Name: improved fecundity and fertility assay for aedes aegypti using 24 well tissue culture plates (eagal plates)
Uploaded: 2021-05-04T12:30:00
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Wir danken Texas A&M Agrilife Research Insect Vectored Diseases Grant Program für die Finanzierung. Wir danken auch den Mitgliedern des Adelman-Labors für die Unterstützung bei der Entwicklung dieser Methode und Anregungen bei der Erstellung des Manuskripts sowie den Mitgliedern des Kevin Myles-Labors. Wir danken auch den Rezensenten und Redakteuren für ihre Hilfe, um dieses Manuskript besser zu machen.

1. Plattenvorbereitung
<ol><li>Bohren Sie Löcher in 24 Brunnengewebekulturplattendeckel (4 x 6 Löcher pro Bohrloch) mit einem Haushaltsbohrer mit einem Bit von 1,6 mm (1/16 in)(Abbildung 2). HINWEIS: Diese Löcher verhindern, dass sich Wasserkondensation aus Agarose auf dem Deckel ansammelt, wo Mücken Eier legen können. Die Standardgröße der weiblichen Ae. aegypti ("Liverpool"-Sorte) beträgt eine Spannweite von 3,11 mm. Es wird empfohlen, die Größe der Löcher zu reduz...

<ol>
	<li>Bond, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimization+of+irradiation+dose+to+Aedes+aegypti+and+Ae.+albopictus+in+a+sterile+insect+technique+program.">Optimization of irradiation dose to Aedes aegypti and Ae. albopictus in a sterile insect technique program.</a> PLoS One. 14 (2), 0212520 (2019).</li><li>Fernandes, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aedes+aegypti+larvae+treated+with+spinosad+produce+adults+with+damaged+midgut+and+reduced+fecundity.">Aedes aegypti larvae treated with spinosad produce adults with damaged midgut and reduced fecundity.</a> Chemosphere. 221, 464-470 (2019).</li><li>Inocente, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insecticidal+and+Antifeedant+Activities+of+Malagasy+Medicinal+Plant+(Cinnamosma+sp.)+Extracts+and+Drimane-Type+Sesquiterpenes+against+Aedes+aegypti+Mosquitoes.">Insecticidal and Antifeedant Activities of Malagasy Medicinal Plant (Cinnamosma sp.) Extracts and Drimane-Type Sesquiterpenes against Aedes aegypti Mosquitoes.</a> Insects. 10 (11), 373 (2019).</li><li>Marrelli, M. T., Moreira, C. K., Kelly, D., Alphey, L., Jacobs-Lorena, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mosquito+transgenesis:+what+is+the+fitness+cost.">Mosquito transgenesis: what is the fitness cost.</a> Trends in Parasitology. 22 (5), 197-202 (2006).</li><li>da Silva Costa, G., Rodrigues, M. M. S., Silva, A. A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Toward+a+blood-free+diet+for+Anopheles+darlingi+(Diptera:+Culicidae).">Toward a blood-free diet for Anopheles darlingi (Diptera: Culicidae).</a> Journal of Medical Entomology. , 217 (2019).</li><li>Gonzales, K. K., Tsujimoto, H., Hansen, I. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+serum+and+BSA,+but+neither+red+blood+cells+nor+hemoglobin+can+support+vitellogenesis+and+egg+production+in+the+dengue+vector+Aedes+aegypti.">Blood serum and BSA, but neither red blood cells nor hemoglobin can support vitellogenesis and egg production in the dengue vector Aedes aegypti.</a> PeerJ. 3, 938 (2015).</li><li>Gonzales, K. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Effect+of+SkitoSnack,+an+Artificial+Blood+Meal+Replacement,+on+Aedes+aegypti+Life+History+Traits+and+Gut+Microbiota.">The Effect of SkitoSnack, an Artificial Blood Meal Replacement, on Aedes aegypti Life History Traits and Gut Microbiota.</a> Scientific Reports. 8 (1), 11023 (2018).</li><li>Tsujimoto, H., Anderson, M. A. E., Myles, K. M., Adelman, Z. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+Candidate+Iron+Transporters+From+the+ZIP/ZnT+Gene+Families+in+the+Mosquito+Aedes+aegypti.">Identification of Candidate Iron Transporters From the ZIP/ZnT Gene Families in the Mosquito Aedes aegypti.</a> Frontiers in Physiology. 9, 380 (2018).</li><li>Ioshino, R. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oviplate:+A+Convenient+and+Space-Saving+Method+to+Perform+Individual+Oviposition+Assays+in+Aedes+aegypti.">Oviplate: A Convenient and Space-Saving Method to Perform Individual Oviposition Assays in Aedes aegypti.</a> Insects. 9 (3), 103 (2018).</li><li>Price, D. P., Schilkey, F. D., Ulanov, A., Hansen, I. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Small+mosquitoes,+large+implications:+crowding+and+starvation+affects+gene+expression+and+nutrient+accumulation+in+Aedes+aegypti.">Small mosquitoes, large implications: crowding and starvation affects gene expression and nutrient accumulation in Aedes aegypti.</a> Parasites &amp; Vectors. 8, 252 (2015).</li><li>Valerio, L., Matilda Collins, C., Lees, R. S., Benedict, M. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Benchmarking+vector+arthropod+culture:+an+example+using+the+African+malaria+mosquito,+Anopheles+gambiae+(Diptera:+Culicidae).">Benchmarking vector arthropod culture: an example using the African malaria mosquito, Anopheles gambiae (Diptera: Culicidae).</a> Malaria Journal. 15 (1), 262 (2016).</li><li>Rueden, C. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ImageJ2:+ImageJ+for+the+next+generation+of+scientific+image+data.">ImageJ2: ImageJ for the next generation of scientific image data.</a> BMC Bioinformatics. 18 (1), 529 (2017).</li></ol>

