Name: impedance pneumography for minimally invasive measurement of heart rate in late stage invertebrates
Uploaded: 2020-04-04T13:00:00
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Les auteurs remercient Paul Rawson pour l’aide en laboratoire et le prix IIA-1355457 de la National Science Foundation à l’EPSCoR du Maine de l’Université du Maine pour les fonds destinés à l’achat d’équipement. Ce projet a été soutenu par l’USDA National Institute of Food and Agriculture, hatch numéro du projet MEO-21811 par l’intermédiaire de la station d’expérimentation agricole et forestière du Maine, ainsi que par le Service national des pêches marines de la NOAA Saltonstall Kennedy Grant #18GAR039-136. Les auteurs remercient également trois critiques anonymes pour leurs commentaires sur une version précédente de ce manuscrit. Maine Agricultural and Forest Experiment Station Publication Numéro 3733.

1. Configuration de l’équipement
<ol><li>Enveloppez les tubes clairs et malléables autour d’elle-même pour créer une bobine d’échange de chaleur d’environ 8 à 10 cm de diamètre et dont les extensions mesurent de 40 à 70 cm de long. Fixez la bobine à l’aide de ruban électrique.</li>
	<li>Attachez la bobine d’échange de chaleur à l’approvisionnement externe et retournez les raccords d’un bain d’eau circulant de refroidissement/chauffage. Assurez-vous que la connexion est sécurisée à l’a...

