Name: a capsule-based model for immature hard tick stages infestation on laboratory mice
Uploaded: 2020-07-09T14:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Capsule-Based Model for Immature Hard Tick Stages Infestation on Laboratory Mice at JoVE.com

Wir würdigen die technische Unterstützung von Alain Bernier French National Institute of Agricultural Research (INRAE) und Océane Le Bidel (ANSES). Die Studie wurde von der DIM One Health - Région éle-de-France (Akronym des Projekts: NeuroPaTick)unterstützt. Die Mäuse wurden von ANSES gekauft. Dr. Jeffrey L. Blair ist dafür bekannt, die frühere Version des Manuskripts überprüft zu haben.

Bitte beachten Sie, dass dieses Protokoll nur angewendet werden kann, wenn alle Wohlfahrts- und Sicherheitsmaßnahmen im Labor erfüllt sind. Dieses Protokoll erhielt die Erlaubnis, Mäuse zur Zeckenfütterung von der Ethikkommission für TierversucheComEth Anses/ENVA/UPEC, Genehmigungsnummern E 94 046 08, zu verwenden. Für den Endpunkt wurden die Tiere in zwei Phasen von jeweils 4 und 5 min CO2 für 9 min ausgesetzt.
1. Zubereitung der Kapsel
<ol><li>Stick 2 mm dicker EVA-Schaum...