Die EAgaL-Platte reduziert Arbeit, Zeit und Raum drastisch, um individuelle Fruchtbarkeits- und Fruchtbarkeitstests in Aedes aegypti im Vergleich zur FT-Methode durchzuführen. Ein vorläufiger Vergleich zwischen der FT-Methode und der EAgaL-Platte führte zu kürzeren Zeiten für alle Schritte (imaging technique wurde auf die FT-Methode angewendet) (Tabelle 1). Als Referenz ist in Tabelle 2eine Schätzung der Anlauf- und Pro-Assay-Kosten (eine 24-Well-EAgaL-Platte gege...

Die Bekämpfung von Stechmücken zum Schutz des Menschen vor vektorübertragenen Krankheitserregern ist ein wichtiges Ziel für die öffentliche Gesundheit, vor allem aufgrund des Mangels an wirksamen Impfstoffen für die meisten Von Mücken übertragenen Krankheitserreger. Viele Studien zielen darauf ab, die Mückenfitness in Verbindung mit einer feldtauglichen Bevölkerungsreduktionsstrategie1,2,3zureduzieren. Dazu gehören umfangreiche Studien zur Herstellung transgener Mücken und/oder CRISPR/Cas9-Knockout-Linien. Solche Ansätze zur Bevölkerungsmodifikation erfordern eine detaillierte Bewertung der einzelnen Fitnessparameter4. Herkömmliche Labortechniken zur Beurteilung der Tauglichkeit weiblicher Mücken umfassen die individuelle Eindämmung von gepaarten, blutgefütterten weiblichen Mücken in 100 ml Behältern5, modifizierte 50 ml konische Schläuche oder Röhren für die Drosophila-Aufzucht modifiziert durch bereitstellung feuchter Oberflächen mit feuchter Baumwolle und Filterpapierscheiben für die Eioposition (d.h. Eipapiere)1,2,6,7. Solche Methoden erfordern einen relativ großen Raum (z.B. 30 cm x 30 cm x 10 cm: B x L x H für bis zu 100 Drosophila-Röhren) (Abbildung 1) und die Manipulation einzelner Eipapiere zum Zählen von Eiern und Brutlarven, die arbeitsintensiv sein können. Dieses Manuskript stellt eine Methode zur Zählung von Mückeneiern und zur Bestimmung der Schraffurraten anhand von 24 Brunnenplatten und Agarose als Eileiteroberfläche dar, um diese Probleme zu umgehen8.
Gleichzeitig beschrieben Ioshino et al.9 eine detaillierte Methode mit 12 und 24 Brunnenplatten zur Durchführung von Eizählungen, die von einzelnen Weibchen erhalten wurden. Ihr Protokoll stellte eine deutliche Verbesserung gegenüber herkömmlichen Methoden bei der Einsparung von Zeit und Platz9dar. Das von ihnen beschriebene Protokoll verwendet jedoch weiterhin nasses Filterpapier als Oberfläche für die Eileiterung, die das Entfalten jedes einzelnen Papiers erfordert, um Zählungen zu erhalten, da Eier oft unter oder in Falten gefunden werden. Ihr Protokoll enthielt auch nicht den Einsatz von Bildgebungstechnologien oder eine Methode zur Larvenzählung.
Präsentiert wird eine verbesserte Methode zur Durchführung von Fitness-Assays für Eizahl (d.h. Fruchtbarkeit) und Schraffurrate (d.h. Fruchtbarkeit) mit Agarose als Ovipositionsoberfläche in einem 24-Well-Gewebe-Kultur-Plattenformat für Ae. aegypti, das auf feuchten Oberflächen oviposit. Diese Platten wurden "EAgaL" Platten genannt, von Egg, Agarose, und Larva. Diese 24 Brunnenplatten bieten einzelnen Mücken eine minimale Oberfläche zum Legen von Eiern, wodurch die Zeit und der Aufwand für die Zählung und Pflege von Eiern und geschlüpften Larven für einige Tage vereinfacht und drastisch reduziert werden. Die EAgaL-Platte verwendet transluzente Agarose für die Eileiteroberfläche, die den Umgang mit Eipapieren und das Auffinden der Eier und Larven beim Schlüpfen überflüssig macht; Das Fotografieren jedes Brunnens erstellt eine langfristig archivierte Aufzeichnung der Ergebnisse und trennt den Zählprozess sowohl zeitlich als auch räumsfrei vom Aufzucht-/Handlingprozess, bei dem die Zeit oft begrenzt ist.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>1.6 mm &#934; drill bit</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>alternatively heated nails can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1000 &#956;L pipette tips (long)</td>
			<td>Olympus plastics</td>
			<td>24-165RL</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24-well tissue culture plate</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>930186</td>
			<td>clear, flat-bottom with ringed lid plates</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agarose</td>
			<td>VWR</td>
			<td>0710-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Compact digital camera</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>TG-5/TG-6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Computer (Windows, Mac or Linux)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Deionized water</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiji (imageJ) software</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>download from: https://fiji.sc/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td>Dumont</td>
			<td></td>
			<td>sharp forceps may break mosquito&#39;s body</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass Petri dishes</td>
			<td>VWR</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Household bleach</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Household electric drill</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>illuminator for stereomicroscope (gooseneck)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>P-1000 pipette</td>
			<td>Gilson</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>paint brushes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rubber bands</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SD card</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>to record digital camera images (DSHC, SDXC should be better)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spreadsheet software (Microsoft Excel)</td>
			<td>Microsoft</td>
			<td></td>
			<td>Any spreadsheet software works</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TetraMin fish food</td>
			<td>Tetra</td>
			<td></td>
			<td>ground with coffee grinder, blender or morter &#38; pestle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transfer pipetts</td>
			<td>VWR</td>
			<td>16011-188</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

improved fecundity and fertility assay for aedes aegypti using 24 well tissue culture plates (eagal plates)

Mücken stellen ein erhebliches Problem der öffentlichen Gesundheit als Vektoren verschiedener Krankheitserreger dar. Für Studien, die eine Bewertung der Mückenfitnessparameter, insbesondere der Eiproduktion und der Schraffurraten auf individueller Ebene, erfordern, haben herkömmliche Methoden die Forscher aufgrund der hohen Arbeitsintensität und des Laborraumbedarfs erheblich belastet. Beschrieben wird eine einfache Methode mit 24 Brunnengewebe-Kulturplatte mit Agarose in jedem Brunnen und digitale Bildgebung von jedem Brunnen, um Eizahlen und Schraffurraten auf individueller Ebene mit erheblich reduziertem Zeit- und Platzbedarf zu bestimmen.

