalpell oder Biopsie-Punch seziert. Gewebe wird dann bei -80 °C bis zur Verwendung gelagert. Durch diesen Prozess wurden Ratten- und Maus-mPFC, Nucleus accumbens, dorsaler und ventraler Hippocampus und andere Regionen erfolgreich mit qRT-PCR und Western Assays analysiert. Diese Methode ist auf Hirnregionen beschränkt, die durch klare Landmarken identifiziert werden können.

Um diese Methode zu validieren, wurde der mediale präfrontale Kortex von erwachsenen CD1-Wildtyp-Männchenmäusen gesammelt und RNA und Protein extrahiert und charakterisiert. RNA wurde durch kapillare Elektrophorese analysiert. Degradierte RNA zeigt einen Verlust an Intensität der 28S und 18S ribosomalen Bänder und zeigt auch Abbauprodukte als Abstrich zwischen 25 und 200 Nukleotiden(Abbildung 5A, Probe 1). Hochwertige RNA zeigt ausgeprägte ribosomale Bänder mit wenig bis gar keinem Si...

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Collection of Frozen Rodent Brain Regions for Downstream Analyses

Dieses Verfahren beschreibt die Sammlung diskreter gefrorener Hirnregionen, um hochwertiges Protein und RNA mit kostengünstigen und allgemein verfügbaren Werkzeugen zu erhalten.

Sammlung von gefrorenen Nagetier-Hirnregionen für Downstream-Analysen

As our understanding of neurobiology has progressed, molecular analyses are often performed on small brain areas such as the medial prefrontal cortex ...

