Name: preparation of peripheral nerve stimulation electrodes for chronic implantation in rats
Uploaded: 2020-07-14T13:00:00
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Diese Arbeit wurde von der University of Texas in Dallas und dem UT Board of Regents finanziert. Wir danken Solomon Golding, Bilaal Hassan, Marghi Jani und Ching-Tzu Tseng für die technische Unterstützung.

Alle in diesem Protokoll beschriebenen Verfahren werden in Übereinstimmung mit dem NIH-Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren durchgeführt und vom Institutional Animal Care and Use Committee der University of Texas in Dallas genehmigt.
1. Stimulierende Manschettenelektroden-Fertigung
<ol><li>Bereiten Sie die Manschettenschläuche vor.<ol>
<li>Schneiden Sie mit einer Rasierklinge ein Stück Polymerschläuche mit einer Länge von 2,5 mm. Setzen Sie Zangenspitzen oder eine B...

<ol>
	<li>Koopman, F. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vagus+nerve+stimulation+inhibits+cytokine+production+and+attenuates+disease+severity+in+rheumatoid+arthritis.">Vagus nerve stimulation inhibits cytokine production and attenuates disease severity in rheumatoid arthritis.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. , (2016).</li><li>Levine, Y. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurostimulation+of+the+cholinergic+anti-inflammatory+pathway+ameliorates+disease+in+rat+collagen-induced+arthritis.">Neurostimulation of the cholinergic anti-inflammatory pathway ameliorates disease in rat collagen-induced arthritis.</a> PLoS One. , (2014).</li><li>Zhang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+vagus+nerve+stimulation+improves+autonomic+control+and+attenuates+systemic+inflammation+and+heart+failure+progression+in+a+canine+high-rate+pacing+model.">Chronic vagus nerve stimulation improves autonomic control and attenuates systemic inflammation and heart failure progression in a canine high-rate pacing model.</a> Circulation: Heart Failure. , (2009).</li><li>Ganzer, P. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Closed-loop+neuromodulation+restores+network+connectivity+and+motor+control+after+spinal+cord+injury.">Closed-loop neuromodulation restores network connectivity and motor control after spinal cord injury.</a> Elife. , (2018).</li><li>Hays, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vagus+nerve+stimulation+during+rehabilitative+training+enhances+recovery+of+forelimb+function+after+ischemic+stroke+in+aged+rats.">Vagus nerve stimulation during rehabilitative training enhances recovery of forelimb function after ischemic stroke in aged rats.</a> Neurobiology of Aging. , (2016).</li><li>Khodaparast, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vagus+nerve+stimulation+delivered+during+motor+rehabilitation+improves+recovery+in+a+rat+model+of+stroke.">Vagus nerve stimulation delivered during motor rehabilitation improves recovery in a rat model of stroke.</a> Neurorehabilitation and Neural Repair. , (2014).</li><li>Meyers, E. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vagus+nerve+stimulation+enhances+stable+plasticity+and+generalization+of+stroke+recovery.">Vagus nerve stimulation enhances stable plasticity and generalization of stroke recovery.</a> Stroke. , (2018).</li><li>Hays, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vagus+nerve+stimulation+during+rehabilitative+training+improves+functional+recovery+after+intracerebral+hemorrhage.">Vagus nerve stimulation during rehabilitative training improves functional recovery after intracerebral hemorrhage.</a> Stroke. , (2014).</li><li>Farrand, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vagus+nerve+stimulation+improves+locomotion+and+neuronal+populations+in+a+model+of+Parkinson's+disease.">Vagus nerve stimulation improves locomotion and neuronal populations in a model of Parkinson's disease.</a> Brain Stimulationation. , (2017).</li><li>Souza, R. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vagus+nerve+stimulation+reverses+the+extinction+impairments+in+a+model+of+PTSD+with+prolonged+and+repeated+trauma.">Vagus nerve stimulation reverses the extinction impairments in a model of PTSD with prolonged and repeated trauma.</a> Stress. , (2019).</li><li>Noble, L. J., Souza, R. R., McIntyre, C. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vagus+nerve+stimulation+as+a+tool+for+enhancing+extinction+in+exposure-based+therapies.">Vagus nerve stimulation as a tool for enhancing extinction in exposure-based therapies.</a> Psychopharmacology. , (2019).</li><li>Childs, J. E., Kim, S., Driskill, C. M., Hsiu, E., Kroener, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vagus+nerve+stimulation+during+extinction+learning+reduces+conditioned+place+preference+and+context-induced+reinstatement+of+cocaine+seeking.">Vagus nerve stimulation during extinction learning reduces conditioned place preference and context-induced reinstatement of cocaine seeking.</a> Brain Stimulationation. , (2019).</li><li>Pe&#241;a, D. F., Engineer, N. D., McIntyre, C. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+remission+of+conditioned+fear+expression+with+extinction+training+paired+with+vagus+nerve+stimulation.">Rapid remission of conditioned fear expression with extinction training paired with vagus nerve stimulation.