Mücken wurden mit dsRNA injiziert, die auf einen Kandidateneisentransporter (FeT) oder ein Kontrollgen (EGFP) abzielten, das mit Blut gefüttert wurde, und nach dem oben beschriebenen Verfahren auf Fruchtbarkeit und Fruchtbarkeitsleistung gemessen.
Mücken, bei denen die FeT-Expression nach der dsRNA-Injektion zum Schweigen gebracht wurde, zeigten eine signifikante Verringerung sowohl der Eizahl als auch der Schraffurrate (Abbildung 11A- C). Alle...

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Improved Fecundity and Fertility Assay for Aedes aegypti using 24 Well Tissue Culture Plates EAgaL Plates

Beschrieben wird eine zeit- und platzsparende Methode zur Zählung von Eiern und zur Bestimmung der Brutraten einzelner Mücken anhand von 24 Brunnengewebekulturplatten, die den Umfang und die Geschwindigkeit von Fruchtbarkeits- und Fruchtbarkeitstests erheblich erhöhen können.

Verbesserte Fecundity und Fruchtbarkeit Assay für Aedes aegypti mit 24 Well Tissue Culture Platten (EAgaL Platten)

Mosquitoes represent a significant public health problem as vectors of various pathogens. For those studies that require an assessment of mosquito fitness ...

