Name: simultaneous live imaging of multiple insect embryos in sample chamber-based light sheet fluorescence microscopes
Uploaded: 2020-09-09T15:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Simultaneous Live Imaging of Multiple Insect Embryos in Sample Chamber-Based Light Sheet Fluorescence Microscopes at JoVE.com

Vi tackar Ernst H. K. Stelzer för möjligheten att använda sina resurser samt hans värdefulla kommentarer om manuskriptet, Anita Anderl för stöd med Tribolium live imaging, Sven Plath för teknisk support samt Ilan Davis, Nicole Grieder och Gerold Schubiger för att dela sina transgena Drosophila-linjer via Bloomington Stock Center.

1. Förberedande arbete
<ol><li>Välj en belysningslins/detekteringslins/kamerakombination för LSFM som passar den vetenskapliga frågan och ställ in mikroskopet. Storleken på synfältet är kvoten för kamerachipstorleken och förstoringen av detekteringslinsen. Belysningslinsen bör väljas så att hela synfältet täcks av ett grovt planljusblad34. Tre rekommenderade kombinationer visas i tabell 1.</li>
	<li>För att förbereda agarose alikvoter och hämtningsfat, tillsät...

Ett av de exklusiva tillämpningsområdena för LSFMs är utvecklingsbiologi. I denna disciplin är det viktigt att titta på levande exemplar, annars kan morfogenetiska processer inte beskrivas på ett dynamiskt sätt. Ett experimentellt ramverk för samtidig live imaging i provkammare-baserade LSFMs, som beskrivs här, är bekvämt av två huvudskäl.
Omgivande varians, som är oundviklig i sekventiell live imaging, kan hanteras proaktivt. Vid insektsembryon-associerad levande avbildning ser...