<ol>
	<li>Stocker, T. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Climate Change 2013: The Physical Basis. Contribution of Working Group I to the Fifth Assessment Report of the Intergovernmental Panel on Climate Change. , (2013).</li><li>Pershing, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Slow+adaptation+in+the+face+of+rapid+warming+leads+to+collapse+of+the+Gulf+of+Maine+cod+fishery.">Slow adaptation in the face of rapid warming leads to collapse of the Gulf of Maine cod fishery.</a> Science. 350 (6262), 809-812 (2015).</li><li>Smale, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Marine+heat+waves+threaten+global+biodiversity+and+the+provision+of+ecosystem+services.">Marine heat waves threaten global biodiversity and the provision of ecosystem services.</a> Nature Climate Change. 9 (4), 306-316 (2019).</li><li>P&#246;rtner, H. O., Farrell, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physiology+and+climate+change.">Physiology and climate change.</a> Science. 322 (5902), 690-692 (2008).</li><li>P&#246;rtner, H. O., Bock, C., Mark, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oxygen-+and+capacity-limited+thermal+tolerance:+bridging+ecology+and+physiology.">Oxygen- and capacity-limited thermal tolerance: bridging ecology and physiology.</a> Journal of Experimental Biology. 220 (15), 2685-2696 (2017).</li><li>Somero, G. N., Lockwood, B. L., Tomanek, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Biochemical adaptation: response to environmental challenges, from life's origins to the Anthropocene. , (2017).</li><li>Sokolova, I. M., Frederich, M., Bagwe, R., Lanning, G., Sukhotin, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Energy+homeostasis+as+an+integrative+tool+for+assessing+limits+of+environmental+stress+tolerance+in+aquatic+invertebrates.">Energy homeostasis as an integrative tool for assessing limits of environmental stress tolerance in aquatic invertebrates.</a> Marine Environmental Research. 79, 1-15 (2012).</li><li>Tepolt, C. K., Somero, G. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Master+of+all+trades:+thermal+acclimation+and+adaptation+of+cardiac+function+in+a+broadly+distributed+marine+invasive+species,+the+European+green+crab,+Carcinus+maenas.">Master of all trades: thermal acclimation and adaptation of cardiac function in a broadly distributed marine invasive species, the European green crab, Carcinus maenas.</a> Journal of Experimental Biology. 217 (7), 1129-1138 (2014).</li><li>Frederich, M., P&#246;rtner, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oxygen+limitation+of+thermal+tolerance+defined+by+cardiac+and+ventilatory+performance+in+spider+crab,+Maja+squinado.">Oxygen limitation of thermal tolerance defined by cardiac and ventilatory performance in spider crab, Maja squinado.</a> American Journal of Physiology-Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 279 (5), 1531-1538 (2000).</li><li>Metzger, R., Sartoris, F. J., Langenbuch, M., P&#246;rtner, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+of+elevated+CO2+concentrations+on+thermal+tolerance+of+the+edible+crab+Cancer+pagurus.">Influence of elevated CO2 concentrations on thermal tolerance of the edible crab Cancer pagurus.</a> Journal of Thermal Biology. 32, 144-151 (2007).</li><li>Walther, K., Sartoris, F. J., Bock, C., P&#246;rtner, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+anthropogenic+ocean+acidification+on+thermal+tolerance+of+the+spider+crab+Hyas+araneus.">Impact of anthropogenic ocean acidification on thermal tolerance of the spider crab Hyas araneus.</a> Biogeosciences. 6 (10), 2207-2215 (2009).</li><li>Styf, H. K., Sk&#246;ld, H. N., Eriksson, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Embryonic+response+to+long-term+exposure+of+the+marine+crustacean+Nephrops+norvegicus+to+ocean+acidification.">Embryonic response to long-term exposure of the marine crustacean Nephrops norvegicus to ocean acidification.</a> Ecology and Evolution. 3 (15), 5055-5065 (2013).</li><li>Camacho, J., Qadri, S. A., Wang, H., Worden, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temperature+acclimation+alters+cardiac+performance+in+the+lobster+Homarus+americanus.">Temperature acclimation alters cardiac performance in the lobster Homarus americanus.</a> Journal of Comparative Physiology A. 192 (12), 1327-1334 (2006).</li><li>Braby, C., Somero, G. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ecological+gradients+and+relative+abundance+of+native+(Mytilus+trossulus)+and+invasive+(Mytilus+galloprovincialis)+blue+mussels+in+the+California+hybrid+zone.">Ecological gradients and relative abundance of native (Mytilus trossulus) and invasive (Mytilus galloprovincialis) blue mussels in the California hybrid zone.</a> Marine Biology. 148 (6), 1249-1262 (2006).</li><li>Stenseng, E., Braby, C. E., Somero, G. