Name: simultaneous live imaging of multiple insect embryos in sample chamber-based light sheet fluorescence microscopes
Uploaded: 2020-09-09T15:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Simultaneous Live Imaging of Multiple Insect Embryos in Sample Chamber-Based Light Sheet Fluorescence Microscopes at JoVE.com

우리는 자신의 자원을 사용할 수있는 기회뿐만 아니라 원고에 대한 자신의 귀중한 의견뿐만 아니라, 트리볼륨 라이브 이미징, 기술 지원을위한 스벤 플래스뿐만 아니라 일란 데이비스, 니콜 Grieder와 게롤드 슈비거블루밍 스톡 센터를 통해 자신의 형질전환 Drosophila 라인을 공유에 대한 자신의 자원을 사용할 수있는 기회에 감사드립니다.

1. 준비 작업
<ol><li>과학적 질문에 맞는 LSFM용 조명 렌즈/감지 렌즈/카메라 조합을 선택하고 현미경을 설정합니다. 시야의 크기는 카메라 칩 크기의 지수와 감지 렌즈의 배율입니다. 조명 렌즈는 전체 시야가 대략 평면 라이트시트(34)로덮여 있도록 선택해야 합니다. 권장되는 세 가지 조합은 표 1에나열됩니다.</li>
	<li>아가로즈 알리쿼트 및 회수 접시를 준비하려면 2...

LSFM의 독점적 인 응용 분야 중 하나는 발달 생물학입니다. 이 분야에서, 살아있는 표본을 보는 것이 중요합니다, 그렇지 않으면 형태 유전학 과정은 동적 방식으로 설명 될 수 없다. 여기에 설명된 바와 같이 샘플 챔버 기반 LSFM에서 동시 라이브 이미징을 위한 실험 프레임워크는 두 가지 주요 이유로 편리합니다.
순차적인 라이브 이미징에서 피할 수 없는 주변 분산은 적극적?...