</a> Biological Psychiatry. , (2013).</li><li>Childs, J. E., DeLeon, J., Nickel, E., Kroener, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vagus+nerve+stimulation+reduces+cocaine+seeking+and+alters+plasticity+in+the+extinction+network.">Vagus nerve stimulation reduces cocaine seeking and alters plasticity in the extinction network.</a> Learning &amp; Memory. , (2017).</li><li>Engineer, C. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporal+plasticity+in+auditory+cortex+improves+neural+discrimination+of+speech+sounds.">Temporal plasticity in auditory cortex improves neural discrimination of speech sounds.</a> Brain Stimulationation. , (2017).</li><li>Rios, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protocol+for+Construction+of+Rat+Nerve+Stimulation+Cuff+Electrodes.">Protocol for Construction of Rat Nerve Stimulation Cuff Electrodes.</a> Methods Protoc. , (2019).</li><li>Childs, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vagus+nerve+stimulation+as+a+tool+to+induce+plasticity+in+pathways+relevant+for+extinction+learning.">Vagus nerve stimulation as a tool to induce plasticity in pathways relevant for extinction learning.</a> Journal of Visualized Experiments. , (2015).</li><li>Paintal, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vagal+sensory+receptors+and+their+reflex+effects.">Vagal sensory receptors and their reflex effects.</a> Physiological reviews. , (1973).</li><li>Porter, B. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repeatedly+Pairing+Vagus+Nerve+Stimulation+with+a+Movement+Reorganizes+Primary+Motor+Cortex.">Repeatedly Pairing Vagus Nerve Stimulation with a Movement Reorganizes Primary Motor Cortex.</a> Cerebral Cortex. 22, 2365-2374 (2011).</li><li>Morrison, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vagus+nerve+stimulation+intensity+influences+motor+cortex+plasticity.">Vagus nerve stimulation intensity influences motor cortex plasticity.</a> Brain Stimulationation. , (2018).</li><li>Hulsey, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Norepinephrine+and+serotonin+are+required+for+vagus+nerve+stimulation+directed+cortical+plasticity.">Norepinephrine and serotonin are required for vagus nerve stimulation directed cortical plasticity.</a> Exp. Neurol. , (2019).</li><li>Hulsey, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reorganization+of+Motor+Cortex+by+Vagus+Nerve+Stimulation+Requires+Cholinergic+Innervation.">Reorganization of Motor Cortex by Vagus Nerve Stimulation Requires Cholinergic Innervation.</a> Brain Stimulation. 9, 174-181 (2016).</li><li>Bouverot, P., Crance, J. P., Dejours, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Factors+influencing+the+intensity+of+the+breuer-hering+inspiration-inhibiting+reflex.">Factors influencing the intensity of the breuer-hering inspiration-inhibiting reflex.</a> Respiration Physiology. , (1970).</li><li>Fialova, E., Vizek, M., Palecek, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inflation+reflex+in+the+rat.">Inflation reflex in the rat.</a> Physiologia Bohemoslov. , (1975).</li><li>Hays, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+bradykinesia+assessment+task:+An+automated+method+to+measure+forelimb+speed+in+rodents.">The bradykinesia assessment task: An automated method to measure forelimb speed in rodents.</a> Journal of Neuroscience Methods. , (2013).</li><li>Kim, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cuff+and+sieve+electrode+(CASE):+The+combination+of+neural+electrodes+for+bi-directional+peripheral+nerve+interfacing.">Cuff and sieve electrode (CASE): The combination of neural electrodes for bi-directional peripheral nerve interfacing.</a> Journal of Neuroscience Methods. , (2020).</li><li>Gonz&#225;lez-Gonz&#225;lez, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thin+Film+Multi-Electrode+Softening+Cuffs+for+Selective+Neuromodulation.">Thin Film Multi-Electrode Softening Cuffs for Selective Neuromodulation.</a> Scientific Reports. , (2018).</li><li>Thakur, R., Nair, A. R., Jin, A., Fridman, G. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fabrication+of+a+Self-Curling+Cuff+with+a+Soft,+Ionically+Conducting+Neural+Interface.">Fabrication of a Self-Curling Cuff with a Soft, Ionically Conducting Neural Interface.</a> Proceedings of the Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society, EMBS. , (2019).</li><li>Bucksot, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flat+electrode+contacts+for+vagus+nerve+stimulation.">Flat electrode contacts for vagus nerve stimulation.</a> PLoS One. 14, (2019).</li><li>El Tahry, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repeated+assessment+of+larynx+compound+muscle+action+potentials+using+a+self-sizing+cuff+electrode+around+the+vagus+nerve+in+experimental+rats.">Repeated assessment of larynx compound muscle action potentials using a self-sizing cuff electrode around the vagus nerve in experimental rats.</a> Journal of Neuroscience Methods. , (2011).</li><li>Bonaz, B., Sinniger, V., Pellissier, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anti-inflammatory+properties+of+the+vagus+nerve:+potential+therapeutic+implications+of+vagus+nerve+stimulation.">Anti-inflammatory properties of the vagus nerve: potential therapeutic implications of vagus nerve stimulation.</a> Journal of Physiology. , (2016).</li></ol>