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolutionary+and+acclimation-induced+variation+in+the+thermal+limits+of+heart+function+in+congeneric+marine+snails+(Genus+Tegula):+implications+for+vertical+zonation.">Evolutionary and acclimation-induced variation in the thermal limits of heart function in congeneric marine snails (Genus Tegula): implications for vertical zonation.</a> Biological Bulletin. 208 (2), 138-144 (2005).</li><li>Factor, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Biology of the Lobster: Homarus americanus. , (1995).</li><li>Muggeo, V. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Segmented:+an+R+package+to+fit+regression+models+with+broken-lin+relationships.">Segmented: an R package to fit regression models with broken-lin relationships.</a> R News. 8 (1), 20-25 (2008).</li><li>Ryan, S. E., Porth, L. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+tutorial+on+the+piecewise+regression+approach+applied+to+bedload+transport+data.">A tutorial on the piecewise regression approach applied to bedload transport data.</a> General Technical Report RMS-GTR-189. , (2007).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Prism8 Statistics Guide. , (2020).</li><li>Cuculescu, M., Hyde, D., Bowler, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thermal+tolerance+of+two+species+of+marine+crab,+Cancer+pagurus+and+Carcinus+maenas.">Thermal tolerance of two species of marine crab, Cancer pagurus and Carcinus maenas.</a> Journal of Thermal Biology. 23 (2), 107-110 (1998).</li><li>Stillman, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparative+analysis+of+plasticity+of+thermal+limits+in+porcelain+crabs+across+latitudinal+and+intertidal+zone+clines.">A comparative analysis of plasticity of thermal limits in porcelain crabs across latitudinal and intertidal zone clines.</a> International Congress Series. 1275, 267-274 (2004).</li><li>Maderia, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=cellular+and+biochemical+thermal+stress+response+of+intertidal+shrimps+with+different+vertical+distributions:+Palaemon+elegans+and+Palaemon+serratus.">cellular and biochemical thermal stress response of intertidal shrimps with different vertical distributions: Palaemon elegans and Palaemon serratus.</a> Comparative Biochemistry and Physiology, Part A. 183, 107-115 (2015).</li><li>Padilla-Ramirez, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+thermal+acclimation+on+the+behavior,+thermal+tolerance,+and+respiratory+metabolism+in+a+crab+inhabiting+a+wide+range+of+thermal+habitats+(Cancer+antennarius+Stimpson,+1856,+the+red+shore+crab).">The effects of thermal acclimation on the behavior, thermal tolerance, and respiratory metabolism in a crab inhabiting a wide range of thermal habitats (Cancer antennarius Stimpson, 1856, the red shore crab).</a> Marine and Freshwater Behaviour and Physiology. 48 (2), 89-101 (2017).</li><li>P&#246;rtner, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ecosystem+effects+of+ocean+acidification+in+times+of+ocean+warming:+a+physiologist's+view.">Ecosystem effects of ocean acidification in times of ocean warming: a physiologist's view.</a> Marine Ecology Progress Series. 373, 203-217 (2008).</li><li>P&#246;rtner, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oxygen-+and+capacity-limitation+of+thermal+tolerance:+a+matrix+for+integrating+climate-related+stressor+effects+in+marine+ecosystems.">Oxygen- and capacity-limitation of thermal tolerance: a matrix for integrating climate-related stressor effects in marine ecosystems.</a> Journal of Experimental Biology. 213 (6), 881-893 (2010).</li><li>Zittier, Z. M. C., Hirse, T., P&#246;rtner, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+synergistic+effects+of+increasing+temperature+and+CO2+levels+on+activity+capacity+and+acid-base+balance+in+the+spider+crab,+Hyas+araneus.">The synergistic effects of increasing temperature and CO2 levels on activity capacity and acid-base balance in the spider crab, Hyas araneus.</a> Marine Biology. 160 (8), 2049-2062 (2013).</li><li>Harrington, A. M., Hamlin, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ocean+acidification+alters+thermal+cardiac+performance,+hemocyte+abundance,+and+hemolymph+chemistry+in+subadult+American+lobsters+Homarus+americanus+H.+Milne+Edwards,+1837+(Decapoda:+Malcostraca:+Nephropidae).">Ocean acidification alters thermal cardiac performance, hemocyte abundance, and hemolymph chemistry in subadult American lobsters Homarus americanus H. Milne Edwards, 1837 (Decapoda: Malcostraca: Nephropidae).</a> Journal of Crustacean Biology. 39 (4), 468-476 (2019).</li><li>Depledge, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photoplethysmography+-+a+non-invasive+technique+for+monitoring+heart+beat+and+ventilation+rate+in+decapod+crustaceans.">Photoplethysmography - a non-invasive technique for monitoring heart beat and ventilation rate in decapod crustaceans.</a> Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Physiology. 77 (2), 369-371 (1984).</li></ol>