Fluorescensmikroskopi är en av de viktigaste bildteknikerna inom biovetenskapen, särskilt inom cell- och utvecklingsbiologi. I konfikala fluorescensmikroskop1, som är toppmoderna för tredimensionell fluorescensavbildning sedan mitten av 1990-talet, används samma lins för fluorforexcitation och detektering av emissionsljus. Belysningslaserstrålen exciterar alla fluorforer längs belysnings-/detekteringsaxeln och respektive signal utanför fokus diskrimineras innan den detekterats av ett pinhole. Därför, för varje tvådimensionell bild, är hela provet upplyst. Följaktligen, för varje tredimensionell bild, dvs. en bunt rumsligt på varandra följande tvådimensionella bilder, lyser hela provet flera dussin till några hundra gånger2, vilket främjar fotoblekning och fototoxicitet3.
För nästan tjugo år sedan framträdde ljusplåtsbaseradteknik 4 som ett lovande alternativ för tredimensionell fluorescensavbildning och blev därmed ett värdefullt verktyg inom utvecklingsbiologi5. I den här metoden frikopps belysning och detektering. Belysningslinsen används för att generera ett ljust ark med ett djup på endast ett fåtal mikrometer i det vinkelrätt arrangerade detektionsobjektivets brännplan. Därför, för varje tvådimensionell bild, är endast en tunn planvolym runt brännplanet upplyst. Följaktligen, för varje tredimensionell bild, är hela provet upplyst endast en gång, vilket starkt minskar fotobleaching och fototoxicitet6. Av denna anledning erbjuder fluorescensmikroskop (LSFMs) effektiva lösningar för att studera komplexa processer på flera biologiskt relevanta skalor och är därför av särskilt värde i utvecklingsbiologi, där exemplar så stora som flera millimeter måste analyseras på subcellulär nivå.
Historiskt sett har LSFMs varit provkammarbaserade7,8. I dessa inställningar är belysningsaxlarna (x) och detekteringsaxlarna (z) vanligtvis vinkelrätt placerade mot gravitationsaxeln (y). Provkammare erbjuder gott om experimentell frihet. För det första tillhandahåller de stor kapacitet för bildbuffertar, vilket i sin tur underlättar användningen av ett perfusionssystem för att kontrollera miljön, t.ex. Vidare stöder de anpassade monteringsmetoder10 som är skräddarsydda för respektive experimentella behov samtidigt som de bevarar provexemplarets tredimensionella, i vissa falldynamiska 11,integritet. Dessutom är provkammarbaserade inställningar vanligtvis utrustade med en rotationsfunktion som används för att rotera proverna runt y-axeln och därmed avbilda dem längs två, fyra eller ännu fler riktningar. Eftersom embryon av vanliga modellorganismer i samband med mikroskopi är relativt stora, på varandra följande avbildning längs ventral-dorsala, laterala och/eller främre-bakre kroppsaxlar ger en mer omfattande representation. Detta möjliggör t.ex. långsiktig spårning av celler som rör sig längs komplexa tredimensionella migreringsbanor12,13.
Ljusplåtsbaserad fluorescensmikroskopi har tillämpats i stor utsträckning för att studera den embryonala morfogenesen hos Drosophila melanogaster,både systematiskt 14,15 samt med ett specifikt fokus på de biofysiska aspekterna av utveckling. Till exempel användes den för att samla in högupplösta morfogenetiska data för att upptäcka en biomekanisk länk mellan endoderm invagination och axelförlängning under bakteriebandsförlängning16 och vidare för att relatera det komplexa cellulära flödet med kraftgenereringsmönster under gastrulation17. Det har också kombinerats med andra toppmoderna tekniker, t.ex. optogenetik för att undersöka regleringen av Wnt-signalering under främre bakre mönstring i epidermis18.
Att studera endast en art ger dock inte insikter om utvecklingen av utvecklingen. För att förstå embryogenes i det fylogenetiska sammanhanget har intensiv forskning bedrivits med alternativa insektsmodellorganismer. En av de mest omfattande undersökta arterna är den röda mjölbaggen Tribolium castaneum, ett ekonomiskt relevant lagrat spannmålsskadedjur19, vars embryonala morfogenes också redan systematiskt har avbildats med LSFM20. Den embryonala morfogenesen hos dessa två arter skiljer sig anmärkningsvärt i flera aspekter, t.ex. segmenteringsläget21, liksom bildandet och nedbrytningen av extra embryonala membran22. Den senare aspekten har redan analyserats i stor utsträckning med LSFMs. Till exempel har det visat sig att serosa, en utom embryonal vävnad som omsluter och skyddar triboliumembryon från olika faror för större delen av embryogenesen23,24, också fungerar som den morfogenetiska "föraren" för sin egen tillbakadragandeprocess under dorsal stängning25. Vidare har det visat sig att under gastrulation förblir en viss region av blastoderm förankrad i vitelline membranet för att skapa asymmetriskavävnadsrörelser 26 och, efter denna observation, att regionaliserad vävnad fluidisering tillåter celler att sekventiellt lämna serosa kanten under serosa fönsterstängning 27.
I alla Drosophila- och Tribolium-associeradestudier som nämns ovan, provkammare-baserade LSFMs har använts. I de flesta fall registrerades embryona längs flera håll med hjälp av provrotationsfunktionen. Även om det inte uttryckligen anges, Kan det antas att de har registrerats individuellt och därmed oberoende av varandra i sekventiella levande bildanalyser, liknande vårt tidigare arbete med Tribolium20,28. I vissa scenarier är ett sådant tillvägagångssätt godtagbart, men särskilt i kvantitativa jämförande metoder kan omgivningsavvikelsen snedvrida resultaten. Till exempel har det länge varit känt att insekternas utvecklingshastighet är temperaturberoende29, men en nyare studie tyder vidare på att temperaturen i Drosophilaockså kan påverka koncentrationen av morfogener30. Om vissa egenskaper hos embryogenes, t.ex. Detta minimerar standardavvikelser och standardfel, vilket i sin tur underlättar juxtaposition med andra, till och med bara marginellt divergerande experimentella tillstånd.