Hier beschreiben wir einen einfachen, kostengünstigen Ansatz für die Montage chronisch implantierbarer stimulierender Manschettenelektroden für den Einsatz bei Nagetieren, der präklinische Untersuchungen dieser aufkommenden Therapie erleichtert. Diese vereinfachte Methode erfordert keine spezielle Schulung oder Ausrüstung und verwendet eine kleine Anzahl von Werkzeugen und Zubehör, die für die meisten Forschungslabore leicht zugänglich sind, wodurch sowohl die monetären als auch die Arbeitskosten der Gerätehers...

In letzter Zeit ist die Nachfrage nach chronisch implantierbaren Manschettenelektroden zur Stimulation peripherer Nerven gestiegen, da Studien zunehmend die präklinische Nützlichkeit dieser Technik zur Behandlung zahlreicher entzündlicher Erkrankungen1,2,3 und neurologische Erkrankungen4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15. Chronische VNS, zum Beispiel, hat sich gezeigt, dass die neokortikale Plastizität in einer Vielzahl von Lernkontexten zu verbessern, Verbesserung der motorischen Rehabilitation4,5,6,7,8, Aussterben lernen10,11,12,13,14, und sensorische Diskriminierung15. Kommerziell erhältliche periphere Nervenmanschettenelektroden sind oft mit längeren Zeiten für die Auftragserfüllung und relativ hohen Kosten verbunden, die ihre Zugänglichkeit einschränken können. Alternativ bleiben die Protokolle für die "in-house" Herstellung von chronisch implantierbaren Manschettenelektroden begrenzt, und die Nagetieranatomie stellt aufgrund ihrer geringen Größe besondere Herausforderungen dar. Aktuelle Protokolle zur Konstruktion von Manschettenelektroden für chronische Nagetierexperimente erfordern oft den Einsatz komplexer Geräte und Techniken sowie eines intensiv geschulten Personals. In diesem Protokoll zeigen wir einen vereinfachten Ansatz für die Herstellung von Manschettenelektroden auf der Grundlage zuvor veröffentlichter und weit verbreiteter Methoden16,17. Wir validieren die Funktionalität unserer chronisch implantierten Elektroden bei Ratten, indem wir zeigen, dass zum Zeitpunkt der Manschettenimplantation um den linken Hals-Emeritus-Nerv die Stimulation der Manschettenelektroden erfolgreich zu einem Abbruch der Atmung und des Tropfens SpO2 führte. Die Stimulation der afferenten Pulmonator-Vagalfasern ist dafür bekannt, den Hering-Breuer-Reflex zu beeinflussen, bei dem die Hemmung mehrerer Atemkerne im Hirnstamm zur Unterdrückungsinspiration18führt. Somit bieten die Einstellung der Atmung im Einklang mit dem Hering-Breuer-Reflex und dem daraus resultierenden Rückgang in SpO2 einen einfachen Test für die richtige Elektrodenimplantation und Manschettenfunktion bei betääuten Ratten. Um die Langzeitfunktionalität chronisch implantierter Manschettenelektroden zu validieren, wurden reflexartige Reaktionen zum Zeitpunkt der Implantation gemessen und mit den Reaktionen verglichen, die bei denselben Tieren sechs Wochen nach der Implantation erhalten wurden. Eine zweite Gruppe von Ratten wurde nach einem Verhaltenstraining an einer Hebelpressaufgabe mit VNS-Manschettenelektroden implantiert. Bei diesen Ratten führte VNS gepaart mit der korrekten Aufgabenleistung zu einer Reorganisation der kortikalen Motorkarte, die mit den zuvor veröffentlichten Studien19,20,21,22übereinstimmte. Zum Zeitpunkt der motorkortikalen Kartierung unter Narkose, die 5–10 Wochen nach der Implantation des Geräts stattfand, validierten wir die Manschettenfunktion bei VNS-behandelten Tieren weiter, indem wir bestätigten, dass VNS erfolgreich eine Einstellung der Atmung und einen Rückgang von mehr als 5 % in SpO2induzierte.
Die kürzlich veröffentlichten Protokolle von Childs et al.17 und Rios et al.16 bieten einen gut validierten Ausgangspunkt für einen vereinfachten Ansatz zur Herstellung von Manschettenelektroden, da diese beliebte Methode von mehreren Labors verwendet wurde, die chronische VNS-Studien an Nagetieren1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11. Das ursprüngliche Verfahren umfasst mehrere hochpräzise Schritte zur Manipulation der feinen Mikrodrähte, so dass die Herstellung von Manschettenelektroden mehr als eine Stunde dauert, und umfangreiches Training, um zuverlässig zu arbeiten. Der hier beschriebene vereinfachte Ansatz erfordert deutlich weniger Materialien und Werkzeuge und kann in weniger als einer Stunde von minimal geschultem Personal absolviert werden.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:1336px;" width="1335">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:441px;">Biocompatible polyurethane-based polymer tubing, 0.080&#34; OD x 0.040&#34; ID</td>