Ce protocole décrit l’utilisation de la pneumographie d’obstacle pour mesurer les changements dans la fréquence cardiaque des invertébrés de stade avancé pendant une expérience de montée en puissance de la température. L’avantage principal de cette technique par rapport à d’autres approches en laboratoire9,10,11 est qu’elle est mini-invasive et n’implique pas une manipulation chirurgicale majeure de l’exos...

Au cours des dernières décennies, l’augmentation de l’apport de gaz à effet de serre (c.-à-d. le dioxyde de carbone, le méthane et l’oxyde nitreux) dans l’atmosphère a entraîné des tendances généralisées de changement environnemental1. Les océans du monde se réchauffent rapidement2,3,une tendance qui peut avoir de graves impacts sur la physiologie organisationnelle. La température influence fortement les taux physiologiques, et les organismes ont une plage de température optimale pour la performance4,5,6. En tant que tel, les individus peuvent rencontrer des difficultés à maintenir la livraison appropriée d’oxygène aux tissus pendant que les températures s’éloignent en dehors de cette gamme. Cela a le potentiel de conduire à des baisses de la performance aérobique face au réchauffement des températures océaniques5,7.
En laboratoire, une méthode pour comprendre les impacts physiologiques du changement environnemental consiste à examiner la performance cardiaque dans le contexte du stress thermique. Ceci fournit un aperçu de la façon dont l’exposition aux conditions de réchauffement prévues peut modifier les courbes de performance5,6 ainsi que le potentiel de plasticité d’acclimation8. Diverses méthodes ont été mises en œuvre avec succès pour mesurer la fréquence cardiaque dans les invertébrés marins. Cependant, beaucoup de ces techniques impliquent l’ablation chirurgicale ou la manipulation majeure de l’exosquelette et l’implantation prolongée des dispositifs de mesure9,10,11, qui introduit le stress supplémentaire au sujet de test et augmente le temps nécessaire pour une récupération réussie avant l’expérimentation. De plus, les techniques moins invasives (p. ex., observation visuelle, vidéographie) peuvent être limitées aux stades de l’histoire de la vie précoce lorsque les organismes peuvent être entièrement ou semi-transparents12. En outre, d’autres défis peuvent être présentés aux chercheurs qui ne connaissent pas bien les méthodologies plus avancées sur le plan technologique (p. ex., observations par transducteurs infrarouges ou perfusion Doppler8,11).
Ce protocole utilise le homard américain (Homarus americanus) comme modèle d’invertébrés marins à un stade avancé pour démontrer l’utilisation de la pneumographie d’obstacle pour évaluer les changements de fréquence cardiaque au cours d’une expérience de montée en puissance de la température. La pneumographie d’impedance implique le passage d’un courant électrique oscillant (AC) sur deux électrodes placées de chaque côté du péricarde pour mesurer les changements de tension pendant que le coeur se contracte et détend13,14. Cette technique est peu invasive, car elle utilise de petites électrodes (c.-à-d., 0,10-0,12 mm de diamètre) qui sont doucement implantées juste sous l’exosquelette. Enfin, il fournit des évaluations en temps réel de la fréquence cardiaque et de la température de l’eau pendant la rampe grâce à l’utilisation d’un enregistreur de données.
Le protocole fournit également des instructions pour calculer la température de rupture arrhenius (ABT), la température à laquelle la fréquence cardiaque commence à diminuer avec des températures croissantes13,15. L’ABT sert d’indicateur non létal de la limite thermique de capacité dans les sujets d’essai qui peuvent être favorisés sur la mesure du maximum thermique critique (CTmax, la limite supérieure de la fonction cardiaque5,6), que les limites mortelles sont souvent extrêmes et rarement rencontrés dans l’environnement naturel5.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>1.6 mm (1/16 in) drill bit</td>
			<td>Milwaukee Tool at Home Depot</td>
			<td>1001294900</td>
			<td>This is for a 1.6 mm (1/16 in) diameter drill bit. This item can be found at most home-improvement stores.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>38 AWG Copper Magnet Wire</td>
			<td>TEMCo</td>
			<td>MW0093</td>
			<td>This wire is used to make the wire electrode leads that are implanted into the test subjects. This listing is for a 4 oz coil of 38-gauge magnetic wire. TemCo also has 36-gauge magnetic wire that is also suitable for use in constructing wire electrodes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cyanoacrylate glue</td>
			<td>Loctite</td>
			<td>852882</td>
			<td>This item includes a brush tip, which makes it easier to control the amount of glue used to secure electrodes to the carapace.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol, 70% Solution, Molecular Biology Grade</td>
			<td>Fisher BioReagents</td>
			<td>BP82931GAL</td>
			<td>This reagent is used in combination with the sterile cotton balls to disinfect the carapace prior to electrode implantation.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Excel</td>
			<td>Microsoft</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This program is used in the protocol for organizing, manipulating, and analyzing data. It is compatible with both PC and Mac operating systems.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand 8-Piece Dissection Kit</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>08-855</td>
			<td>This kit includes the forceps, scissors, dissecting knife (and blades), and dissecting needle needed to accomplish the electrode implantation steps in the protocol.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand Isotemp Refrigerated/Heated Bath Circulators: 5.4-6.5L, 115V/60Hz</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>13-874-180</td>