Dieses Verfahren ermöglicht es Mückenforschern, die reproduktive Fitness ihrer Mücken auf individueller Ebene leicht anzugehen. Im Vergleich zu herkömmlichen Methoden reduziert dieses Protokoll den Zeit-, Raum- und Arbeitsaufwand für die Prüfung der Fruchtbarkeit und Fruchtbarkeit von Mücken auf individueller Ebene erheblich. Beginnen Sie mit der Vorbereitung von Platten für das Eileiterexperiment.Mit einem Haushaltsbohrer mit 1,6 Millimetern bohren Sie vier bis sechs Löcher pro Bohrloch in den Deckel einer 24-Well-Kulturplatte. Einen Tag vor dem Experiment die Teller waschen und abspülen und 30 bis 60 Minuten bei Raumtemperatur in 1% bis 5% Bleichmittel einweichen. Dann spülen Sie die Platten gründlich unter laufenden entionisiertem Wasser und trocknen Sie sie.2%Agarose in entionisiertem Wasser schmelzen und sofort 500 Mikroliter der geschmolzenen Agarose in jeden Brunnen einer 24-Well-Platte geben. Lassen Sie die Platten über Nacht auf der Laborbank, um jegliche Kondensation auszutrocknen. Entfernen Sie mindestens 16 Stunden vor der Blutfütterung jede Wasser- oder Zuckerquelle von den weiblichen Mücken.Am Tag der Fütterung einen Wasserzirkulator auf 37 Grad Celsius erhitzen und die Mücken 15 bis 30 Minuten lang mit Wirbeltierblut füttern. Dann übertragen Sie die Mücken auf eine Glasschale auf Eis. Wählen Sie die, die mit Blut engorged sind und legen Sie sie in einen Behälter mit 30%Saccharosewasser.Erlauben Sie den Weibchen mindestens 72 Stunden, um die Ausscheidung und Die Eientwicklung zu beenden. Etwa eine Stunde vor der Übertragung von Mücken auf die 24-Well-Platte, verwenden Sie eine Transferpipette, um zwei bis drei Tropfen Wasser in jeden Brunnen hinzuzufügen. Mücken mit Kohlendioxid abstoßen und auf Eis in eine Glasschale geben.Dann legen Sie jede Mücke einzeln auf einen invertierten Deckel der 24-Well-Platte. Sobald alle 24 Mücken platziert sind, bedecken Sie den Deckel mit einem invertierten Plattenboden, sichern Sie ihn mit einem frischen neuen Gummiband und legen Sie ihn in eine Umweltkammer, bis sich die Mücken erholen. Drehen Sie dann die Platte nach rechts nach oben.Lassen Sie die weiblichen Mücken oviposit für 24 bis 48 Stunden. Entfernen Sie dann die Weibchen, indem Sie sie von den Platten in einen großen Käfig freisetzen. Vor dem Zählen der Eier, überprüfen Sie jeden Brunnen auf Eier, die an den Brunnenwänden und am Rand der Agarose und Kunststoffoberfläche sind, wo sie schwer in Fotografien zu lösen sind.Verwenden Sie einen nassen Pinsel, um diese Eier auf die flache Oberfläche zu bewegen, so dass alle Eier in einer einheitlichen Ebene sind und sich nicht überlappen. Verwenden Sie Zangen, um alle gebrochenen Beine, Flügel und andere Partikel in den Brunnen zu entfernen, die mit bildgebenden Eiern stören können. Stellen Sie eine kompakte Digitalkamera im Mikroskopmodus ein, die es dem Benutzer ermöglicht, sich auf Objekte zu konzentrieren, die bis zu einem Zentimeter nahe sind, und ein Bild von jedem Brunnen zu machen.Nachdem Sie jeden Brunnen einer Platte fotografiert haben, nehmen Sie ein Bild der gesamten Platte auf. Verwenden Sie ein bildgebendes Auftragsetikett, um die einzelnen Platten später zu unterscheiden. Fügen Sie etwa fünf Tropfen Wasser zu jedem Brunnen hinzu, um zu verhindern, dass der Agarose-Stecker und die Eier trocknen und um die Entwicklung und das Schlüpfen von Embryonen zu induzieren.