Exempel på kammarbaserade LSFMs är dock främst utformade för högt innehåll snarare än höga data flödes analyser. Till skillnad från konfokala mikroskop, som vanligtvis är utrustade med standardiserade klämmekanismer för mikroskopirutschbanor, petriskålar och brunnsplattor, använder nästan alla provkammarebaserade LSFM:er cylinderbaserade klämmekanismer. Dessa mekanismer är avsedda för skräddarsydda provhållare som är rotationskompatibla samt icke-invasiva10, men vanligtvis inte utformade för mer än ett prov20,31,32. En ram för samtidig live-avbildning av två eller flera embryon, där fördelarna med provkammarbaserade inställningar inte äventyras, tar itu med problemet med omgivande varians och därigenom ökar värdet av LSFM för jämförande studier.
I vårt protokoll presenterar vi ett experimentellt ramverk för jämförande live imaging i provkammare-baserade LSFMs (Figur 1A) där y axeln används som ett alternativ att "stapla" embryon. För det första tillhandahåller vi en fluorescerande mikrosfärbaserad kalibreringsriktlinje för provkammarbaserade LSFMs, vilket är särskilt viktigt för instrument som saknar kalibreringsassistent. För det andra beskriver vi en monteringsmetod för flera embryon baserat på spindelvävshållaren28 (figur 1B) som är kompatibel med provrotation och därmed möjliggör samtidig avbildning av flera exemplar längs flera riktningar (figur 1C). Flera embryon är inriktade ovanpå en tunn agarosafilm och, efter införing i provkammaren, rör sig successivt genom ljusbladet för att förvärva tredimensionella bilder. För det tredje tillhandahåller vi tre exemplariska live imaging data uppsättningar för Drosophila samt för Tribolium. För den förstnämnda sammanar vi transgena linjer med fluorescerande märkta atomkärnor. För den senare jämför vi prestandan hos transgena sublines som bär samma transgen, men på olika genomiska platser. Slutligen diskuterar vi vikten av parallellisering när det gäller jämförande levande avbildning och omgivande varians33, diskuterar genomströmningsgränsen för vårt experimentella ramverk och utvärderar anpassningen av vårt förhållningssätt till andra modellorganismer.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>6-well plate</td>
			<td>Orange Scientific</td>
			<td>4430500</td>
			<td>&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24-well plate</td>
			<td>Orange Scientific</td>
			<td>4430300</td>
			<td>Only for live imaging involving Tribolium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>35-mm &#216; Petri dish</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>153066</td>
			<td>Only for live imaging involving Drosophila.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>90-mm &#216; Petri dish</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>L9004575</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100-&#181;m mesh size cell strainer</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>352360</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>250-&#181;m mesh size sieve</td>
			<td>VWR International</td>
			<td>200.025.222-038</td>
			<td>Only for live imaging involving Tribolium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>300-&#181;m mesh size sieve</td>
			<td>VWR International</td>
			<td>200.025.222-040</td>
			<td>Only for live imaging involving Tribolium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>710-&#181;m mesh size sieve</td>
			<td>VWR International</td>
			<td>200.025.222-050</td>
			<td>Only for live imaging involving Tribolium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>800-&#181;m mesh size sieve</td>
			<td>VWR International</td>
			<td>200.025.222-051</td>
			<td>Only for live imaging involving Tribolium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>405 fine wheat flour</td>
			<td>Demeter e.V.</td>
			<td>SP061006</td>
			<td>Only for live imaging involving Tribolium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>commercially available Drosophila medium</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>66-115</td>
			<td>Only for live imaging involving Drosophila / Custom-made Drosophila medium may also be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>fluorescent microspheres, 1.0 &#181;m &#216;</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>T7282</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>inactive dry yeast</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>62-108</td>
			<td>Only for live imaging involving Tribolium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>low-melt agarose</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>6351.2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>narrow vials</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>32-109</td>
			<td>Only for live imaging involving Drosophila</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>small paint brush</td>
			<td>VWR International</td>
			<td>149-2121</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sodium hypochlorite (NaOCl), ~12% active Cl</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>9062.3</td>
			<td>Caution: sodium hypochlorite is corrosive</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>whole wheat flour</td>
			<td>Demeter e.V.</td>
			<td>SP061036</td>
			<td>Only for live imaging involving Tribolium / United Kingdom: wholemeal flour</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>wide vials</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>32-110</td>
			<td>Only for live imaging involving Drosophila</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