<ol>
	<li>Sonenshine, D. E., Roe, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Biology of Ticks. , (2014).</li><li>Kr&#246;ber, T., Guerin, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+feeding+assays+for+hard+ticks.">In vitro feeding assays for hard ticks.</a> Trends in Parasitology. 23 (9), 445-449 (2007).</li><li>Bonnet, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transstadial+and+transovarial+persistence+of+Babesia+divergens+DNA+in+Ixodes+ricinus+ticks+fed+on+infected+blood+in+a+new+skin-feeding+technique.">Transstadial and transovarial persistence of Babesia divergens DNA in Ixodes ricinus ticks fed on infected blood in a new skin-feeding technique.</a> Parasitology. 134 (2), 197-207 (2007).</li><li>Bonnet, S., Liu, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laboratory+artificial+infection+of+hard+ticks:+A+tool+for+the+analysis+of+tick-borne+pathogen+transmission.">Laboratory artificial infection of hard ticks: A tool for the analysis of tick-borne pathogen transmission.</a> Acarologia. 52 (4), 453-464 (2012).</li><li>Kohls, G. M., Galtsoff, P. S., Lutz, F. E., Welch, P. S., Needham, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tick+rearing+methods+with+special+reference+to+the+Rocky+Mountain+wood+tick,+Dermacentor+andersoni.">Tick rearing methods with special reference to the Rocky Mountain wood tick, Dermacentor andersoni.</a> Culture methods for invertebrate animals. , 246-256 (1937).</li><li>Faccini, J. L. H., Chacon, S. C., Labruna, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rabbits+(Oryctolagus+cuniculus)+as+experimental+hosts+for+Amblyomma+dubitatum.+Neumann+(Acari:+Ixodidae).">Rabbits (Oryctolagus cuniculus) as experimental hosts for Amblyomma dubitatum. Neumann (Acari: Ixodidae).</a> Arquivo Brasileiro de Medicina Veterin&#225;ria e Zootecnia. 58 (6), 1236-1239 (2006).</li><li>Chacon, S. C., Freitas, L. H. T., Barbieri, F. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Relationship+between+weight+and+number+of+engorged+Amblyomma+cooperi.+Nuttal+(sic.)+and+Warburton,+1908+(Acari:+Ixodidae)+larvae+and+nymphs+and+eggs+from+experimental+infestations+on+domestic+rabbit.">Relationship between weight and number of engorged Amblyomma cooperi. Nuttal (sic.) and Warburton, 1908 (Acari: Ixodidae) larvae and nymphs and eggs from experimental infestations on domestic rabbit.</a> Brazilian Journal of Veterinary Parasitology. 13, 6-12 (2004).</li><li>Sonenshine, D. E., Maramorsch, K., Mahmood, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maintenance+of+ticks+in+the+laboratory.">Maintenance of ticks in the laboratory.</a> Maintenance of Human, Animal, and Plant Pathogen Vectors. , 57-82 (1999).</li><li>Levin, M. L., Schumacher, L. B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Manual+for+maintenance+of+multi-host+ixodid+ticks+in+the+laboratory.">Manual for maintenance of multi-host ixodid ticks in the laboratory.</a> Experimental and Applied Acarology. 70 (3), 343-367 (2016).</li><li>Almaz&#225;n, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+protective+antigens+for+the+control+of+Ixodes+scapularis+infestations+using+cDNA+expression+library+immunization.">Identification of protective antigens for the control of Ixodes scapularis infestations using cDNA expression library immunization.</a> Vaccine. 21 (13-14), 1492-1501 (2003).</li><li>Banks, C. W., Oliver, J. H., Hopla, C. E., Dotson, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laboratory+life+cycle+of+Ixodes+woodi.+(Acari:Ixodidae).">Laboratory life cycle of Ixodes woodi. (Acari:Ixodidae).</a> Journal of Medical Entomology. 35, 177-179 (1998).</li><li>Almaz&#225;n, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+three+Ixodes+scapularis+cDNAs+protective+against+tick+infestations.">Characterization of three Ixodes scapularis cDNAs protective against tick infestations.</a> Vaccine. 23 (35), 4403-4416 (2005).</li><li>Levin, M. L., Ross, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acquisition+of+different+isolates+of+Anaplasma+phagocytophilum+by+Ixodes+scapularis+from+a+model+animal.">Acquisition of different isolates of Anaplasma phagocytophilum by Ixodes scapularis from a model animal.</a> Vector Borne Zoonotic Diseases. 4 (1), 53-59 (2004).</li><li>Heinze, D. M., Wikel, S. K., Thangamani, S., Alarcon-Chaidez, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcriptional+profiling+of+the+murine+cutaneous+response+during+initial+and+subsequent+infestations+with+Ixodes+scapularis+nymphs.">Transcriptional profiling of the murine cutaneous response during initial and subsequent infestations with Ixodes scapularis nymphs.</a> Parasites &amp; Vectors. 6 (5), 26 (2012).