			<td style="width:178px;">Braintree Scientific</td>
			<td style="width:174px;">MRE080 36 FT</td>
			<td style="width:542px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dissecting microscope</td>
			<td style="width:178px;">AM Scopes</td>
			<td style="width:174px;">#SM-6T-FRL</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Fine Serrated Scissors, straight, 22mm cutting edge</td>
			<td style="width:178px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:174px;">#14058-09</td>
			<td>for cutting Pt/Ir wire and suture thread</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Forceps, #5 Dumont forceps, straight, 11 cm, 0.1 x 0.06 mm tip</td>
			<td style="width:178px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:174px;">#11626-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Forceps, ceramic tipped forceps, 0.3 mm x 30 mm tips</td>
			<td style="width:178px;">Electron Microscopy Sciences</td>
			<td style="width:174px;">#78127-71</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Gold Pins, PCB Press Fit Socket</td>
			<td style="width:178px;">Mill-Max</td>
			<td style="width:174px;">#1001-0-15-15-30-27-04-0</td>
			<td>or similar small pins for connecting cuff leads to headcap</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Isobutane lighter</td>
			<td style="width:178px;">BIC</td>
			<td style="width:174px;">#LCP21-AST</td>
			<td>for de-insulating Pt/Ir wire</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Micro strip connector with latch, 4-pin</td>
			<td style="width:178px;">Omnetics</td>
			<td style="width:174px;">A24002-004 / PS1-04-SS-LT</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Pipette tip, 10 uL</td>
			<td style="width:178px;">VWR</td>
			<td>89079-464</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Platinum-Iridium (90/10%) Wire, 0.001&#34; (diameter) x 9 strands, PTFE insulated</td>
			<td style="width:178px;">Sigmund Cohn</td>
			<td style="width:174px;">10IR9/49T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Razor Blade, Single Edge, Surgical Carbon Steel No.9</td>
			<td style="width:178px;">VWR</td>
			<td style="width:174px;">#55411-050</td>
			<td>for cutting MicroRenathane tubing</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sewing needle, ca. 4.0 cm length x 0.7 mm diameter (size 6-7)</td>
			<td style="width:178px;">Singer</td>
			<td style="width:174px;">00276</td>
			<td>Smaller needle for threading Pt/Ir wire</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sewing needle, ca. 4.5 cm length x 0.8 mm diameter (size 2-3)</td>
			<td style="width:178px;">Singer</td>
			<td style="width:174px;">00276</td>
			<td>Larger needle for pinning cuff during assembly and for threading suture</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Small foam board</td>
			<td style="width:178px;">Juvo+/Amazon</td>
			<td>B07C9637SJ</td>
			<td>for fabrication platform; our dimensions are ca. 2.5&#34; x 3.5&#34; x 1&#34; (L x W x H)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Solder, multicore lead-free, 0.38mm diameter</td>
			<td style="width:178px;">Loctite/Multicore</td>
			<td style="width:174px;">#796037</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Soldering station</td>
			<td style="width:178px;">Weller</td>
			<td style="width:174px;">WES51</td>
			<td>or similar soldering iron compatible with long conical tips (this part has been discontinued)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Soldering tip, long conical, 0.01&#34; / 0.4 mm</td>
			<td style="width:178px;">Weller</td>
			<td style="width:174px;">1UNF8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Suture, nonabsorbable braided silk ,size 6/0</td>
			<td style="width:178px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:174px;">#18020-60</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">UV (405 nm) spot light</td>
			<td style="width:178px;">Henkel/Loctite</td>
			<td style="width:174px;">#2182207</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">UV Light Cure Adhesive 25 ml</td>
			<td style="width:178px;">Henkel/Loctite</td>
			<td style="width:174px;">AA 3106</td>
			<td>or similar biocompatible UV cure adhesive</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Wire wrapping wire, 30 AWG</td>
			<td style="width:178px;">Digikey</td>
			<td style="width:174px;">K396-ND</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

