Name: dissection and lipid droplet staining of oenocytes in drosophila larvae
Uploaded: 2019-12-28T13:00:00
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Ces travaux ont été soutenus par des subventions de la National Natural Science Foundation of China (31671422, 31529004 et 31601112), du projet 111 (D18010), du projet local d'innovation et de recherche du Guangdong Perl River Talents Program (2017BT01S155) et du China Postdoctoral Science Foundation (2018M640767).

1. Pontde d'oeufs
<ol><li>Préparer les aliments de semoule de maïs standard pour la ponte. REMARQUE: Pour la recette et la procédure de cuisson pour les aliments de semoule de maïs standard utilisés ici, voir les détails précédemmentpubliés 15.</li>
	<li>Préparer la pâte de levure fraîche en ajoutant 6 ml d'eau distillée à 4 g de levure séchée active dans un tube centrifuge de 50 ml. À l'emploi d'une spatule, mélanger et faire une pâte.</li>
	<li>Faire des ...

<ol>
	<li>Liu, Z., Huang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lipid+metabolism+in+Drosophila:+development+and+disease.">Lipid metabolism in Drosophila: development and disease.</a> Acta Biochimica et Biophysica Sinica (Shanghai). 45 (1), 44-50 (2013).</li><li>Cheng, Y., Chen, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fruit+fly+research+in+China.">Fruit fly research in China.</a> Journal of Genetics and Genomics. 45 (11), 583-592 (2018).</li><li>Warr, C. G., Shaw, K. H., Azim, A., Piper, M. D. W., Parsons, L. 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P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+and+functions+of+oenocytes.">The development and functions of oenocytes.</a> Annual Review of Entomology. 59, 405-425 (2014).</li><li>Chatterjee, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+metabolic+adaptation+to+fasting+by+dILP6-induced+insulin+signaling+in+Drosophila+oenocytes.">Control of metabolic adaptation to fasting by dILP6-induced insulin signaling in Drosophila oenocytes.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (50), 17959-17964 (2014).</li><li>Yan, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=HDAC6+suppresses+age-dependent+ectopic+fat+accumulation+by+maintaining+the+proteostasis+of+PLIN2+in+Drosophila.">HDAC6 suppresses age-dependent ectopic fat accumulation by maintaining the proteostasis of PLIN2 in Drosophila.</a> Developmental Cell. 43 (1), 99-111 (2017).</li><li>Yan, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=HDAC6+regulates+lipid+droplet+turnover+in+response+to+nutrient+deprivation+via+p62-mediated+selective+autophagy.">HDAC6 regulates lipid droplet turnover in response to nutrient deprivation via p62-mediated selective autophagy.</a> Journal of Genetics and Genomics. 46 (4), 221-229 (2019).</li><li>Farese, R. V., Walther, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lipid+droplets+finally+get+a+little+R-E-S-P-E-C-T.">Lipid droplets finally get a little R-E-S-P-E-C-T.</a> Cell. 139 (5), 855-860 (2009).</li><li>Murphy, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+dynamic+roles+of+intracellular+lipid+droplets:+from+archaea+to+mammals.">The dynamic roles of intracellular lipid droplets: from archaea to mammals.</a> Protoplasma. 249 (3), 541-585 (2012).</li><li>Tennessen, J. M., Barry, W. E., Cox, J., Thummel, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+for+studying+metabolism+in+Drosophila.">Methods for studying metabolism in Drosophila.</a> Methods. 68 (1), 105-115 (2014).</li><li>Fowler, S. D., Greenspan, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Application+of+Nile+red,+a+fluorescent+hydrophobic+probe,+for+the+detection+of+neutral+lipid+deposits+in+tissue+sections:+comparison+with+oil+red+O.">Application of Nile red, a fluorescent hydrophobic probe, for the detection of neutral lipid deposits in tissue sections: comparison with oil red O.</a> Journal of Histochemistry &amp; Cytochemistry. 33 (8), 833-836 (1985).</li><li>Gocze, P. M., Freeman, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Factors+underlying+the+variability+of+lipid+droplet+fluorescence+in+MA-10+Leydig+tumor+cells.">Factors underlying the variability of lipid droplet fluorescence in MA-10 Leydig tumor cells.</a> Cytometry. 17 (2), 151-158 (1994).</li><li>Fam, T. K., Klymchenko, A. S., Collot, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recent+advances+in+fluorescent+probes+for+lipid+droplets.">Recent advances in fluorescent probes for lipid droplets.</a> Materials (Basel). 11 (9), (2018).</li><li>BDSC Standard Cornmeal Medium. Bloomington Drosophila Stock Center Available from: <a target="_blank" href="https://bdsc.indiana.edu/information/recipes/bloomfood.html">https://bdsc.indiana.edu/information/recipes/bloomfood.html</a> (2019)</li><li>Milon, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Do+estrogens+regulate+lipid+status+in+testicular+steroidogenic+Leydig+cell?.">Do estrogens regulate lipid status in testicular steroidogenic Leydig cell?.</a> Acta Histochemica. 121 (5), 611-618 (2019).</li><li>Farmer, B. C., Kluemper, J., Johnson, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Apolipoprotein+E4+alters+astrocyte+fatty+acid+metabolism+and+lipid+droplet+formation.">Apolipoprotein E4 alters astrocyte fatty acid metabolism and lipid droplet formation.</a> Cells. 8 (2), (2019).</li></ol>