</li><li>Nuss, A. B., Mathew, M. G., Gulia-Nuss, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rearing,+Ixodes+scapularis,+the+Black-legged+Tick:+Feeding+Immature+Stages+on+Mice.">Rearing, Ixodes scapularis, the Black-legged Tick: Feeding Immature Stages on Mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (123), e55286 (2017).</li><li>Wada, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+ablation+of+basophils+in+mice+reveals+their+nonredundant+role+in+acquired+immunity+against+ticks.">Selective ablation of basophils in mice reveals their nonredundant role in acquired immunity against ticks.</a> Journal of Clinical Investigation. 120 (8), 2867-2875 (2010).</li><li>Saito, T. B., Walker, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Tick+Vector+Transmission+Model+of+Monocytotropic+Ehrlichiosis.">A Tick Vector Transmission Model of Monocytotropic Ehrlichiosis.</a> The Journal of Infectious Diseases. 212 (6), 968-977 (2015).</li><li>Boppana, V. D., Thangamani, S., Alarcon-Chaidez, F. J., Adler, A. J., Wikel, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+feeding+by+the+Rocky+Mountain+spotted+fever+vector,+Dermacentor+andersoni,+induces+interleukin-4+expression+by+cognate+antigen+responding+CD4++T+cells.">Blood feeding by the Rocky Mountain spotted fever vector, Dermacentor andersoni, induces interleukin-4 expression by cognate antigen responding CD4+ T cells.</a> Parasites &amp; Vectors. 2 (1), 47 (2009).</li><li>Gargili, A., Thangamani, S., Bente, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+of+laboratory+animal+hosts+on+the+life+cycle+of+Hyalomma+marginatum+and+implications+for+an+in+vivo+transmission+model+for+Crimean-Congo+hemorrhagic+fever+virus.">Influence of laboratory animal hosts on the life cycle of Hyalomma marginatum and implications for an in vivo transmission model for Crimean-Congo hemorrhagic fever virus.</a> Frontiers in Cell and Infection Microbiology. 20 (3), 39 (2013).</li><li>Almaz&#225;n, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Versatile+Model+of+Hard+Tick+Infestation+on+Laboratory+Rabbits.">A Versatile Model of Hard Tick Infestation on Laboratory Rabbits.</a> Journal of Visualized Experiments. (140), e57994 (2018).</li><li>Zhijun, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+life+cycle+and+biological+characteristics+of+Dermacentor+silvarum+Olenev+(Acari:+Ixodidae)+under+field+conditions.">The life cycle and biological characteristics of Dermacentor silvarum Olenev (Acari: Ixodidae) under field conditions.</a> Veterinary Parasitology. 168 (3-4), 323-328 (2010).</li><li>Ahmed, B. M., Taha, K. M., El Hussein, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Life+cycle+of+Hyalomma+anatolicum+Koch,+1844+(Acari:+Ixodidae)+fed+on+rabbits,+sheep+and+goats.">Life cycle of Hyalomma anatolicum Koch, 1844 (Acari: Ixodidae) fed on rabbits, sheep and goats.</a> Veterinary Parasitology. 177 (3-4), 353-358 (2011).</li><li>&#352;irok&#253;, P., Erhart, J., Petr&#382;elkov&#225;, K. J., Kamler, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Life+cycle+of+tortoise+tick+Hyalomma+aegyptium+under+laboratory+conditions.">Life cycle of tortoise tick Hyalomma aegyptium under laboratory conditions.</a> Experimental and Applied Acarology. 54, 277-284 (2011).</li><li>Chen, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Life+cycle+of+Haemaphysalis+doenitzi+(Acari:+Ixodidae)+under+laboratory+conditions+and+its+phylogeny+based+on+mitochondrial+16S+rDNA.">Life cycle of Haemaphysalis doenitzi (Acari: Ixodidae) under laboratory conditions and its phylogeny based on mitochondrial 16S rDNA.</a> Experimental and Applied Acarology. 56, 143-150 (2012).</li><li>Jin, S. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Life+Cycle+of+Dermacentor+everestianus+Hirst,+1926+(Acari:+Ixodidae)+under+Laboratory+Conditions.">Life Cycle of Dermacentor everestianus Hirst, 1926 (Acari: Ixodidae) under Laboratory Conditions.</a> Korean Journal of Parasitology. 55 (2), 193-196 (2017).</li><li>Labruna, M. B., Fugisaki, E. Y., Pinter, A., Duarte, J. M., Szab&#243;, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Life+cycle+and+host+specificity+of+Amblyomma+triste+(Acari:+Ixodidae)+under+laboratory+conditions.">Life cycle and host specificity of Amblyomma triste (Acari: Ixodidae) under laboratory conditions.</a> Experimental and Applied Acarology. 30 (4), 305-316 (2003).</li><li>Breuner, N. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Failure+of+the+Asian+longhorned+tick,+Haemaphysalis+longicornis,+to+serve+as+an+experimental+vector+of+the+Lyme+disease+spirochete,+Borrelia+burgdorferi+sensu+stricto.">Failure of the Asian longhorned tick, Haemaphysalis longicornis, to serve as an experimental vector of the Lyme disease spirochete, Borrelia burgdorferi sensu stricto.</a> Ticks Tick Borne Diseases. 11 (1), 101311 (2020).</li></ol>