preparation of peripheral nerve stimulation electrodes for chronic implantation in rats

Periphere Nervenmanschettenelektroden werden seit langem in den Neurowissenschaften und verwandten Bereichen zur Stimulation beispielsweise von Vagus- oder Ischiasnerven eingesetzt. Mehrere neuere Studien haben die Wirksamkeit von chronischen VNS bei der Verbesserung der Plastizität des zentralen Nervensystems gezeigt, um die motorische Rehabilitation, das Lernen zum Aussterben und die sensorische Diskriminierung zu verbessern. Der Bau chronisch implantierbarer Geräte für den Einsatz in solchen Studien ist aufgrund der geringen Größe von Ratten eine Herausforderung, und typische Protokolle erfordern eine umfassende Schulung des Personals und zeitaufwändige Mikrofertigungsmethoden. Alternativ können handelsübliche implantierbare Manschettenelektroden zu deutlich höheren Kosten erworben werden. In diesem Protokoll stellen wir eine einfache, kostengünstige Methode für den Bau kleiner, chronisch implantierbarer peripherer Nervenmanschettenelektroden für den Einsatz bei Ratten vor. Wir validieren die kurz- und langfristige Zuverlässigkeit unserer Manschettenelektroden, indem wir nachweisen, dass VNS bei Ketamin/Xylazin-Anästhesisierten Ratten eine Abnahme der Atemfrequenz im Einklang mit der Aktivierung des Hering-Breuer-Reflexes produziert, sowohl zum Zeitpunkt der Implantation als auch bis zu 10 Wochen nach der Implantation des Geräts. Darüber hinaus zeigen wir die Eignung der Manschettenelektroden für den Einsatz in chronischen Stimulationsstudien, indem wir VNS mit einer geschickten Hebelpressleistung koppeln, um die plastische Plastizität der motorischen Kartkarte zu induzieren.

Vagus Nervenmanschettenelektroden und Kopfkappen wurden chronisch bei Ratten nach zuvor veröffentlichten chirurgischen Verfahren17,19,20,21,22. Vor der Implantation wurde die Impedanz bei 1 kHz über die Manschettenleitungen gemessen, wobei die Manschettenschläuche in der Saline versunken waren (Impedanz = 1,2 x 0,17 k. [Mittelwert sst]; N = 9). Es wurden nu...

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Preparation of Peripheral Nerve Stimulation Electrodes for Chronic Implantation in Rats

Bestehende Ansätze für den Bau chronisch implantierbarer peripherer Nervenmanschettenelektroden für den Einsatz bei kleinen Nagetieren erfordern oft spezielle Ausrüstung und/oder hochqualifiziertes Personal. In diesem Protokoll zeigen wir einen einfachen, kostengünstigen Ansatz zur Herstellung chronisch implantierbarer Manschettenelektroden und ihre Wirksamkeit für die Vagusnervstimulation (VNS) bei Ratten.

Vorbereitung von peripheren Nervenstimulationselektroden für die chronische Implantation bei Ratten

Peripheral nerve cuff electrodes have long been used in the neurosciences and related fields for stimulation of, for example, vagus or sciatic nerves. ...