Parmi ceux décrits ci-dessus, il y a plusieurs étapes critiques dans ce protocole, avec la période de ponte d'oeufs étant l'un de ces. En tant que tissu mobilisateur de lipides, l'oenocyte est très sensible au statut nutritionnel6,8. Des périodes prolongées de ponte peuvent entraîner une augmentation de la concurrence alimentaire avec les larves et les aliments, ce qui entraîne des résultats inexacts. La période de 1 h de pont utilisée dans ce protoco...

Les lipides sont essentiels à la survie cellulaire. En plus de leur rôle traditionnel en tant que composants intégrals des systèmes de membrane cellulaire, les lipides jouent également des fonctions cruciales dans l'approvisionnement en énergie et la transmission de signalisation tout au long des cycles de vie des animaux individuels1. Ainsi, le métabolisme des lipides doit se conformer à des règlements stricts pour maintenir l'hémostasie physiologique dans les cellules. On sait que la dysrégulation du métabolisme des lipides entraîne diverses maladies, comme le diabète et le foie gras. En dépit de la grande importance du métabolisme de lipide dans la santé animale, les mécanismes sous-jacents à la régulation de métabolisme de lipide restent largement inconnus.
Drosophila a été largement utilisé pendant des années depuis le professeur Thomas H. Morgan a commencé à les utiliser dans des études impliquant la génétique et d'autres questions biologiques de base2. Au cours des dernières décennies, de nouvelles preuves ont montré que Drosophila est un excellent organisme modèle dans l'étude de nombreuses maladies associées au métabolisme des lipides, telles que l'obésité1,3. En particulier, Drosophila partage des gènes métaboliques hautement conservés avec les humains et possède des tissus/organes et des types cellulaires pertinents similaires pour le métabolisme des lipides.
Par exemple, le corps gras de Drosophila, qui est responsable du stockage du triacylglycéride, fonctionne comme un tissu adipeux humain. Récemment, un groupe de cellules spécialisées de l'hépatocyte (c.-à-d., les oenocytes), qui ont été rapportés pour être un analogue fonctionnel au foie humain, ont été montrés pour être impliqués dans l'acide gras et le métabolisme d'hydrocarbures dans les mouches de fruit4,5. Semblable au cas dans les foies de mammifères, les oenocytes répondent à la famine en activant la formation de gouttelettes lipidiques dans la drosophilelarvaire et adulte Drosophila , résultant en l'accumulation de gouttelettes lipidiques dans les ovocytes4,6,7,8. Anatomiquement, les oenocytes sont étroitement attachés à la surface interne basale de l'épiderme latéral en grappes d'environ six cellules par hémisegment abdominal, ce qui rend impossible d'isoler les amas d'oenocytes de l'épiderme. Ainsi, les oenocytes doivent être attachés à l'épiderme pendant la dissection et la coloration.
Les lipides sont stockés sous forme de gouttelettes lipidiques, qui sont des organites avec des membranes à une seule couche dans les cellules9. Les gouttelettes lipidiques existent dans presque tous les types de cellules à travers différentes espèces10. La dynamique des gouttelettes lipidiques, y compris sa taille et son nombre, change en réponse aux facteurs de stress environnementaux. Ceci est considéré comme un reflet de l'état métabolique en réponse au stress, comme le vieillissement et la famine7,8. Par conséquent, il est d'une grande importance de développer une méthode faisable et fiable pour déterminer qualitativement la dynamique des gouttelettes lipidiques dans les ovocytes pendant le développement et dans des conditions stressantes. En particulier, dans la troisième larve instar, les ovocytes contiennent peu ou pas de gouttelettes lipidiques détectables dans des conditions nourries, mais ils contiennent de nombreuses grosses gouttelettes lipidiques après la privation de nutrition4. Pour vérifier l'efficacité de cette méthode, il est suggéré d'effectuer la coloration des gouttelettes lipidiques dans les ovocytes dans des conditions affamées.
Actuellement, plusieurs colorants lipophiles sont disponibles pour les gouttelettes lipidiques de coloration, tels que les colorants non fluorescents Soudan Noir et Huile Rouge O et colorants fluorescents Nile Red et BODIPY 493/50311. Soudan Noir et Huile Rouge O sont couramment utilisés pour les esters de cholesteryl tissu et triacylglycérols et peuvent être facilement détectés par microscopie légère. Cependant, la coloration de fond relativement élevée et la résolution relativement basse sont deux facteurs limitants pour ses applications dans l'analyse qualitative de la dynamique de gouttelette de lipide. Pour surmonter les limites des colorants non fluorescents, Nile Red et BODIPY 493/503 sont utilisés comme substituts idéaux pour la coloration des gouttelettes lipidiques. Il a été rapporté que le rouge du Nil peut également détecter un certain cholestérol non stérilisé, ce qui rend BODIPY 493/503 un colorant plus spécifique pour les gouttelettes lipidiques cellulaires, dans une certaine mesure12,13,14.