형광 현미경 검사는 특히 세포 및 발달 생물학에서 생명 과학에서 가장 필수적인 이미징 기술 중 하나입니다. 1990년대 중반부터 3차원 형광 영상에 대한 최첨단 형광 현미경1에서동일한 렌즈가 형광 발암 및 방출 광 검출에 사용된다. 조명 레이저 빔은 조명/검출 축을 따라 모든 형광을 자극하고 핀홀에 의해 검출되기 전에 각각의 초점이 벗어난 신호가 차별된다. 따라서 각 2차원 이미지에 대해 전체 표본이 조명됩니다. 따라서, 각 3차원 이미지, 즉 공간적으로 연속적인 2차원 이미지의 스택에 대해, 전체 표본은 12~수백배2의조명을 통해 광표백 및광독성3를촉진한다.
거의 20년 전, 광시트 기반 기술4는 3차원 형광 이미징을 위한 유망한 대안으로 등장하여 발달 생물학5에서귀중한 도구가 되었습니다. 이 접근 방식에서는 조명 및 감지가 분리됩니다. 조명 렌즈는 수직으로 배열된 검출 렌즈의 초점 평면 내에서 몇 마이크로미터의 깊이만 있는 라이트 시트를 생성하는 데 사용됩니다. 따라서 각 2차원 이미지에 대해 초점 평면 주위의 얇은 평면 부피만 조명됩니다. 따라서, 각 입체 이미지에 대해, 전체 표본은 한 번만 조명되어 광표백 및 광독성6을강하게 감소시다. 이러한 이유로, 광 시트 형광 현미경 (LSFM)은 여러 생물학적으로 관련된 비늘에 복잡한 프로세스를 연구하는 효율적인 솔루션을 제공하므로, 따라서, 개발 생물학에서 특히 가치, 여기서 몇 밀리미터만큼 큰 표본은 세포 극이하 수준에서 분석되어야.
역사적으로 LSFM은 챔버 기반7,8을샘플링했습니다. 이러한 설정에서 조명(x) 및 검출(z) 축은 일반적으로 중력 축(y)에 수직으로 배열됩니다. 샘플 챔버는 충분한 실험적 자유를 제공합니다. 첫째, 그들은 차례로 환경을 제어하기 위해 관류 시스템의 사용을 용이하게 큰 이미징 버퍼 용량을 제공합니다, 예를 들어, 특정온도를 유지하거나 생화학 적 스트레스를 적용. 또한, 시편의 동적 11, 무결성을 유지하면서 각각의 실험 요구에 맞는 맞춤형 장착방법(10)을 지원합니다. 또한, 샘플 챔버 기반 설정은 일반적으로 y 축 을 중심으로 표본을 회전시키고 따라서 2, 4 또는 더 많은 방향을 따라 이미지를 그리는 데 사용되는 회전 기능이 장착되어 있습니다. 일반적으로 사용되는 모델 유기체의 배아는 현미경 검사법의 맥락에서, 상대적으로 크고 연속적인 화상 진찰이 복부-등주, 측면 및/또는 전방 후방 바디 축을 보다 포괄적인 표현을 제공한다. 이를 통해 예를 들어, 복잡한 3차원 마이그레이션 경로를 따라 이동하는 셀의 장기추적(12,13)을허용한다.
광시트 계형현미경검사는 드로소필라 멜라노가스터의배아 형태발생을 연구하기 위해 광범위하게 적용되었으며, 둘 다 체계적으로14,15뿐만 아니라 발달의 생물물리학적 측면에 대한 구체적인 초점을 맞추고 있다. 예를 들어, 고분해능 형태유전학 데이터를 수집하여 생식기연신기(16)의 내막질 질 및 축 확장 사이의 생체 기계적 연관성을 검출하고,가스화(17)동안 힘 발생 패턴과 복잡한 세포 흐름을 더욱 연관시키는 데 사용되었다. 또한 다른 최첨단 기술, 예를 들어, 표피18에서전방 후방 패터닝 중 Wnt 신호의 조절을 조사하기 위해 광유전학과 결합되었다.
그러나, 단 하나의 종을 공부하는 것은 개발의 진화에 대한 통찰력을 제공하지 않습니다. 계통 유전학 적 맥락 내에서 배아 발생을 이해하기 위해, 집중적 인 연구는 대체 곤충 모델 유기체와 함께 실시되었습니다. 가장 포괄적으로 조사된 종 중 하나는 적색 밀가루 딱정벌레 트리볼륨 카스타늄(Tribolium castaneum)으로,경제적으로 관련된 저장된 곡물해충(19)이며,배아 형태발생또한 이미 LSFM20으로체계적으로 이미지화되었다. 이 두 종의 배아 형태발생은 여러 양상에서 현저하게 다르다, 예를 들어, 세분화모드(21)뿐만아니라 엑스트라 배아막(22)의형성 및 분해. 후자의 측면은 이미 LSFM을 사용하여 광범위하게 분석되었습니다. 예를 들어, 그 배아 발생23,24의더 나은 부분에 대한 다양한 위험으로부터 트리볼륨 배아를 포위하고 보호하는 엑스트라 배아 조직인 세로사는 등쪽 폐쇄25시 자체 철수 과정을 위한 형태유전학적 "운전자"로 작용하는 것으로 나타났다. 또한, 위트포송 시, 블라스트로드름의 특정 부위가 비대칭 조직 운동을 만들기 위해 비텔린 막에 고정되어있으며, 이러한 관찰에 따라 지역화된 조직 유동화를 통해 세포가 세로사 창폐쇄(27)동안 세포가 순차적으로 세로사 가장자리를 떠날 수 있다는 것이 입증되었다.
모든 드로소필라에서- 그리고 Tribolium-연관된 연구 위에서 인용, 견본 챔버 기지를 둔 LSFM가 이용되었습니다. 대부분의 경우, 배아는 샘플 회전 기능을 사용하여 여러 방향을 따라 기록되었다. 명시적으로 명시되지는 않지만, 트리볼륨20,28에대한 이전 작업과 유사한 순차적인 라이브 이미징 소에서 개별적으로 서로 독립적으로 기록되었다고 가정할 수 있습니다. 특정 시나리오에서는 이러한 접근 방식이 허용되지만 특히 양적 비교 접근 방식에서는 주변 분산이 결과를 왜곡할 수 있습니다. 예를 들어, 곤충의 발달 속도가 온도의존29라는것은 오랫동안 알려져 왔지만, 최근 연구에 따르면 드로소필라에서는온도가 모르포겐(30)의 농도에도 영향을 미칠 수 있음을 시사한다. 따라서, 배아 발생의 특정 특성, 예를 들어, 세포의 동적 비율, 분할 비율 및 이주 속도, 정확하게 정량화되어야하며, 주변 분산이 없는 충분한 반복이 필요하다. 이렇게 하면 표준 편차 및 표준 오류를 최소화하므로 다른 실험 조건과 병치가 용이합니다.
그러나 샘플 챔버 기반 LSFM은 주로 높은 처리량 애서가 아닌 높은 함량을 위해 설계되었습니다. 일반적으로 현미경 슬라이드, 페트리 접시 및 웰 플레이트에 대한 표준화된 클램프 메커니즘이 장착된 공초점 현미경과 달리 거의 모든 샘플 챔버 기반 LSFM은 실린더 기반 클램프 메커니즘을 사용합니다. 이러한 메커니즘은 회전 호환뿐만 아니라 비침습적10인맞춤형 샘플 홀더를 위한 것이지만 일반적으로 둘 이상의 표본20,31,32를위해 설계되지 는 않습니다. 샘플 챔버 기반 설정의 장점이 손상되지 않는 두 개 이상의 배아의 동시 라이브 이미징을 위한 프레임워크는 주변 분산 문제를 해결하여 비교 연구를 위한 LSFMs의 가치를 증가시합니다.
우리의 프로토콜에서, 우리는 y 축이 배아를 "스택"하는 옵션으로 사용되는 샘플 챔버 기반 LSFM(도 1A)에서비교 라이브 이미징을위한 실험 프레임 워크를 제시한다. 첫째, 우리는 교정 도우미가 부족한 기기에 특히 중요한 샘플 챔버 기반 LSFM에 대한 형광 마이크로스피어 기반 교정 지침을 제공합니다. 둘째, 시료 회전과 호환되는 거미줄홀더(28)(도 1B)를기반으로 다중 배아에 대한 장착 방법을 설명하고 따라서 다중 방향을 따라 다중 시편의 동시 이미징을 허용한다(도1C). 몇몇 배아는 얇은 아가로즈 필름 위에 정렬되고, 샘플 챔버에 삽입 한 후, 3 차원 이미지를 얻기 위해 라이트 시트를 통해 연속적으로 이동. 셋째, 드로소필라와 트리볼륨에대한 세 가지 모범적인 라이브 이미징 데이터 세트를 제공합니다. 전자의 경우 형광으로 표지된 핵을 가진 형질전환선을 병치합니다. 후자의 경우 동일한 트랜스진을 운반하는 트랜스제닉 하위 라인의 성능을 비교하지만 다른 게놈 위치에서 비교합니다. 마지막으로, 비교 라이브 이미징 및 주변분산(33)과관련하여 병렬화의 중요성에 대해 논의하고, 실험 프레임워크의 처리량 한계에 대해 논의하고 다른 모델 유기체에 대한 접근 방식의 적응을 평가합니다.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>6-well plate</td>