Die periphere Nervenstimulation wird zunehmend als Behandlung für eine Vielzahl von Krankheiten untersucht, darunter entzündliche Erkrankungen und neuronale Erkrankungen. Der Bau chronisch implantierbarer peripherer Nervenmanschettenelektroden für kleine Labortiere kann zeitaufwändig und teuer sein. Dieses Protokoll beschreibt einen einfachen, kostengünstigen Ansatz für den Bau chronisch implantierbarer peripherer Nervenstimulationselektroden für den Einsatz bei Ratten.Das Verfahren erfordert nur sehr wenige und leicht zugängliche Materialien und Vorräte sowie eine reduzierte Anzahl gefährlicher oder technisch erforderlicher Schritte im Vergleich zu ähnlichen Techniken, was sowohl die Kosten des Geräts als auch die Zeit für die Schulung des Personals und der Gerätemontage reduziert. Diese Technik wurde entwickelt, um präklinische Studien zu ermöglichen, die die Wirksamkeit der chronischen Vegas-Nervenstimulation während der Schlaganfall-Wiederherstellung oder anderen Arten von Metro-Dysfunktion testen. Beginnen Sie mit der Vorbereitung der Manschette Schlauch.Verwenden Sie eine Rasierklinge, um ein 2,5-Millimeter-Stück Polymerschläuche zu schneiden. Legen Sie dann eine Büroklammer oder Kraftspitzen durch den Schlauch und machen Sie einen längs durch die Wand der Schläuche auf einer Seite der Manschette gleiten. Entfernen Sie die Zange aus dem Schlauch und legen Sie eine große Nähnadel durch die Mittellinie der Manschette.Legen Sie die Nadel in die Schaumstoffplatte, um die Manschette während der verbleibenden Montageschritte an Ort und Stelle zu fixieren. Um eine Naht zur Sicherung manschettenverschluss während der Implantation setzen eine kleine Nähnadel durch die Wand der Manschette auf der Mittellinie etwa Punkt fünf Millimeter von der oberen Schlitz auf einer Seite. Dann legen Sie zwei Zentimeter einer sechs Null Naht durch das Nadelöhr und ziehen Sie die Nadel durch die Wand des Schlauches, um die Naht in die Manschette zu fädeln.Durchbohren Sie ein zweites Loch durch die Rohrwand etwa fünf Millimeter unter das erste Loch entlang der Mittellinie der Manschette. Legen Sie die Naht durch das Nadelöhr und ziehen Sie die Nadel durch die Schlauchwand. Tragen Sie eine kleine Menge UV-Härtekleber auf das kurze Ende der Naht auf, die sich vom unteren Loch aus erstreckt, und ziehen Sie das längere Nähtedesende, bis der untere Schwanz mit der Außenwand des Schlauches fast bündig ist.Dann den Klebstoff mit einem UV-Stab aushärten. Wiederholen Sie diesen Vorgang, um eine weitere Naht auf der gegenüberliegenden Seite der Manschette zu platzieren. Als nächstes führt der Platinum Iridium Draht.Verwenden Sie die kleine Nähnadel, um vier Löcher in der Manschettenwand zu machen. Dann setzen Sie die Nähnadel wieder ein, diesmal arbeiten sie von außen nach innen durch das erste Bleiloch. Legen Sie etwa Punkt fünf Zentimeter eines 7,5 Zentimeter Platin Iridium Draht durch das Nadelöhr und ziehen Sie die Nadel durch den Schlauch, um die Drahtleitung durch die Manschettenwand zu fädeln.Stellen Sie den Draht so ein, dass sich ca. 4,5 Zentimeter auf der Außenseite der Manschette erstrecken. Setzen Sie die Nadel durch das erste Bleiloch wieder ein, dann durch das zweite Bleiloch. Setzen Sie Punkt fünf Zentimeter des kürzeren Endes des Drahtes durch das Nadelöhr und ziehen Sie die Nadel durch den Schlauch, um den Draht durch die Manschettenwände zu fädeln.Wiederholen Sie den Vorgang, um den Draht durch die dritte und vierte Bleibohrung zu fädeln. Mit einem Butan-Feuerzeug, entfernen Sie vorsichtig die Isolierung von fünf bis sechs Millimeter der Drähte, die sich von der zweiten und vierten Bleilöcher erstrecken, dann ziehen Sie vorsichtig am Ende des Drahtes, der sich vom ersten Loch aus erstreckt, bis der nicht isolierte Teil des Drahtes mit dem Loch bündig ist. Wiederholen Sie dies mit der anderen Leitung, um das nicht isolierte Ende des Drahtes auszurichten, der durch das dritte und vierte Bleiloch gefädelt wird.Tragen Sie eine kleine Menge UV-Härtekleber auf die Drahtschlaufen an der Außenseite der Manschette an der ersten und dritten Bleibohrung auf. Dann verwenden Sie den UV-Stab, um den Klebstoff auszuhärten und die Leitungen an Ort und Stelle zu sichern. Verwenden Sie eine kleine Pipettenspitze, um die nicht isolierten Drahtleitungen gegen die Innenwand der Manschette zu schieben.Ziehen Sie die ein Millimeter Schwänze des Drahtes flach gegen die Außenfläche der Manschette, wobei darauf zu achten ist, sie nicht zusammen zu kurz zu machen. Dann eine kleine Menge UV-Klebstoff auftragen, um die beiden Schwänze zu bedecken und auszuhärten. Entfernen Sie die große Nadel mit der Manschettenanordnung von der Schaumstoffplatte.Legen Sie eine