Übertragen Sie die Bilder auf einen Computer und benennen Sie die Dateien mit der Platte und gut IDs für eine einfachere Organisation um. Öffnen Sie die Bilder mit ImageJ und verwenden Sie das Multi-Point-Tool, um jedes Ei zu markieren, ein- oder auszuzoomen, um die Eierklumpen zu zählen. Nachdem Sie alle Eier markiert haben, doppelklicken Sie auf das Symbol mit mehreren Punkten, um die Anzahl der Markierungen anzuzeigen und die Ergebnisse in einer Kalkulationstabelle aufzuzeichnen.Beginnen Sie, Lebensmittel zu den Brunnen hinzuzufügen, die geschlüpfte Larven enthalten, sobald sie erscheinen. Etwa fünf bis acht Tage später die Larven befeuchten, indem sie die Platte 15 bis 20 Minuten lang mit zerkleinertem Eis bedecken. Legen Sie ein schwarzes Material unter die Platte, um den Kontrast zu verbessern und Bilder von jedem Brunnen zu machen, während die Platten auf Eis gehalten werden.Nachdem Sie jeden Brunnen fotografiert haben, nehmen Sie ein Bild der gesamten Platte mit einem bildgebenden Auftragsetikett auf. Öffnen Sie Bilder mit ImageJ und verwenden Sie das Multi-Point-Tool, um die Larven zu zählen. Larven können in Form, Winkel und Fokus variieren.Schließen Sie die Schuppen-Kineken aus, die wie kopfgebundene Larven mit etwas Körper aussehen, oder geschrumpfte Larven. Zeichnen Sie die Ergebnisse in der Kalkulationstabelle auf. Mücken wurden mit doppelsträngiger RNA injiziert, die auf einen Kandidaten-Eisentransporter, FeT, oder ein Kontrollgen, EGFP, abzielte.Dann wurden sie blutgefüttert und mit der Eagle-Platte-Methode auf Fruchtbarkeit und Fruchtbarkeitsleistung gemessen. Mücken, bei denen der Ausdruck des Eisentransporters zum Schweigen gebracht wurde, zeigten eine signifikante Verringerung sowohl der Eizahl als auch der Brutrate. FeT-stumme Mücken zeigten auch verzögerte Ausscheidung und kleine und helle Eier.Gute Bilder zu machen ist ein wichtiger Schritt für diese Methode, da die Qualität der Bilder und die Quantität der einzelnen Eier oder Larven direkt die Qualität der Ergebnisse beeinflussen.

Research

JoVE Journal

Biology

Improved Fecundity and Fertility Assay for Aedes aegypti using 24 Well Tissue Culture Plates (EAgaL Plates)

Measuring Caenorhabditis elegans Life Span in 96 Well Microtiter Plates

Measuring Caenorhabditis elegans Life Span in 96 Well Microtiter Plates

Messung Caenorhabditis elegans Life Span in 96 Well Mikrotiterplatten

Lifespan is a biological process regulated by several genetic pathways. One strategy to investigate the biology of aging is to study animals that harbor ...