Par-dessus tout, pour répondre à un besoin d'analyse rapide et sensible des gouttelettes lipidiques dans les ovocytes, ce protocole présente une méthode faisable et hautement reproductible de coloration à base fixative de gouttelettes lipidiques spécifiques utilisant BODIPY 493/503 comme colorant de tache. Dans ce rapport, les oenocytes sont disséqués, et BODIPY 493/503 est employé pour la coloration de gouttelette de lipide dans les oenocytes, dans lesquels des gouttelettes de lipide sont détectées par microscopie confocale. La facilité et l'abordabilité de cette procédure le rendent idéal pour la modification et l'utilisation ultérieure dans d'autres applications, telles que la cytométrie de flux.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>50 mL centrifuge tube</td>
			<td>Corning</td>
			<td>430829</td>
			<td>50 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6 cm Petri dish</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>150326</td>
			<td>6 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agar</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For fly food</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aluminum foil</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Protect smaple from light</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BODIPY 493/503</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>D3922</td>
			<td>Lipid droplet staining dye</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Confocal microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>Leica TSC SP5</td>
			<td>Confocal imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Corn syrup</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For fly food</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cornmeal</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For fly food</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coverslip</td>
			<td>Citoglas</td>
			<td>10212424C</td>
			<td>20 &#215; 20 mm, 0.13-0.17 thick</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissection pin</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissection plate</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter paper</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Diameter: 11 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fixation buffer</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>4% Paraformaldehyde (PFA) in 1xPBS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forcep</td>
			<td>Dumont</td>
			<td>11252-30</td>
			<td>#5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Incubator</td>
			<td>Jiangnan</td>
			<td>SPX-380</td>
			<td>For fly culture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microcentrifuge tube</td>
			<td>Axygen</td>
			<td>MCT-150-C</td>
			<td>1.5 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscopy slide</td>
			<td>Citoglas</td>
			<td>10127105P-G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mounting medium</td>
			<td>VECTASHIELDAntifade Mounting Medium</td>
			<td>H-1000</td>
			<td>Antifade mounting medium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nail polish</td>
			<td>PanEra</td>
			<td>AAPR419</td>
			<td>Seal the coverslip</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paintbrush</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>1xPBS (137 mM NaCl, 2.7 mM KCl, 10 mM Na2HPO4,1.8 mM KH2PO4, pH 7.4)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rotator</td>
			<td>Kylin-Bell Lab Instruments</td>
			<td>WH-986</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissor</td>
			<td>Smartdata Medical</td>
			<td>SR81</td>
			<td>Vannas spring scissor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Soy flour</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For fly food</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spatula</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Standard cornmeal food</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Accoding to Bloomington standard cornmeal food recipe</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereo microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>Leica S6E</td>
			<td>For tissue dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wipe paper</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yeast</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For fly food</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>yw</td>
			<td>Kept as lab stock</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Drosophila</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