			<td>This is a complete system that consists of an immersion circulator and a bath. It can be used as a temperature controlled bath or to circulate fluid externally to an application. Temperature range of this water bath is -20 to +100 &#176;C, and the unit heats/cools rapidly and is easy to drain upon conclusion of use.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand Sterile Cotton Balls</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-456-885</td>
			<td>These swabs should be soaked in 70% ethanol before being used to disinfect the carapace prior to electrode implantation.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fork Terminal, Red Vinyl, Butted Seam, 22 to 16 AWG, 100 PK</td>
			<td>Grainger</td>
			<td>5WHE6</td>
			<td>Terminals are soldered to the magnetic wire to construct the wire electrodes. These can be purchased from a variety of home-improvement vendors.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Impedance converter</td>
			<td>UFI</td>
			<td>Model 2991</td>
			<td>Measures impedance changes correlated with very small voltage changes, ranging from 0.2 ohm to over 5 ohms. This model can convert impedance changes that stem from resistance, capacitance, or inductance variations, as well as a combination of all three.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabChart software</td>
			<td>ADInstruments</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Purchase of the PowerLab datalogger includes the LabChart software, but a license for the software can also be directly downloaded online. LabChart allows the user to record data, open and read LabChart files, analyze data, as well as save and export files. There is a free version of the software, LabChart Reader, but users can only open and read LabChart files and analyze them (i.e., it cannot be used to record, save, or export data files). One also has the option of selecting LabChart Pro, which includes LabChart teaching modules that can be used for educational purposes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LED Soldering Iron</td>
			<td>Grainger</td>
			<td>28EA35</td>
			<td>This is a generic soldering iron that can be used to solder the magnetic wire to the fork terminals to create the wire electrodes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PowerLab datalogger</td>
			<td>ADInstruments</td>
			<td>ML826</td>
			<td>There are a variety of models of the PowerLab. This catalog number is for the 2/26 model that is a 2 channel, 16 bit resolution recorder with two analog input channels, independently selectable input sensitivities, two independent analog outputs for stimulation or pulse generation and a trigger input. The PowerLab features a wide range of low-pass filters, AC or DC coupling and adaptive mains filter. This unit has a USB interface for connection to Windows or Mac OS computers and a sampling rate of 100,000 samples/s per channel.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prism8</td>
			<td>GraphPad</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This program provides an additional option for calculating the Arrhenius Break Temperature through its &#8220;Segmental linear regression&#8221; data analysis option. This program does not require any programming and is compatible with both Mac and Windows operating systems.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>R</td>
			<td>R Project</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This is free software for statistical computing that is compatible with UNIX platforms, as well as Windows and Mac operating systems. This program can also be used to calculate the Arrhenius Break Temperature using the &#8220;segmented&#8221; package. There are a number of tutorials and user guides available online through the r-project.org website.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rosin Core Solder</td>
			<td>Grainger</td>
			<td>331856</td>
			<td>This product has a diameter of 0.031 in (0.76 mm) and is ideal for use in soldering speaker wire (similar gauge as magnetic wire used for electrodes).</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SAS</td>
			<td>SAS Institute</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This program provides an additional option for calculating the Arrhenius Break Temperature. However, it does require programming and is not compatible with Mac operating systems.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SigmaPlot</td>
			<td>Systat Software, Inc.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This is the authors&#8217; preferred program for statistical determination of the Arrhenius Break Temperature. The &#8220;Regression Wizard&#8221; is easy to use and does not require any programming. One can obtain a free 30-day trial license before purchase. However, it is compatible only with PC computers.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T-type Pod</td>
			<td>ADInstruments</td>
			<td>ML312</td>
			<td>Suitable for measurement of temperatures from 0-50 &#176;C using T-type thermocouples.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T-type Thermocouple Probe</td>
			<td>ADInstruments</td>
			<td>MLT1401</td>
			<td>Compatible with the T-type Pod for connection. Measures temperature up to 150 &#176;C, and is suitable for immersion in various solutions, semi-solids, and tissue (includes a needle for implantation). This product is a 0.6 mm diameter isolated probe that is sheathed in chemical-resistant Teflon and a lead length of 1.0 m.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UV Cable Tie, Black</td>
			<td>Home Depot</td>
			<td>295813</td>
			<td>This is for a 100-pack of 8-inch (20.32 cm), black cable ties. However, based on the size of test subjects, smaller or larger cable ties may be needed. This item, and others like it, can be purchased at any home-improvement store.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