			<td>Orange Scientific</td>
			<td>4430500</td>
			<td>&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24-well plate</td>
			<td>Orange Scientific</td>
			<td>4430300</td>
			<td>Only for live imaging involving Tribolium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>35-mm &#216; Petri dish</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>153066</td>
			<td>Only for live imaging involving Drosophila.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>90-mm &#216; Petri dish</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>L9004575</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100-&#181;m mesh size cell strainer</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>352360</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>250-&#181;m mesh size sieve</td>
			<td>VWR International</td>
			<td>200.025.222-038</td>
			<td>Only for live imaging involving Tribolium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>300-&#181;m mesh size sieve</td>
			<td>VWR International</td>
			<td>200.025.222-040</td>
			<td>Only for live imaging involving Tribolium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>710-&#181;m mesh size sieve</td>
			<td>VWR International</td>
			<td>200.025.222-050</td>
			<td>Only for live imaging involving Tribolium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>800-&#181;m mesh size sieve</td>
			<td>VWR International</td>
			<td>200.025.222-051</td>
			<td>Only for live imaging involving Tribolium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>405 fine wheat flour</td>
			<td>Demeter e.V.</td>
			<td>SP061006</td>
			<td>Only for live imaging involving Tribolium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>commercially available Drosophila medium</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>66-115</td>
			<td>Only for live imaging involving Drosophila / Custom-made Drosophila medium may also be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>fluorescent microspheres, 1.0 &#181;m &#216;</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>T7282</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>inactive dry yeast</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>62-108</td>
			<td>Only for live imaging involving Tribolium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>low-melt agarose</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>6351.2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>narrow vials</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>32-109</td>
			<td>Only for live imaging involving Drosophila</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>small paint brush</td>
			<td>VWR International</td>
			<td>149-2121</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sodium hypochlorite (NaOCl), ~12% active Cl</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>9062.3</td>
			<td>Caution: sodium hypochlorite is corrosive</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>whole wheat flour</td>
			<td>Demeter e.V.</td>
			<td>SP061036</td>
			<td>Only for live imaging involving Tribolium / United Kingdom: wholemeal flour</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>wide vials</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>32-110</td>
			<td>Only for live imaging involving Drosophila</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