Der wichtigste Schritt im Protokoll ist das feste Kleben der Kapsel an die Maushaut. Daher sollte der Latexkleber homogen auf die gesamte EVA-Schaumoberfläche der Kapsel aufgetragen und 3 Minuten lang konstanter Druck aufgebracht werden, insbesondere auf die linke und rechte Seite der Kapsel. Wir empfehlen auch, die Kapsel so weit nach vorne wie möglich auf dem Rücken zu platzieren, um zu vermeiden, dass die Maus mit ihren hinteren Pfoten entfernt wird. In unseren Experimenten wurde nur die Haftung des EVA-Schaum- und...

Zecken sind wichtige Vektoren mehrerer Krankheitserreger und stellen ein ernstes Risiko für die Gesundheit von Mensch und Tierdar 1. Die Einrichtung eines effektiven Fütterungssystems ist entscheidend, wenn sie ihre Biologie, Zeckenwirt-Pathogen-Wechselwirkungen oder die Einführung wirksamer Kontrollmaßnahmen untersuchen. Derzeit stehen mehrere künstliche Fütterungssysteme zur Verfügung, die den Einsatz lebender Tiere vermeiden, für Zecken2,3,4 und diese sollten immer dann eingesetzt werden, wenn es die Versuchsbedingungen zulassen. In verschiedenen experimentellen Umgebungen imitieren diese Systeme jedoch nicht die spezifischen physiologischen Merkmale und der Einsatz lebender Tiere ist notwendig, um relevante Ergebnisse zu erzielen.
Labormäuse werden häufig für die Untersuchung vieler biologischer Systeme verwendet und werden routinemäßig als Wirte für die Fütterung von Zecken5,6,7,8,9verwendet. Die beiden häufigsten Methoden der Fütterung unreifer Zecken an Mäusen sind freier Befall und die Verwendung von Einschließungskammern, die an der Maus befestigt sind. Freie Befall werden in erster Linie für Larvenstadien verwendet und engorged Zecken können in einen Bereich fallen, wo sie zurückgewonnen werden können. Einfriedungskammern bestehen in der Regel aus Acryl- oder Polypropylenkappen, die auf den Rücken der Maus geklebt sind. Die erste Technik ist ein effektives natürliches System für die Zeckenfütterung, erlaubt aber keine genaue Überwachung während des Experiments, da die einzelnen Zecken in verschiedenen Teilen des Wirtskörpers verteilt sind. Zusätzlich können engorged Zecken, die in einen Erholungsbereich fallen, mit Kot und Urin kontaminiert werden10,11,12,13,14, die die Zeckenfitness stark beeinträchtigen können oder sie können von der Maus beschädigt oder gegessen werden, wenn es keine Trennung zwischen dem Tier und dem Erholungsbereich15. Kammerbasierte Systeme erlauben die Eingrenzung von Zecken in einen definierten Bereich, jedoch ist der Klebeprozess mühsam und die Kappen sind oft schwach an den Kleber haften und lösen sich daher oft während des Experiments16,17,18,19. Die Kappen sind auch steif, unbequem und führen zu Hautreaktionen, die die Wiederverwendung der Mäuse verhindern und ihre Euthanasie nach dem Experiment erforderlich machen.
In unserer vorherigen Studie haben wir erfolgreich ein effektives System mit Kammern aus Ethylen-Vinylacetat (EVA)-Schaum zur Fütterung von Zecken an Laborkaninchen20entwickelt. Hierbei haben wir dieses System an ein Mausmodell angepasst und schlagen eine einfache und saubere Methode vor, um unreife harte Zeckenstufen in geschlossenen Kapseln aus EVA-Schaum zu füttern. Insbesondere verwendet unser System elastische EVA-Schaumkapseln, die mit schnell trocknendem (3 min) nicht reizenden Latexkleber an die rasierten Mäuse geklebt werden. Diese Technik ermöglicht eine feste und langanhaltende Befestigung von Kapseln an der experimentellen Maus sowie einen effektiven Zeckenbefall/-sammlung während des gesamten Experimentsverlaufs. Die flache Kapsel besteht aus flexiblen Materialien und behindert nicht die Manipulation der Maus für die Blutentnahme oder andere Zwecke. Das System eignet sich hauptsächlich für die Nymphenzzstufen, kann aber mit leichter Modifikation auch zur Fütterung von Larven verwendet werden. Die Methode kann von einer einzigen erfahrenen Person abgeschlossen werden und eine umfassende Ausbildung ist nicht erforderlich.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>EVA-foam 2 mm thick, (low density)</td>
			<td>Cosplay Shop</td>
			<td>EVA-45kg (950/450/2 mm)</td>
			<td>It can be ordered also via Amazon (ref. no. B07BLMJDXD)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat Shrink Tubing Electric Wire Wrap Sleeve</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>B014GMT1AM</td>
			<td>Different diameters of Heat Shrink Tubing are available via Amazon.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mice BALB/cByJ</td>
			<td>Charles River</td>
			<td>Strain code 627</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mice C57BL/6</td>
			<td>Charles River</td>
			<td>Strain code 664</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No-toxic Latex Glue</td>
			<td>Tear mender</td>
			<td>Fabric &#38; Leather Adhesive</td>
			<td>Also available also via Amazon (ref. no. B001RQCTUU)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Punch Tool Hand Art Tool</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>B07QPWNGBF</td>
			<td>Saled by amazon as Leather Working Tools 1-25mm Round Steel Leather Craft Cutter Working for Belt Strap</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PVC Binding Covers Transparent</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>B078BNLSNP</td>
			<td>Any transparent PVC sheet of ticknes between 0.150 mm to 0.180 mm is suitable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Self Adhesive Pad Sponge Double Coated Foam Tape</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>B07RHDZ35J</td>
			<td>Saled by amazon as 2 Rolls Double Sided Foam Tape, Super Strong White Mounting Tape Foam</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transparent seal stickers (20 mm diameter circles)</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>B01DAA6X66</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a capsule-based model for immature hard tick stages infestation on laboratory mice