Länge von drei Zentimetern von sechs Nullen durch das Nadelöhr und ziehen Sie die Nadel durch den Schlauch, um die Naht durch den Boden der Manschette in der Mitte zu fädeln. Setzen Sie die kleine Nähnadel durch das gleiche Mittellinienloch, das von innen nach außen arbeitet, um Verformungen, Rohre und Drahtleitungen zu vermeiden. Dann legen Sie den äußeren Schwanz der Naht durch das Nadelöhr und ziehen Sie die Nadel durch die Manschettewand, um eine Schlaufen von Naht um den Rand der Manschette zu erstellen.Erstellen Sie die zweite Schleife um das gegenüberliegende Ende der Manschette, indem Sie die Enden der Naht und einen halben Knoten an der Außenseite der Manschette binden. Während Sie den Knoten flach gegen den Schlauch halten, eine kleine Menge UV-Klebstoff auf den halben Knoten auftragen und aushärten. Schneiden Sie die Enden des Nahtgewindes vorsichtig so nah wie möglich am Knoten.Verwenden Sie dann ein Butan-Feuerzeug, um die Isolierung von etwa drei Millimetern am Ende jedes Der Platin-Iridium-Drahtleitungen zu entfernen. Löten Sie die Becherseite eines Goldstifts an das ungedämmte Ende jeder Leine. Bevor Sie mit dem Implantationstest fortfahren, wird die Impedanz des montierten Geräts überprüft, ob die montierte Manschette eine Impedanz von weniger als zwei Kilo Ohm bei einem Kilohertz aufweist.Nach der Montage der Kopfkappe und dem Implantieren der Manschettenelektroden nach Manuskriptanweisungen, stimulieren Sie den Vagusnerv, während die Ratte wach ist. Schließen Sie die Ratte über die implantierte Kopfkappe an einen Stimulusgenerator an und passen Sie die Stimulationseinstellungen an. Für die VNS-induzierte Reorganisation der motorischen kortikalen Karte liefern Sie einen einzigen Zug von 15 biphasischen Impulsen mit einer Breite von jeweils 100 Mikrosekunden und einer Amplitude von 800 Mikro-Ampere bei einer Frequenz von 30 Hertz.Ein Stimulationszug wird unmittelbar nach der Erkennung jeder erfolgreichen Hebelpresse während 10, 30 Minuten Trainingseinheiten geliefert. Verwenden Sie ein Oszilloskop, um die erfolgreiche Bereitstellung der Stromstimulation zu überwachen. Dieses Protokoll wurde verwendet, um chronisch Vagus-Nervenmanschettenelektroden und Kopfkappen bei Ratten zu implantieren.Während der Implantation wurde die funktionelle Validierung aller Manschetten durch Tests auf einen VNS-induzierten Tropfen der Blutsauerstoffsättigung durchgeführt. Um diese Reaktion zu beschwören, wurde ein 10-Sekunden-Zug mit 30 Hertz-Impulsen mit einer Breite von jeweils 100 Mikrosekunden und einer Amplitude von 800 Mikro-Ampere über die Manschettenleitungen geliefert. Für alle Manschetten beobachteten wir eine VNS-induzierte Einstellung der Atmung für die Dauer der 10 Sekunden Stimulation, die von einem Rückgang der Blutsauerstoffsättigung von mindestens 5% bestätigenden Manschettenfunktion und korrekter Implantation begleitet wurde.Um die Langzeitfunktionalität der Geräte zu testen, wurden Ratten sechs Wochen nach der Implantation beästheisiert und VNS wieder angewendet. Bei sieben von neun Geräten unterschied sich die Größe der Stimulation, die eine Veränderung der Sauerstoffsättigung im Blut hervorrief, nicht von der bei der ersten Implantation beobachteten, was auf eine weiterhin ausgezeichnete Leistung hindeutet. Die beiden übrigen Geräte, die die Stimulationsamplitude auf 1,6 Milliampere erhöhten, reichten aus, um eine zuverlässige Reduktion der Sauerstoffsättigung im Blut um mindestens 5 % hervorzurufen, was darauf hindeutet, dass diese Geräte weiterhin funktionieren.Aber die Veränderungen in der Impedanz, Nervenschäden oder Manschettenausrichtung können zu einer leistungsreduzierten Leistung geführt haben. Um die Langzeitfunktionalität der chronisch implantierten Geräte weiter zu testen, wurde eine zweite Rattengruppe auf eine vereinfachte Version einer geschickten Greifhebelpressaufgabe geschult. Die Ratten mussten zwei Zentimeter vor dem Trainingsstand erreichen, um den Hebel vollständig zu drücken und ihn dann innerhalb von zwei Sekunden freizugeben.In Übereinstimmung mit früheren Studien, die zeigten, dass die Vagusnervstimulation die Ausweitung aufgabenrelevanter Motorkartendarstellungen antreibt, zeigten VNS-behandelte Ratten signifikant größere proximale Vorderbeindarstellungen als sham behandelte Ratten. Dieses Protokoll kann leicht angepasst werden, um chronische Stimulationsexperimente in anderen Laborarten oder an anderen peripheren Nervenstandorten, einschließlich Ischias- oder Sakralnerven, unterzubringen. Zum Beispiel.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Surgical Implantation of Chronic Neural Electrodes for Recording Single Unit Activity and Electrocorticographic Signals