simultaneous live imaging of multiple insect embryos in sample chamber-based light sheet fluorescence microscopes

광 시트 기반 형광 현미경 검사는 여러 생물학적 관련 저울에서 복잡한 프로세스를 연구하는 효율적인 솔루션을 제공합니다. 시편의 3차원 무결성을 보존하도록 특별히 설계된 샘플 챔버 기반 설정은 일반적으로 샘플 회전을 특징으로 하며, 발달 생물학에서 최선의 선택입니다. 예를 들어, 그들은 과일 플라이 Drosophila 멜라노가스터와 붉은 밀가루 딱정벌레 트리볼륨 카스타뉴움의전체 배아 형태 발생을 문서화하는 데 사용되었습니다. 그러나, 유효한 많은 살아있는 화상 진찰 프로토콜은 단 하나 태아를 위한 단지 실험적인 프레임 워크를 제공합니다. 특히 비교 연구를 위해 순차적으로 이미지된 표본이 주변 분산의 영향을 받고 있기 때문에 이러한 접근 방식이 불편합니다. 또한, 이것은 주어진 시간 내에 분석될 수 있는 표본의 수를 제한한다. 당사는 샘플 챔버 기반 설정의 처리량을 증가시키고 따라서 모든 표본에 대해 유사한 주변 조건을 보장하는 동시 라이브 이미징을 위한 실험 프레임워크를 제공합니다. 첫째, 우리는 광 시트 형광 현미경에 대한 교정 지침을 제공합니다. 둘째, 샘플 회전과 호환되는 다중 배아에 대한 장착 방법을 제안합니다. 셋째, Drosophila의예시적인 3차원 라이브 이미징 데이터 세트를 제공하며, 3개의 형질표시 핵과 트리볼륨을병치하여 동일한 트랜스유전자를 운반하는 3개의 트랜스제닉 서브라인의 성능을 비교하지만 다른 게놈 위치에서 제공합니다. 우리의 프로토콜은 항상 순차적인 라이브 이미징에 항상 존재하는 주변 분산을 적극적으로 해결하므로 비교 연구를 위해 특별히 설계되었습니다. 이는 녹아웃 실험과 같은 비정상적인 표현형의 정량적 분석 및 특성화에 특히 중요합니다. 또한, 전체 처리량을 증가시킵니다, 이는 광시트 형광 현미경에 접근할 때 매우 편리하며, 이는 제한적이다. 마지막으로, 제안된 장착 방법은 기본적으로 최적화 노력이 없는 다른 곤충 종 및 추가 모델 유기체(예: 제브라피시)에 적응할 수 있다.

우리의 프로토콜은 샘플 챔버 기반 LSFM에서 비교 형광 라이브 이미징을위한 실험 프레임 워크를 설명합니다. 예를 들어, 프레임워크는 두 종 이상의 종의 배아,(ii) 하나 이상의 유전자가 두개 이상의 유전자를 두드리고, (iii) 동일한 형질형 선의 다발배, (iv) 다른 형질대사로부터의 배아, 또는 동일한 트랜스젠선으로부터의 배아를 병치하는 데 사용될 수 있다. 그러나 다른 게놈 위치에서. 이 섹션?...

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Simultaneous Live Imaging of Multiple Insect Embryos in Sample Chamber-Based Light Sheet Fluorescence Microscopes

광 시트 기반 형광 현미경 검사는 발달 생물학에서 가장 가치있는 도구입니다. 비교 연구의 주요 문제는 주변 분산입니다. 우리의 프로토콜은 여러 표본의 동시 라이브 이미징을위한 실험 프레임 워크를 설명하고, 따라서, 적극적으로이 문제를 해결.