Zecken sind obligatorische Blutfütterung Parasiten in allen Stadien der Entwicklung (außer Eier) und werden als Vektoren von verschiedenen Krankheitserregern anerkannt. Die Verwendung von Mausmodellen in der Zeckenforschung ist entscheidend für das Verständnis ihrer Biologie und Zecken-Wirt-Pathogen-Wechselwirkungen. Hier zeigen wir eine nicht-aufwendige Technik zur Fütterung unreifer Stadien harter Zecken an Labormäusen. Der Vorteil der Methode ist ihre Einfachheit, kurze Dauer und die Fähigkeit, Ticks zu verschiedenen Zeitpunkten eines Experiments zu überwachen oder zu sammeln. Darüber hinaus ermöglicht die Technik die Befestigung von zwei einzelnen Kapseln an der gleichen Maus, was für eine Vielzahl von Experimenten von Vorteil ist, bei denen zwei verschiedene Gruppen von Zecken erforderlich sind, um sich von demselben Tier zu ernähren. Die nicht reizende und flexible Kapsel besteht aus leicht zugänglichen Materialien und minimiert die Beschwerden der Versuchstiere. Darüber hinaus ist Sterbehilfe nicht notwendig, Mäuse erholen sich nach dem Experiment vollständig und stehen zur Wiederverwendung zur Verfügung.

Wir schlagen die detaillierte Schritt-für-Schritt-Methode zur Fütterung unreifer harter Zeckenstufen in EVA-Schaumkapseln vor, die auf den Rücken einer Maus aufgetragen werden (Abbildung 2). Dieses nicht-aufwendige Protokoll eignet sich für verschiedene Arten von Experimenten, wenn eine präzise Tick-Überwachung und -Sammlung erforderlich ist. Die Hauptvorteile dieser Methode sind seine Einfachheit, leicht zugängliche kostengünstige Materialien und kurze Dauer. Darüber hinaus ist es ...