impedance pneumography for minimally invasive measurement of heart rate in late stage invertebrates

Les températures dans les océans augmentent rapidement en raison des changements généralisés des climats mondiaux. Comme la physiologie organisationnelle est fortement influencée par la température environnementale, cela a le potentiel de modifier les performances physiologiques thermiques dans une variété d’organismes marins. Utilisant le homard américain (Homarus americanus) comme organisme modèle, ce protocole décrit l’utilisation de la pneumographie d’impedance pour comprendre comment la performance cardiaque dans les invertébrés de stade avancé change sous le stress thermique aigu. Le protocole présente une technique mini-invasive qui permet la collecte en temps réel de la fréquence cardiaque au cours d’une expérience de montée en puissance de la température. Les données sont facilement manipulées pour générer une parcelle arrhenius qui est utilisé pour calculer la température de rupture Arrhenius (ABT), la température à laquelle la fréquence cardiaque commence à diminuer avec des températures croissantes. Cette technique peut être utilisée dans une variété d’invertébrés à un stade avancé (c.-à-d. crabes, moules ou crevettes). Bien que le protocole se concentre uniquement sur l’impact de la température sur la performance cardiaque, il peut être modifié pour comprendre le potentiel pour les facteurs de stress supplémentaires (par exemple, l’hypoxie ou l’hypercapnie) d’interagir avec la température pour influencer les performances physiologiques. Ainsi, la méthode a le potentiel pour des applications de grande envergure pour mieux comprendre comment les invertébrés marins réagissent aux changements aigus dans l’environnement.

Ce protocole décrit l’utilisation de la pneumographie de l’obstacle pour obtenir des données en temps réel pour la fréquence cardiaque (en tension) et la température au cours d’une expérience de montée en puissance de la température. Lors de la perforation de cette technique, l’amplitude des tensions et des températures enregistrées variera en fonction de la conception expérimentale et des espèces focales. Cependant, la sortie de tension affichée en temps réel suit une distribution de sinus généri...

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Impedance Pneumography for Minimally Invasive Measurement of Heart Rate in Late Stage Invertebrates

La mesure de la fréquence cardiaque lors d’un défi thermique donne un aperçu des réponses physiologiques des organismes à la suite d’un changement environnemental aigu. Utilisant le homard américain (Homarus americanus) comme organisme modèle, ce protocole décrit l’utilisation de la pneumographie d’impedance comme approche relativement non invasive et non létale pour mesurer la fréquence cardiaque dans les invertébrés à un stade avancé.

Pneumographie d’impedance pour la mesure mini-invasive de la fréquence cardiaque dans les invertébrés de stade avancé

Temperatures in oceans are increasing rapidly as a consequence of widespread changes in world climates. As organismal physiology is heavily influenced by ...