Forschung

Biologie

Ice-Cap: A Method for Growing Arabidopsis and Tomato Plants in 96-well Plates for High-Throughput Genotyping

Ice-Cap: A Method for Growing Arabidopsis and Tomato Plants in 96-well Plates for High-Throughput Genotyping

Ice-Cap: Ein Verfahren zur Züchtung von Arabidopsis Und Tomatenpflanzen in 96-well-Platten für High-Throughput-Genotypisierung

It is becoming common for plant scientists to develop projects that require the genotyping of large numbers of plants. The first step in any genotyping ...

RNAi-mediated Gene Knockdown and In Vivo Diuresis Assay in Adult Female Aedes aegypti Mosquitoes

RNAi-mediated Gene Knockdown and In Vivo Diuresis Assay in Adult Female Aedes aegypti Mosquitoes

RNAi-vermittelte Gen-Knockdown und<em&gt; In Vivo</em&gt; Diurese Assay in Adult Female<em&gt; Aedes aegypti</em&gt; Moskitos

This video protocol demonstrates an effective technique to knockdown a particular gene in an insect and conduct a novel bioassay to measure excretion ...

Physiological Recordings and RNA Sequencing of the Gustatory Appendages of the Yellow-fever Mosquito Aedes aegypti

Physiological Recordings and RNA Sequencing of the Gustatory Appendages of the Yellow-fever Mosquito Aedes aegypti

Physiologische Aufnahmen und RNA-Sequenzierung der gustatorischen Anhangsgebilde der Gelbfieber-Moskito-<em&gt; Aedes aegypti</em

Electrophysiological recording of action potentials from sensory neurons of mosquitoes provides investigators a glimpse into the chemical perception of ...

Measuring Oxidative Stress Resistance of Caenorhabditis elegans in 96-well Microtiter Plates

Measuring Oxidative Stress Resistance of Caenorhabditis elegans in 96-well Microtiter Plates

Mess Oxidativer Stress Widerstandsrat<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; In 96-Well-Mikrotiterplatten

Oxidative stress, which is the result of an imbalance between production and detoxification of reactive oxygen species, is a major contributor to chronic ...

Improved Swiss-rolling Technique for Intestinal Tissue Preparation for Immunohistochemical and Immunofluorescent Analyses

Verbesserte Schweizer Walztechnik für Darmgewebepräparation zur immunhistochemischen und Immunofluoreszenz-Analysen

Understanding the role of factors that regulate intestinal epithelial homeostasis and response to injury and regeneration is important. The current ...

Fat Body Organ Culture System in Aedes Aegypti, a Vector of Zika Virus

Fat Body Organ Culture System in Aedes Aegypti, a Vector of Zika Virus

Fetten Körper Kultur Organsystem in Aedes Aegypti, Überträger von Zika-Virus

The insect fat body plays a central role in insect metabolism and nutrient storage, mirroring functions of the liver and fat tissue in vertebrates. Insect ...

Maintaining Aedes aegypti Mosquitoes Infected with Wolbachia

Maintaining Aedes aegypti Mosquitoes Infected with Wolbachia

Pflege, Aedes Aegypti Moskitos mit Wolbachia infizierte

Aedes aegypti mosquitoes experimentally infected with Wolbachia are being utilized in programs to control the spread of arboviruses such as dengue, ...

Modified Methods for Loading of High-Throughput DNA Extraction Plates Reduce Potential for Contamination

Modifizierte Methoden zum Laden von DNA-Extraktionsplatten mit hohem Durchsatz reduzieren das Kontaminationspotenzial

High-throughput DNA sequencing techniques have contributed substantially to advances in our understanding of relationships among microbial communities, ...

Preparing Irradiated and Marked Male Aedes aegypti Mosquitoes for Release in an Operational Sterile Insect Technique Program

Preparing Irradiated and Marked Male Aedes aegypti Mosquitoes for Release in an Operational Sterile Insect Technique Program

Vorbereitung bestrahlter und markierter männlicher Aedes aegypti-Moskitos für die Freisetzung in einem operationellen sterilen Insektentechnikprogramm

The control of such human diseases as dengue, Zika, and chikungunya relies on the control of their vector, the Aedes aegypti mosquito, because there is no ...