Watch this Scientific Journal Video about A Capsule-Based Model for Immature Hard Tick Stages Infestation on Laboratory Mice at JoVE.com

A Capsule-Based Model for Immature Hard Tick Stages Infestation on Laboratory Mice

In dieser Studie wurde ein Fütterungssystem für Nymphal- und Larvenstadien von harter Zecke mit einer Kapsel entwickelt, die an laboratorischen Mäusen befestigt ist. Die Fütterungskapsel besteht aus flexiblen Materialien und bleibt mindestens eine Woche lang fest an der Maus befestigt und ermöglicht eine komfortable Überwachung der Zeckenfütterung.

Ein Capsule-basiertes Modell für unreife harte Zeckenstadien Befall auf Labormäuse

Ticks are obligatory blood feeding parasites at all stages of development (except eggs) and are recognized as vectors of various pathogens. The use of ...

Unsere Technik eignet sich für verschiedene Arten von Experimenten, aber unser Mausmodell ist für die Fütterung von Zecken erforderlich und ist notwendig, um die Zecken im geschlossenen Bereich für eine einfache Sammlung und Überwachung zu halten. Der Vorteil dieser einfachen Methode ist es Effizienz, kurze Dauer, und die Fähigkeit, zu überwachen oder zu sammeln Zecken zu verschiedenen Zeitpunkten eines Experiments. Unser System eignet sich zum Studium der Zeckenbiologie, wirtsvektorpathogenen Wechselwirkungen oder zur Bewertung verschiedener Kontrollmaße dieser medizinisch wichtigen Arthropoden.Diese Methode erfordert Genauigkeit und Liebe zum Detail, da unreife Zeckenstadien klein sind und die Fütterung an Mäusen erfordert, dass die beiliegende Kapsel für mehrere Tage fest an der Maus befestigt werden muss. Beginnen Sie mit dem Zusammenkleben eines zwei Millimeter LANGEN EVA-Schaums, einem klebrigen Doppelschaum. Verwenden Sie einen Lederlochstempel mit einem Durchmesser von 20 Millimetern, um einen Kreis aus den Schaumstoffstücken zu schneiden.Verwenden Sie dann einen 12-Millimeter-Lochschlag, um den Innenraum zu schneiden. Den Schutzpapierstreifen vom Klebe-Doppelhaftschaum schälen und einen 20 Millimeter transparenten Kunststoffkreis am Schaum befestigen. Wenn Sie Larven füttern, entfernen Sie den Schutzpapierstreifen nicht aus dem Klebeschaum und fahren Sie direkt mit der Kapselbefestigung fort.Machen Sie einen Zentimeter Schlitz im transparenten Kunststoff und verwenden Sie dann einen entomologischen Stift, um mindestens 10 kleine Löcher für die Feuchtigkeitsverdunstung während des Experiments zu erstellen. Nachdem die Maus beästhetisiert wurde, legen Sie sie auf das Manipulationspad und befestigen Sie einen Nasenkegel für eine kontinuierliche Isofluranversorgung. Stellen Sie sicher, dass die Atemfrequenz weniger als 80 Atemzüge pro Minute beträgt, indem Sie den Isofluranspiegel einstellen.Rasieren Sie den vorderen Teil der Maus hinter den Schulterblättern bis zum Bereich direkt hinter den Ohren und schaffen Sie einen rasierten Bereich, der größer als die Kapseloberfläche ist. Nicht reizenden Latexkleber auf die gesamte EVA-Schaumseite der Kapsel auftragen und eine Minute warten. Legen Sie die Kapsel auf den Rücken der Maus und setzen Sie drei Minuten lang konstanten Druck, insbesondere auf der linken und rechten Seite der Kapsel.Heben Sie die Kapsel leicht an, um ihre Befestigung an der Haut visuell zu überprüfen. Um die feste Befestigung der Kapsel zu gewährleisten, wenden Sie einen leichten konstanten Druck von drei Minuten mit den Fingern vor allem auf der linken und rechten Seite der Kapsel an. Wenn nicht