Ce protocole utilise des homards juvéniles américains comme modèle pour démontrer l’utilisation de la pneumographie d’impédance pour évaluer les performances physiologiques lors d’un stress thermique. Cette technique passe un petit courant électrique oscillant sur deux électrodes implantées de chaque côté du cœur et mesure le changement de tension au fur et à mesure que le muscle se contracte et se détend. Cette tension peut ensuite être facilement convertie en battements par minute pour tracer la fréquence cardiaque à travers la plage de température évaluée pour déterminer les fenêtres de performance thermique.Cette technique est mini-invasive et permet la collecte de données en temps réel dans les organismes à un stade avancé dans lequel il peut être difficile d’observer directement visuellement la performance cardiaque. Cette méthode se concentre également sur le calcul de la température de rupture Arrhenius ou ABT et l’utilise comme un point de terminaison non létal pour déterminer les limites thermiques. Enveloppez des tuyaux malléables clairs autour d’elle pour créer une bobine d’échange de chaleur d’environ huit à dix centimètres de diamètre et dont les extensions mesurent de 40 à 70 centimètres de long.Sécurisez la bobine à l’aide de ruban électrique. Fixez la bobine d’échange de chaleur à l’approvisionnement externe et retournez les raccords du bain d’eau en circulation. Assurez-vous que la connexion est sécurisée à l’aide de pinces à tuyaux.Remplissez le puits du bain d’eau en circulation avec de l’eau d’osmose inverse et branchez le cordon électrique dans une prise. Allumez le bain d’eau et assurez-vous qu’il n’y a pas de fuites dans sa connexion à la bobine d’échange de chaleur. Configurez le convertisseur d’impedance en branchant le câble BNC noir à la sortie AC de l’appareil et en le connectant au enregistreur de données du laboratoire d’alimentation à l’aide du canal un port.Branchez le thermistor dans le pod de type T puis branchez la nacelle de type T dans le canal deux ports de l’enregistreur de données de laboratoire d’alimentation. Branchez le cordon d’alimentation de l’enregistreur de données de laboratoire d’alimentation dans une alimentation électrique et connectez l’enregistreur de données à un ordinateur PC à l’aide du connecteur de câble USB. Remplissez la chambre d’aclimation de l’arène expérimentale de 7,5 litres d’eau de mer artificielle.Déposer le homard sur une grille en plastique. Fixez soigneusement les pinces et l’abdomen des homards sur la grille en plastique à l’aide de petites attaches à câble. Séchez la carapace avec une serviette en papier et nettoyez-la avec un coton-tige trempé dans 70% d’éthanol.Percez soigneusement à la main deux petits trous près de la carapace de chaque côté du péricarde. Terminer chaque trou en insérant délicatement une aiguille de dissectation stérile. Gratter un petit peu de l’isolation des fils à l’aide d’une lame de rasoir.Pliez soigneusement la pointe de chaque fil à l’aide de forceps et insérez-en un dans chacun des trous nouvellement forés. Fixez chaque fil à l’aide d’une petite goutte de superglue et laissez-le sécher pendant cinq à dix minutes. Une fois que la colle est sèche, attachez le fil conduit au convertisseur d’impédance et allumez-le.Placez le homard dans la chambre d’acclimatation et laissez-le s’acclimater aux électrodes implantées pendant 15 à 20 minutes. Allumez le laboratoire d’alimentation et ouvrez le logiciel de diagramme de laboratoire sur l’ordinateur. Cliquez sur Nouvelle expérience et laissez l’écran d’affichage graphique ouvert.Dans la vue graphique, localisez le menu de fonction du canal pour Channel One. Choisissez l’amplificateur d’entrée dans le menu et sélectionnez couplage AC. Sur le convertisseur d’impedance, ajustez le gain et l’équilibre jusqu’à ce qu’un signal fort soit observé sur la sortie du laboratoire de puissance, dans le but de maintenir l’équilibre près de zéro.Sur le canal deux capsules de type T sélectionnées pour enregistrer des données de température en temps réel. Cliquez sur le bouton Démarrer et le laboratoire d’alimentation commencera à enregistrer des données. Placez soigneusement la grille en plastique avec le homard attaché sur l’arène expérimentale et réglez la bobine d’échange de chaleur sur le dessus de la grille.Placez le thermistor près du homard, avant de placer le couvercle sur l’arène expérimentale pour réduire le stress visuel sur le sujet de l’essai. Ajustez l’équilibre au besoin et placez un commentaire sur la sortie indiquant que le procès a commencé. La sortie doit être enregistrée périodiquement tout au long de l’expérience.Cliquez sur Fichier et sélectionnez Enregistrer Pour enregistrer initialement la sortie sur l’ordinateur. Augmentez la température de l’eau de l’aréna expérimental à une vitesse d’environ 1,5 degré Celsius toutes les 15 minutes pour atteindre une rampe de 12 à 30 degrés Celsius sur une période de deux heures et 30 minutes en ajustant la température du bain d’eau recirculation. Une fois la rampe terminée, retirer le homard de l’aréna expérimental et le placer dans un bain de récupération pendant environ 20 minutes.Après 20 minutes, appuyez sur le bouton d’arrêt sur la sortie du laboratoire