Dieses Verfahren beschreibt die Sammlung diskreter gefrorener Hirnregionen, um hochwertiges Protein und RNA mit kostengünstigen und allgemein verfügbaren Werkzeugen zu erhalten. Da Hirnregionen durch Sezieren von der Ernte eingefroren werden, bleiben Zielmoleküle erhalten und der Forscher hat Zeit, Interessengebiete sorgfältig zu sezieren und zu speichern. Die Identifizierung von Interessengebieten kann zunächst eine Herausforderung sein.Die Verwendung gemeinsamer Hirn-Landmarken, wenn sie entstehen und sich durch die Abschnitte in Bezug auf die gewünschten Regionen zurückziehen, wird die Identifizierung deutlich machen. Nach dem Entfernen von Gehirnen von eingeschläferten erwachsenen CD-1 Wildtyp Mäuse, Blitz einfrieren das Gewebe für 60 Sekunden entweder in flüssigem Stickstoff oder Isopentan. Mit Trockeneis vorkühlen und bei minus 80 Grad Celsius aufbewahren.24 Stunden vor der Zerkleinerung des Gewebes, legen Sie eine saubere Gehirnmatrix auf einen Stapel von aufgetauten Gefrierpackungen. Und die Seiten der Matrix zwischen zwei Gefrierpackungen einstecken, um sicherzustellen, dass etwa einen halben Zentimeter zwischen dem Boden der Rasierschlitze und der Oberseite der Packungen. Richten Sie eine gefrorene Glasplatte für die Zerlegung ein, indem Sie eine isolierte Kiste mit Eis bis etwa fünf Zentimeter von oben füllen.Dann legen Sie eine 2,5 Zentimeter Schicht Trockeneis auf die Oberseite. Und bedecken Sie es mit schwarzen Kunststofffolien. Legen Sie eine Glasplatte auf den Kunststoff.Und Trockeneis um die Grenzen der Platte. Entfernen Sie die eingefrorene Gehirnmatrix aus dem Gefrierschrank und setzen Sie das Gehirn, KortexSeite nach oben, in die Matrix ein. Lassen Sie das Gewebe 10 Minuten lang auf die Temperatur in der Box ausdemieren.Halten Sie den Deckel während dieser Zeit offen. Verwenden Sie kalte Zangen, um die Position des Gehirns in der Matrix so einzustellen, dass sich der sagittale Sinus und die Quersinus mit den senkrechten Rillen des Blocks anstellen. Sobald das Gehirn in Position ist, legen Sie eine gekühlte Rasierklinge in der Nähe ihres Zentrums und drücken Sie sie etwa einen Millimeter in das Gewebe.Als nächstes legen Sie eine gekühlte Klinge an jedem Ende des Gehirns und drücken Sie den ganzen Weg nach unten in die Matrix. Dann beginnen Sie, gekühlte Klingen am rostralen Ende hinzuzufügen, legen Sie sie in die Schlitze nacheinander und drücken Sie sie sanft einen Millimeter in das Gewebe. Fügen Sie die Klingen in Intervallen von einem Millimeter hinzu und arbeiten Sie auf das kaudale Ende hin.Wenn alle Klingen an Ort und Stelle sind, drücken Sie oben mit Fingern, Handfläche oder einem stumpfen Objekt nach unten und schaukeln Sie sie langsam von Seite zu Seite, um sie durch das Gewebe zu bewegen. Sobald die Klingen den Boden der Schlitze erreicht haben, greifen Sie jede Seite der Gruppe von Klingen und befreien Sie sie von der Matrix, indem Sie hin und her schaukeln. Nach dem Befreien der Gruppe von Klingen legen Sie sie rostralSeite auf der Glasplatte, und legen Sie Trockeneis neben oder auf dem Stapel, um die Proben für eine einfachere Trennung weiter einzufrieren.Platzieren Sie dann den Stapel mit scharfen Kanten nach unten und trennen Sie die Klingen, indem Sie den Stapel zwischen Daumen und Fingern verschieben. Richten Sie den Abschnitt auf den Glasplatten von rostral zu kaudal aus und trennen Sie das Gewebe von den Klingen, indem Sie sie zwischen den Fingern biegen oder sie mit einer zweiten gekühlten Klinge trennen. Manchmal kann Gewebe auf beiden Seiten einer Klinge kleben und es muss darauf geachtet werden, dass die rostrale bis kaudale Ausrichtung erhalten bleibt.Bevor Sie mit der Sezierung beginnen, öffnen Sie den Allen Mouse Brain Atlas oder eine andere Referenz, und finden Sie die Markierungspunkte, die erforderlich sind, um Interessengebiete zu identifizieren. Verwenden Sie gekühlte Zangen oder Klingen, um den Abschnitt umzudrehen. Und stellen Sie sicher, dass die Region von Interesse konsistent ist in diesem Abschnitt.Schneiden Sie den Abschnitt mit einem sauberen Skalpell oder einem Schlag ein und schieben Sie das Metall sanft, aber fest in das Gewebe. Schaukeln Sie es hin und her, um den Schnitt zu machen. Nach der Ernte der Interessenregion in markierte vorgekühlte 1,5-Millimeter-Rohre geben und bei minus 80 Grad Celsius lagern.Um das Gewebe zu verarbeiten, fügen Sie kalten RIPA-Puffer für die Proteinextraktion oder ein Guanidinium-haltiges Lösungsmittel für die RNA-Extraktion hinzu und homogenisieren Es sofort mit einem Glas-Downs oder mechanischem Homogenisator. Um diese Methode zu validieren, wurde der mediale präfrontale Kortex von erwachsenen CD-1-Wild-Typ-Männchenmäusen gesammelt und RNA und Protein charakterisiert. Bei der Analyse mit kapillarer Elektrophorese zeigt die degradierte RNA einen Verlust an Intensität der ribosomalen Bänder 28S und 18S sowie einen Abstrich zwischen 25 und 200 Nukleotiden.Während hochwertige RNA deutliche ribosomale Bänder zeigt, gibt es im unteren Molekulargewicht kaum bis gar kein Signal. Die RNA-Gewinnung mit der gefrorenen Seziermethode wurde mit RNA aus frisch geerntetem Gewebe verglichen. Beide Methoden produzieren RNA mit hohen Integritätszahlen und starker ribosomaler Bandierung.Um zu bestätigen, dass diese Methode verwendet werden kann, um die Mikroumgebung von seziertem Gewebe für spätere Analysen zu erhalten, wurde RNA aus seziertem medialen präfrontalen Kortex extrahiert, der über mehrere Wochen gespeichert worden war. Alle Proben produzierten hochwertige RNA mit ausgeprägten ribosomalen Bandierungen und RNA-Integritätsnummern über acht. Zur Bestätigung der Proteinintegrität der gefrorenen sezierten Proben wurde das Protein gesammelt, auf Nitrocellulose übertragen und mit Antikörpern gegen das hochmolekulare Ziel KCC2 und das niedermolekulare Protein Actin untersucht.In allen Fällen waren die Bandbreiten scharf und unterschiedlich, ohne erkennbare Aufschlüsselungsprodukte. Es ist wichtig, das Gewebe während des gesamten Prozesses eingefroren zu halten, da dies die Mikroumgebung der Abschnitte bewahrt und die Sektionsmorphologie für den Vergleich mit Gehirnatlasbildern aufrechterhält. Auf diese Weise gesammelte Interessengebiete können für mehrere Monate bei negativen 80 Grad Celsius gespeichert und in vielen nachgelagerten Anwendungen eingesetzt werden, einschließlich RT-qPCR, RNA-Seq, Western Blot Analysis und HPLC.Diese Methode wurde verwendet, um molekulare Veränderungen innerhalb der limbischen Systeme von perinatalen Nagetieren, die THC und anderen Cannabinoiden ausgesetzt sind, zu erforschen, um besser zu verstehen, wie diese Medikamente die Entwicklung des Gehirns beeinflussen können.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Simultaneous fMRI and Electrophysiology in the Rodent Brain