angefügte Bereiche gefunden werden, wenden Sie mehr Kleber mit einem Spachtel an und drücken Sie weitere drei Minuten.Wenn sich während des Experiments ein Nicht-Anhang-Bereich bildet, wird er auf die gleiche Weise behoben. Einführen Sie einzelne Nymphen über den einen Zentimeter großen Schlitz in die Kapsel ein. Drücken Sie die Kapsel von zwei Seiten, damit sich der transparente Kunststoff biegen kann, und drücken Sie dann die Nymphe in die Kapsel.Drehen Sie die Zange um 90 Grad und ziehen Sie sie heraus. Bei Larvenbefall den Papierschlupf aus der angehängten Kapsel entfernen und die Spritze mit den Larven direkt hineinlegen. Legen Sie die Zecken ab, indem Sie den Spritzenkolben drücken und dann vorsichtig den Kolben zur Haut drehen, um die verbleibenden befestigten Larven zu entfernen.Sobald die Larven auf der Haut abgelagert sind, schließen Sie die Kapsel, indem Sie den transparenten Kunststoffkreis befestigen. Schneiden Sie einen 3,5 Millimeter langen Streifen des schützenden Kunststoffbandes und tragen Sie das schützende Kunststoffband um die Kapsel auf und geben Sie die Maus dann in den Käfig zurück. Um die Zecken zu sammeln, erstellen Sie einen kreuzförmigen Schnitt im Kunststoff mit einem Skalpell und verwenden Zangen, um die Zecken zu sammeln.Schließen Sie die Kapsel bei Bedarf erneut, indem Sie ein klebendes Kunststoffpflaster auf den transparenten Kunststoff kleben. das gleiche Kunststoff-Patch kann verwendet werden, wenn die Sammlung von Ticks an mehreren Zeitpunkten erforderlich ist. Alternativ kann die Maus eingeschläfert und die Zecken gesammelt oder manuell nach Kapselentfernung abgetrennt werden.Für eine erfolgreiche Genesung der Mäuse, halten Sie sie in einem Käfig für eine weitere Woche und lassen Sie die Kapseln natürlich lösen. Sobald die Kapsel ausgeschaltet ist, überprüfen Sie auf abnormale Reaktionen auf der Haut. Tragen Sie eine Weichmacherlotion auf, wenn es zu Reizungen kommt.Dieses Protokoll ermöglicht es, unreife harte Zecken in EVA-Schaumkapseln zu füttern, die auf den Rücken einer Maus aufgetragen werden. Die Verwendung des schnell trocknenden und nicht reizenden Latexklebers sorgt dafür, dass die Kapsel innerhalb von drei Minuten fest befestigt ist und mindestens sieben Tage lang befestigt bleibt. Das Anbringen von zwei Kapseln ermöglicht es, zwei verschiedene Gruppen von Zecken auf ein und dasselbe Tier zu füttern.Darüber hinaus ermöglicht eine vollständige Genesung der Mäuse nach den Experimenten die Wiederverwendung der Tiere und die Vermeidung von Euthanasie. Dieses System wurde erfolgreich verwendet, um Ixodes ricinus Nymphen zu füttern. Eine mäßige bis hohe Engorgement-Erfolgsrate wurde in zwei verschiedenen Mausstämmen erreicht.In beiden Stämmen beendeten alle Nymphen die Fütterung innerhalb von vier bis fünf Tagen, während die Mehrheit am vierten Tag abfiel. Beim Versuch dieses Protokolls ist es wichtig, einen ausreichenden Bereich der Maushaut zu rasieren und die Kapsel effektiv zu befestigen, um eine versehentliche Ablösung während des Experiments zu vermeiden. Neben dem Studium der grundlegenden Zeckenbiologie, kann diese Methode verwendet werden, um Krankheitserreger Übertragung von Zecken zu Wirt oder Wirt zu Zecken zu erforschen.Darüber hinaus bietet die Möglichkeit zur Wiederverwendung der Maus eine Möglichkeit für mehrere Wiederbefallungen, die für immunologische Studien oder die Untersuchung verschiedener durch Zecken übertragener Erregerübertragungen von Vorteil sein können.