dissection and lipid droplet staining of oenocytes in drosophila larvae

Les lipides sont essentiels au développement des animaux et à l'homéostasie physiologique. La dysrégulation du métabolisme lipidique entraîne divers défauts et maladies du développement, tels que l'obésité et le foie gras. Habituellement, les lipides sont stockés dans des gouttelettes lipidiques, qui sont les organites multifonctionnels de stockage de lipides dans les cellules. Les gouttelettes lipidiques varient en taille et en nombre dans différents tissus et dans des conditions différentes. Il a été rapporté que les gouttelettes lipidiques sont étroitement contrôlées par la régulation de sa biogenèse et de la dégradation. Dans Drosophila melanogaster, l'oenocyte est un tissu important pour le métabolisme des lipides et a été récemment identifié comme un analogue du foie humain en ce qui concerne la mobilisation des lipides en réponse au stress. Cependant, les mécanismes sous-jacents à la régulation du métabolisme des gouttelettes lipidiques dans les ovocytes restent insaisissables. Pour résoudre ce problème, il est de la plus haute importance de développer une méthode fiable et sensible pour visualiser directement les changements dynamiques des gouttelettes lipidiques dans les ovocytes pendant le développement et dans des conditions stressantes. Profitant du BODIPY 493/503 lipophile, un colorant fluorescent spécifique aux gouttelettes lipidiques, décrit ici, est un protocole détaillé pour la dissection et la coloration subséquente des gouttelettes lipidiques dans les oenocytes des larves de Drosophila en réponse à la famine. Cela permet une analyse qualitative de la dynamique des gouttelettes lipidiques dans diverses conditions par microscopie confocale. En outre, cette méthode rapide et hautement reproductible peut également être utilisée dans les écrans génétiques pour l'indentification de nouveaux facteurs génétiques impliquant le métabolisme des gouttelettes lipidiques dans les ovocytes et autres tissus.

L'exécution réussie de cette procédure devrait avoir comme conséquence la coloration claire de gouttelettes de lipide qui indique le nombre et la taille des gouttelettes de lipide dans les oenocytes. Figure 1A,A',A', A'' montre qu'il y a peu de gouttelettes lipidiques détectables (points verts) dans les oenocytes des larves d'alimentation normales à différents stades de développement. Figure 1B,B'...

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Présentés ici sont des méthodes détaillées pour la dissection et la coloration gouttelette de lipide des ovocytes dans les larves de Drosophila à l'aide de BODIPY 493/503, un colorant fluorescent spécifique aux gouttelettes lipidiques.

Dissection et coloration des gouttelettes lipidiques des oenocytes dans les larves de Drosophila

Lipids are essential for animal development and physiological homeostasis. Dysregulation of lipid metabolism results in various developmental defects and ...