d’alimentation et enregistrez le fichier. Retirez soigneusement les électrodes et coupez les attaches du câble avant de retourner le sujet d’essai à son réservoir de fixation. Ouvrez le bloc de données en cliquant sur le menu Fenêtre et en sélectionnant la garniture de données.Définissez la colonne A pour être temps en cliquant deux fois sur la colonne A et en cliquant sur la sélection et le point actif, sélectionnez l’heure et fermez la fenêtre en cliquant sur OK. Définissez la colonne B pour qu’elle soit la température moyenne par rapport à la partie sélectionnée des données en cliquant deux fois sur la colonne B et en sélectionnant les statistiques. Sélectionnez moyenne à partir du côté droit du menu et canal deux comme source de calcul au bas de la fenêtre du menu. Double clic sur la colonne C et sélectionnez sélection et Point actif.Sélectionnez la durée de sélection, cliquez sur OK pour fermer la fenêtre. Double clic sur la colonne D et sélectionnez les mesures cycliques. Sélectionnez le nombre d’événements, sélectionnez le canal un comme source de calcul, cliquez sur OK pour fermer la fenêtre.Cela comptera les pics des données pour déterminer la fréquence cardiaque sur une partie sélectionnée des données. Double clic sur la colonne E et sélectionnez les mesures cycliques. Sélectionnez le taux cyclique moyen et canalisez-en un comme source de calcul au bas de la fenêtre des menus.Cliquez sur OK pour fermer la fenêtre, ce qui fournit l’estimation finale de la fréquence cardiaque comme battements par minute sur une partie sélectionnée des données. Retournez au fichier de données et mettez en évidence les sections souhaitées de la sortie. Sélectionnez les commandes et plusieurs ajoutent à la garniture de données.Sélectionnez l’heure et tirez les données toutes les 30 secondes en cochant chaque case et en entrant 30 sous le menu Select. Cliquez sur la sélection actuelle et cliquez sur Ajouter. Retournez à l’écran du bloc de données et sélectionnez Fichier et sauvegardez pour enregistrer la sortie en tant que fichier Excel.Ouvrez le fichier de données dans Excel. Convertir la température des degrés Celsius à l’inverse de Kelvin. Prenez le journal naturel de la fréquence cardiaque, générer une parcelle Arrhenius en traçant la fréquence cardiaque en fonction de la température.Adaptez ces données à une régression à la pièce et déterminez le point d’intersection. C’est la température du frein Arrhenius ou ABT. Il s’agit d’un exemple de sortie attendue à l’aide de l’enregistreur de données de laboratoire d’alimentation.La tension est indiquée en rouge et la température de l’arène en bleu. Ces données montrent une répartition attendue de la fréquence cardiaque au cours d’une rampe de température. Enfin, ce panneau montre une parcelle d’Arrhenius attendue à partir d’un animal expérimental.S’adaptant à une régression à la pièce, l’étoile rouge met en évidence leur intersection qui est la température de rupture Arrhenius. Lors de l’utilisation de cette technique, il est important de permettre à votre sujet d’essai d’obtenir des périodes d’acclamation et de récupération adéquates pour vous assurer que vous enregistrez avec précision les performances cardiaques. Il est également important de déterminer le taux approprié de réchauffement pour votre expérience avant de l’exécuter sur un sujet d’essai.Bien que nous nous concentrions uniquement sur la température dans cette vidéo, cette technique peut être largement appliquée pour comprendre les impacts environnementaux sur la physiologie de l’organisme en exposant les sujets d’essai à d’autres facteurs de stress tels que l’acidification des océans, ou une disponibilité réduite d’oxygène avant de les faire passer par la rampe de température.

Research

JoVE Journal

Environment

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Préparation et essai d&#39;impédance basée sur biopuces fluidiques avec des cellules RTgill-W1 pour l&#39;évaluation rapide des échantillons d&#39;eau potable pour la toxicité

This manuscript describes how to prepare fluidic biochips with Rainbow trout gill epithelial (RTgill-W1) cells for use in a field portable water toxicity ...

Recherche

Environnement

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Amélioration du taux de croissance initiale des plantes agricoles à l&#39;aide de champs magnétiques statiques

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La mise en œuvre des émissions mobiles des systèmes de mesure (PEMS) pour le règlement des émissions réel de conduite (RDE) en Europe

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Measurement of the Rheology of Crude Oil in Equilibrium with CO2 at Reservoir Conditions

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Mesure de la rhéologie du pétrole brut en équilibre avec le CO<sub&gt; 2</sub&gt; Aux conditions du réservoir

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Detached Leaf Assays to Simplify Gene Expression Studies in Potato During Infestation by Chewing Insect Manduca sexta

Des essais de feuilles détachées pour simplifier les études sur l'expression génique de la pomme de terre pendant l'infestation par l'insecte à mâcher Manduca sexta

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