Research

JoVE Journal

Biology

Genetic Studies of Human DNA Repair Proteins Using Yeast as a Model System 

Genetic Studies of Human DNA-Reparatur-Proteinen unter Verwendung von Hefe als Modellsystem

Understanding the roles of human DNA repair proteins in genetic pathways is a formidable challenge to many researchers.  Genetic studies in mammalian ...

Forschung

Biologie

Xenopus laevis as a Model to Identify Translation Impairment

Xenopus laevis as a Model to Identify Translation Impairment

Xenopus laevis als Modell zur Übersetzung Impairment Identifizieren

Protein synthesis is a fundamental process to gene expression impacting diverse biological processes notably adaptation to environmental conditions. The ...

Measurement and Analysis of Extracellular Acid Production to Determine Glycolytic Rate

Messung und Analyse von extrazellulären Säureproduktion zu ermitteln glykolytischen Rate

Extracellular measurement of oxygen consumption and acid production is a simple and powerful way to monitor rates of respiration and glycolysis1. Both ...

Visualizing the Early Stages of Phagocytosis

Visualisierung der frühen Phasen der Phagozytose

The mammalian body is equipped with various layers of mechanisms that help to defend itself from pathogen invasions. Professional phagocytes of the immune ...

Experimental Protocol for Using Drosophila As an Invertebrate Model System for Toxicity Testing in the Laboratory

Experimental Protocol for Using Drosophila As an Invertebrate Model System for Toxicity Testing in the Laboratory

Experimentelles Protokoll für die Verwendung von Drosophila als ein Wirbellosen Modellsystem für Toxizitätstests im Labor

Emergent properties and external factors (population-level and ecosystem-level interactions, in particular) play important roles in mediating ...

A Versatile Model of Hard Tick Infestation on Laboratory Rabbits

Ein vielseitiges Modell schwer Tick Befall an Kaninchen, Labor

The use of live animals in tick research is crucial for a variety of experimental purposes including the maintenance of hard tick colonies in the ...

Mass Spectrometry Analysis to Identify Ubiquitylation of EYFP-tagged CENP-A (EYFP-CENP-A)

Mass Spectrometry Analysis to Identify Ubiquitylation of EYFP-tagged CENP-A EYFP-CENP-A

Massenspektrometrieanalyse zur Identifizierung der Ubiquitylierung von EIFP-A mit EYFP-Tags (EYFP-CENP-A)

Studying the structure and the dynamics of kinetochores and centromeres is important in understanding chromosomal instability (CIN) and cancer ...

Maintaining Laboratory Cultures of Gryllus bimaculatus, a Versatile Orthopteran Model for Insect Agriculture and Invertebrate Physiology

Maintaining Laboratory Cultures of Gryllus bimaculatus, a Versatile Orthopteran Model for Insect Agriculture and Invertebrate Physiology

Erhaltung von Laborkulturen von Gryllus bimaculatus, einem vielseitigen Orthopteran-Modell für die Insektenzucht und die Physiologie wirbelloser Tiere

Gryllus bimaculatus (De Geer)&#160;is a large-bodied cricket distributed throughout Africa and Southern Eurasia where it is often wild-harvested as human ...

Isolation of microRNAs from Tick Ex Vivo Salivary Gland Cultures and Extracellular Vesicles

Isolation of microRNAs from Tick Ex Vivo Salivary Gland Cultures and Extracellular Vesicles

Isolierung von microRNAs aus Zecken-Ex-vivo-Speicheldrüsenkulturen und extrazellulären Vesikeln

Ticks are important ectoparasites that can vector multiple pathogens. The salivary glands of ticks are essential for feeding as their saliva contains many ...

A Simple and Inexpensive Running Wheel Model for Progressive Resistance Training in Mice

Ein einfaches und kostengünstiges Laufradmodell für progressives Widerstandstraining bei Mäusen

Previously developed rodent resistance-based exercise models, including synergistic ablation, electrical stimulation, weighted-ladder climbing, and most ...