샘플 챔버 기반 광시트 형광 현미경에서 여러 곤충 배아의 동시 라이브 이미징

Light sheet-based fluorescence microscopy offers efficient solutions to study complex processes on multiple biologically relevant scales. Sample ...

Sample Chamber-Based Light Sheet Florescence Microscopes are designed for high content rather than high throughput. Live imaging assays must therefore be performed sequentially and thus less affected by ambient variance. Our cobweb holder allow stacking and simultaneous imaging of multiple embryos, eliminating ambient variance and increasing throughput.Mounting embryos in the cobweb holder requires a certain finesse. An explainatory video is ideal for illustrating sequence of the many short conduct gestures. For calibration of the Sample Chamber-Based of Light Sheet Fluorescence Microscope.First, reliquify an agarose aliquot in a dry block heater mixer at 80 degrees Celsius. Allow the melted agarose to cool to 35 degrees Celsius and transfer 50 microliters of the agarose to a 1.5 milliliter reaction tube. Mix 0.5 microliters of fluorescent microsphere solution with the agarose at 1, 400 revolutions per minute for one minute, and fill the slotted hole of the cobweb holder with 10 microliters of the agarose fluorescent microsphere solution mixture.Aspirate as much agarose as possible until only a thin agarose film remains and allow the agarose to solidify for 30 to 60 seconds. Fill the sample chamber with autoclaved tap water, and slowly insert the cobweb holder into the sample chamber. Move the slotted hole in front of the detection lens and rotate the holder to a 45 degree position relative to the illumination and detection axes.The cobweb holder should not be visible in the transmission light channel. Switch to the appropriate fluorescence channel and adjust the laser power and exposure time, so that the fluorescent microspheres provide a proper signal. Specify a volume of view that covers the now transversely oriented agarose film completely and calculate the maximum possible axial resolution for the respective illumination and detection lens combination to define the Z spacing.Then, record a three-dimensional test Z stack of the fluorescent microspheres and compare the X, Y, and Z maximum projections to the calibration chart. If the microspheres appear blurry, fuzzy, and or distorted. Adjust the positions of the illumination and or detection lenses.For embryo dechorionation, add eight milliliters of autoclaved tap water into the A1, A2, A3 and B3 wells of one-six-well plate per line. Then, add seven milliliters of autoclaved tap water and one milliliter of sodium hypochlorite solution into the B1 and B2 wells. Position the first plate under a stereo microscope and insert first embryo containing cell strainer into the A1 well.Wash the embryos under gentle agitation for 30 to 60 seconds, before moving the strainer to the B1 well. Shake the plate vigorously for 30 seconds, before transferring the strainer to the A2 well. Wash the embryos for one minute under gentle agitation and move the strainer into the B2 Well for vigorous shaking until most of the embryos are completely dechorionation.Then, transfer the strainer to the A3 well for one minute of gentle washing, before storing the strainer of dechorionated embryos in the B3 well until the embryos of other lines have been treated as demonstrated. To Mount the embryos onto the cobweb holder, reliquify another aliquot of agarose as demonstrated. When the agarose has cooled, place the cobweb holder under the stereo microscope and add 10 microliter of the agarose onto the slotted hole.Use the pipette tip to spread the agarose over the slotted hole, before aspirating as much agarose as possible until only a thin agarose film remains. When the agarose has solidified, use a paintbrush to carefully pick and transfer the embryos onto the agarose film. Arrange them along the long axis of the slotted hole with their anterior-posterior axes aligned with the long axis of the slotted hole.To stabilize the embryos, carefully pipette one to two microliters of agarose into the gap between the embryos and the agarose film. When the agarose has solidified, slowly insert the cobweb holder with the mounted embryos into the image buffer filled sample chamber. To image the embryos, confirm that the cobweb holder is in a 45 degree position relative to the illumination and detection axes and in the transmission light channel, move the embryo into the center of the field of view.The cobweb holder should not be visible. Next, move the embryo with the micro translation stage in Z until the mid plane of the embryo overlaps with the focal plane and the outline appear sharp. Without switching to the fluorescence channel, move the embryo 250 microns in both directions to specify the volume of view.If imaging along multiple directions is required, rotate the embryo appropriately, bring the embryo into focus and specify the volume of view as just demonstrated. Then, repeat this procedure for all of the other mounted embryos. When the volume of view has been specified for all of the embryos, define the fluorescence channel and time-lapse parameters and start the imaging process.For assays that lasts several days, consider covering the sample chamber opening at least partially to reduce evaporation. When the imaging assay has ended, carefully remove the cobweb holder from the sample chamber and use a small paintbrush to detach the embryos from the agarose film and to place the embryos onto an appropriately labeled microscope slide. Place the slide into a retrieval dish for incubation under the appropriate standard rearing conditions.As the hatching time point approaches, check the retrieval dishes frequently and transfer any hatched larvae to individual wells of a 24-well plate. Fill the Wells halfway with the appropriate growth medium, then incubate the larvae under the appropriate standard rearing conditions. When the observed individuals reach adulthood, provide suitable mating partners and check for progeny after several days.In this video, the fluorescent signal dynamics of three embryos derived from different transgenic Drosophila lines over a period of about one day can be observed. A similar fluorescence pattern was expected since all of the lines expressed nuclear localized EGFP under the control of presumably ubiquitous and constituently active promoters. Comparative live imaging results, however, revealed strong spatial temporal differences in the expression patterns that were not secondary effects due to ambient variance.In this analysis of three Tribolium embryos carrying the same piggyback based transgene. Comparative live imaging results of the serosa window closure process during gastrulation suggest that the second sub-line provides a remarkably stronger overall signal than the other two sublines. As these data indicate, the genomic context may also have a strong influence on the expression level of transgenes in Tribolium.Our approach is well suited for analyzing knockdown and knockout phenotypes, as it allows wild type control embryos to be imaged simultaneously. Our protocol can also be used to compare the morphogenesis of two or more insect species. And thus, gain deeper insights into the evolution of development.