Chirurgische Implantation von Elektroden für die Neural Chronische Aufnahme Single Unit Activity und Electrocorticographic Signale

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery.  Here we provide useful information for ...

Forschung

Neurowissenschaften

Fiber-optic Implantation for Chronic Optogenetic Stimulation of Brain Tissue

LWL-Implantation für chronische optogenetische Stimulation des Hirngewebes

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard ...

Transplantation of Olfactory Ensheathing Cells to Evaluate Functional Recovery after Peripheral Nerve Injury

Transplantation von olfaktorischen Zellen ensheathing zu Funktionswiederherstellung nach peripheren Nervenschäden Bewerten

Olfactory ensheathing cells (OECs) are neural crest cells which allow growth and regrowth of the primary olfactory neurons. Indeed, the primary olfactory ...

Microelectrode Guided Implantation of Electrodes into the Subthalamic Nucleus of Rats for Long-term Deep Brain Stimulation

Mikroelektroden-geführte Implantation von Elektroden in den Nucleus subthalamicus des Rats für die Langzeit-Tiefe Hirnstimulation

Deep brain stimulation (DBS) is a widely used and effective therapy for several neurologic disorders, such as idiopathic Parkinson&#8217;s disease, ...

Fabrication of High Contact-Density, Flat-Interface Nerve Electrodes for Recording and Stimulation Applications

Die Herstellung von High-Kontakt-Dichte, Flach-Interface Nerve Elektroden für die Aufnahme und Stimulation Anwendungen

Many attempts have been made to manufacture multi-contact nerve cuff electrodes that are safe, robust and reliable for long term neuroprosthetic ...

Chronic Transcranial Electrical Stimulation and Intracortical Recording in Rats

Chronische Transkraniellen Elektrostimulation und Intracortical Aufnahme bei Ratten

Transcranial electrical stimulation (TES) is a powerful and relatively simple approach to diffusely influence brain activity either randomly or in a ...

Chronic Implantation of Whole-cortical Electrocorticographic Array in the Common Marmoset

Chronische Implantation des gesamten kortikalen Electrocorticographic Arrays in der Weißbüschelaffe

Electrocorticography (ECoG) allows the monitoring of electrical field potentials from the cerebral cortex with high spatiotemporal resolution. Recent ...

Chronic Implantation of Multiple Flexible Polymer Electrode Arrays

Chronische Implantation mehrerer flexibler Polymerelektroden-Arrays

Simultaneous recordings from large populations of individual neurons across distributed brain regions over months to years will enable new avenues of ...

Implantation and Control of Wireless, Battery-free Systems for Peripheral Nerve Interfacing

Implantation und Steuerung von drahtlosen, batterielosen Systemen für periphere Nervenschnittstellen

Peripheral nerve interfaces are frequently used in experimental neuroscience and regenerative medicine for a wide variety of applications. Such interfaces ...

Kombinierte periphere Nervenstimulation und steuerbarer Pulsparameter TMS

Combined Peripheral Nerve Stimulation and Controllable Pulse Parameter Transcranial Magnetic Stimulation to Probe Sensorimotor Control and Learning

Autor im Rampenlicht: Kombinierte periphere Nervenstimulation und kontrollierbare Pulsparameter Transkranielle Magnetstimulation zur Sondierung der sensomotorischen Kontrolle und des Lernens  

Kombinierte periphere Nervenstimulation und transkranielle Magnetstimulation mit kontrollierbaren Pulsparametern zur Untersuchung der sensomotorischen Kontrolle und des Lernens

Skilled motor ability depends on efficiently integrating sensory afference into the appropriate motor commands. Afferent inhibition provides a valuable ...