Cette méthode d’une dissection d’œnocyte et d’une coloration des gouttelettes lipidiques peut être utilisée pour réaliser l’apparition d’une gouttelette lipidique dans l’œnocyte des larves de drosophiles dans des conditions normales et stressées. Cette méthode fournit un outil utile pour étudier le métabolisme des lipides non seulement chez les insectes, mais aussi chez les mammifères avec seulement quelques modifications mineures. Pour induire la ponte, placez 150 mouches femelles vierges et 75 mâles des génotypes désirés dans une bouteille de ponte et placez la bouteille sous une boîte à l’épreuve de la lumière dans un incubateur de 25 degrés Celsius avec 60% d’humidité.Après une heure, transférer les mouches dans une nouvelle bouteille et laisser les mouches pondre des œufs dans la nouvelle bouteille pendant une heure avant d’enlever les adultes. Ensuite, laissez les œufs se développer en larves de troisième stade pendant 84 heures à 25 degrés Celcius avec un cycle clair-obscurité de 12 heures. Avant d’entreprendre le traitement de famine, placez un morceau de papier filtre de taille appropriée dans une boîte de Pétri de six centimètres et ajoutez un millilitre de PBS sur le papier pour créer une chambre de famine.Pour faire une chambre de traitement de contrôle, placez cinq millilitres de nourriture standard de semoule de maïs de Bloomington dans une boîte de Petri de six centimètres. Lorsque les chambres sont prêtes, utilisez un petit pinceau pour recueillir les larves de stade de la même taille approximative de la bouteille de ponte. Et 20 larves au hasard dans chaque famine et la chambre de contrôle.Placez ensuite les chambres dans l’incubateur pendant 12, 24 ou 36 heures de développement et/ou de famine. À la fin de la période de traitement, utiliser des forceps pour transférer doucement les larves de chaque chambre dans une plaque de dissection contenant du PBS glacé et placer la plaque sous un microscope stéréo. Orientez le premier côté ventral de larve vers le haut et utilisez des forceps pour maintenir doucement la larve en place.Placez une goupille à travers le pharynx et une autre broche à travers le spiracle pour fixer la larve à la plaque. Utilisez des ciseaux à ressort Vannas pour faire une incision longitudinale à travers l’épiderme de l’antérieur à l’extrémité postérieure de l’animal. Utilisez des forceps pour enlever le tissu interne de l’épiderme, en prenant soin d’éviter les dommages aux œnocytes à la surface interne de l’épiderme.Ensuite, utilisez des forceps pour récupérer les broches de dissection et transférer l’épiderme dans un tube de microcentrifugeuse de 1,5 millilitre de PBS sur la glace. Pour la coloration des gouttelettes lipidiques, incuber l’épiderme disséqué dans le tampon de fixation pendant 30 minutes à température ambiante sur un rotateur, suivie d’une résuspension rapide en un millilitre de PBS. Lavez ensuite les échantillons avec trois lavages de cinq minutes dans un millilitre de PBS par lavage pour éliminer tout fixatif résiduel.Après le dernier lavage, incuber les échantillons épidermiques avec une sonde lipophile appropriée pendant 30 minutes à température ambiante sur un rotateur. Pendant l’incubation, envelopper les tubes de l’échantillon dans du papier d’aluminium pour protéger les tissus de la lumière et laver les échantillons trois fois dans un millilitre de PBS pendant 10 minutes par lavage. Pour imager les œnocytes, transférez chaque échantillon d’épiderme en six microlitres de milieu de montage sur une lame de microscope propre, ajustez l’orientation du tissu, de sorte que la surface interne contenant les œnocytes touche le fond de la lame.Placez délicatement un coverslip sur l’épiderme et scellez les bords avec du vernis à ongles clair. Lorsque le vernis a séché, l’image des échantillons sur un microscope confocal, mettre un grossissement 63 X avec l’excitation appropriée et les longueurs d’onde d’émission. Il y a quelques gouttelettes de lipides détectables dans les œnocytes des larves d’alimentation normales à différents stades de développement.Comme observé dans ces images représentatives cependant, les gouttelettes de lipide augmentent en nombre dans les œnocytes en réponse aux périodes de famine de 12, 24, et 36 heures. Cette méthode fournit et facile et un protocole réalisable pour les chercheurs dans les domaines de recherche pertinents pour étudier si les manipulations génétiques ou environnementales provoquent des changements de gouttelettes lipidiques dans les cellules.

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Dissection and Lipid Droplet Staining of Oenocytes in Drosophila Larvae

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Biologie

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