Research

JoVE Journal

Biology

Two-photon axotomy and time-lapse confocal imaging in live zebrafish embryos

라이브 zebrafish의 배아에서 두 광자의 axotomy하고 시간이 경과 공촛점 영상

Zebrafish have long been utilized to study the cellular and molecular mechanisms of development by time-lapse imaging of the living transparent embryo.  ...

연구

생물학

Time-lapse Imaging of Mitosis After siRNA Transfection

siRNA Transfection 후의 유사 분열의 시간 저속 영상

Changes in cellular organization and chromosome dynamics that occur during mitosis are tightly coordinated to ensure accurate inheritance of genomic and ...

Transplantation of GFP-expressing Blastomeres for Live Imaging of Retinal and Brain Development in Chimeric Zebrafish Embryos

의 이식 GFP - 표현 키메라 Zebrafish의 태아의 망막과 두뇌 개발의 라이브 영상에 대한 Blastomeres을

Cells change extensively in their locations and property during embryogenesis. These changes are regulated by the interactions between the cells and their ...

Monitoring Plasmid Replication in Live Mammalian Cells over Multiple Generations by Fluorescence Microscopy

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Few naturally-occurring plasmids are maintained in mammalian cells.  Among these are genomes of gamma-herpesviruses, including Epstein-Barr virus  (EBV) ...

Simultaneous Multicolor Imaging of Biological Structures with Fluorescence Photoactivation Localization Microscopy

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다층 제브라 피쉬의 장기 라이트 시트 현미경에 장착

Light sheet microscopy is the ideal imaging technique to study zebrafish embryonic development. Due to minimal photo-toxicity and bleaching, it is ...

Setting Up a Simple Light Sheet Microscope for In Toto Imaging of C. elegans Development

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에 대한 간단한 라이트 시트 현미경 설정<em&gt; 토토에서</em&gt; 이미징<em&gt; C. 엘레</em&gt; 개발

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Semi-automated Imaging of Tissue-specific Fluorescence in Zebrafish Embryos

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성인 마우스 두개골 골수에서 조혈 줄기 및 전구 세포의 생체 내 4 차원 추적에서

Through a delicate balance between quiescence and proliferation, self renewal and production of differentiated progeny, hematopoietic stem cells (HSCs) ...

Light Sheet Fluorescence Microscopy of Plant Roots Growing on the Surface of a Gel

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One of the key questions in understanding plant development is how single cells behave in a larger context of the tissue. Therefore, it requires the ...