Gleichzeitige fMRI und Elektrophysiologie in der Nager Gehirn

To examine the neural basis of the blood oxygenation level dependent (BOLD) magnetic resonance imaging (MRI) signal, we have developed a rodent model in ...

Forschung

Neurowissenschaften

DiOLISTIC Labeling of Neurons from Rodent and Non-human Primate Brain Slices

DiOLISTIC Labeling von Neuronen aus Nager und nicht-menschlichen Primaten Hirnschnitten

DiOLISTIC staining uses the gene gun to introduce fluorescent dyes, such as DiI, into neurons of brain slices (Gan et al., 2009; O'Brien and Lummis, 2007; ...

Vibrodissociation of Neurons from Rodent Brain Slices to Study Synaptic Transmission and Image Presynaptic Terminals

Vibrodissociation von Neuronen aus Nager Hirnschnitten zu Study Synaptic Transmission and Image präsynaptischen

Mechanical dissociation of neurons from the central nervous system has the advantage that presynaptic boutons remain attached to the isolated neuron of ...

Non-Laser Capture Microscopy Approach for the Microdissection of Discrete Mouse Brain Regions for Total RNA Isolation and Downstream Next-Generation Sequencing and Gene Expression Profiling

Non-Laser Capture Microscopy Approach for the Microdissection of Discrete Mouse Brain Regions for Total RNA Isolation and Downstream Next-Generation Sequencing and Gene Expression Profiling  |

Non-Laser Capture Microscopy Ansatz für die Mikrodissektion von Discrete-Maus Hirnregionen für Gesamt-RNA Isolierung und Downstream Next-Generation Sequencing and Gene Expression Profiling

As technological platforms, approaches such as next-generation sequencing, microarray, and qRT-PCR have great promise for expanding our understanding of ...

Morphometric Analyses of Retinal Sections

Morphometrische Analysen von Netzhautschnitte

Morphometric analyses of retinal sections have been used in examining retinal diseases. For examples, neuronal cells were significantly lost in the ...

Growing Neural Stem Cells from Conventional and Nonconventional Regions of the Adult Rodent Brain

Wachsende neuronale Stammzellen aus konventionellen und Nonconventional Regionen der Volks Nagetier Gehirn

Recent work demonstrates that central nervous system (CNS) regeneration and tumorigenesis involves populations of stem cells (SCs) resident within the ...

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

In vivo optogenetische Stimulation des Nager Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

High Resolution Quantitative Synaptic Proteome Profiling of Mouse Brain Regions After Auditory Discrimination Learning

Hohe Auflösung Quantitative Synaptische Proteome Profilieren von Maus Hirnregionen Nach Auditory Diskriminierung Lernen

The molecular synaptic mechanisms underlying auditory learning and memory remain largely unknown. Here, the workflow of a proteomic study on auditory ...

Personalized Needles for Microinjections in the Rodent Brain

Personalisierte Nadeln für Mikroinjektionen im Nagetier Gehirn

Microinjections have been used for a long time for the delivery of drugs or toxins within specific brain areas and, more recently, they have been used to ...

Evaluation of Synapse Density in Hippocampal Rodent Brain Slices

Bewertung der Synapse Dichte im Hippokampus Nagetier Gehirnscheiben

In the brain, synapses are specialized junctions between neurons, determining the strength and spread of neuronal signaling. The number of synapses is ...