simultaneous live imaging of multiple insect embryos in sample chamber-based light sheet fluorescence microscopes

Ljusplåtsbaserad fluorescensmikroskopi erbjuder effektiva lösningar för att studera komplexa processer på flera biologiskt relevanta skalor. Provkammarebaserade inställningar, som är särskilt utformade för att bevara provexemplarets tredimensionella integritet och vanligtvis har provrotation, är det bästa valet inom utvecklingsbiologi. Till exempel har de använts för att dokumentera hela embryonala morfogar i fruktflugan Drosophila melanogaster och den röda mjölbaggen Tribolium castaneum. Många tillgängliga live imaging protokoll ger dock endast experimentella ramar för enskilda embryon. Särskilt för jämförande studier är sådana tillvägagångssätt obekväma, eftersom sekventiellt avbildade exemplar påverkas av omgivande varians. Dessutom begränsar detta antalet exemplar som kan analyseras inom en viss tid. Vi tillhandahåller ett experimentellt ramverk för samtidig live-avbildning som ökar genomströmningen i provkammarebaserade inställningar och därmed säkerställer liknande omgivningsförhållanden för alla exemplar. För det första tillhandahåller vi en kalibreringsriktlinje för fluorescensmikroskop med ljusplåt. För det andra föreslår vi en monteringsmetod för flera embryon som är förenliga med provrotation. För det tredje tillhandahåller vi exemplariska tredimensionella live imaging datasets av Drosophila, för vilka vi jämför tre transgena linjer med fluorescerande märkta atomkärnor, liksom av Tribolium, för vilka vi jämför prestandan hos tre transgena sublines som bär samma transgen, men på olika genomiska platser. Vårt protokoll är speciellt utformat för jämförande studier eftersom det proaktivt behandlar omgivande varians, som alltid finns i sekventiell live-avbildning. Detta är särskilt viktigt för kvantitativa analyser och karakterisering av avvikande fenotyper, vilket resulterar t.ex. från knockoutexperiment. Dessutom ökar det den totala genomströmningen, vilket är mycket bekvämt när tillgången till fluorescensmikroskop är begränsad. Slutligen kan den föreslagna monteringsmetoden anpassas för andra insektsarter och ytterligare modellorganismer, t.ex. zebrafisk, utan i princip ingen optimeringsinsats.

Vårt protokoll beskriver ett experimentellt ramverk för jämförande fluorescens live imaging i provkammare baserade LSFMs. Ramen kan till exempel användas för att juxtapose i) embryon av två eller flera arter, ii) embryon från linjer där en eller flera gener slås ut plus kontroller av vildtyp, iii) flera embryon av samma transgena linje, iv) embryon från olika transgena linjer, eller v) embryon från underlinjer som bär samma transgena , men på olika genomiska platser. I det här avsnittet ger vi exempel på ...

Watch this Scientific Journal Video about Simultaneous Live Imaging of Multiple Insect Embryos in Sample Chamber-Based Light Sheet Fluorescence Microscopes at JoVE.com

Simultaneous Live Imaging of Multiple Insect Embryos in Sample Chamber-Based Light Sheet Fluorescence Microscopes

Ljusplåtsbaserad fluorescensmikroskopi är det mest värdefulla verktyget inom utvecklingsbiologi. En viktig fråga i jämförande studier är omgivande varians. Vårt protokoll beskriver ett experimentellt ramverk för samtidig live imaging av flera exemplar och därför tar itu med denna fråga proaktivt.

Samtidig liveavbildning av flera insektsembryon i provkammarebaserade fluorescensmikroskop

Light sheet-based fluorescence microscopy offers efficient solutions to study complex processes on multiple biologically relevant scales. Sample ...

Sample Chamber-Based Light Sheet Florescence Microscopes are designed for high content rather than high throughput. Live imaging assays must therefore be performed sequentially and thus less affected by ambient variance. Our cobweb holder allow stacking and simultaneous imaging of multiple embryos, eliminating ambient variance and increasing throughput.Mounting embryos in the cobweb holder requires a certain finesse. An explainatory video is ideal for illustrating sequence of the many short conduct gestures. For calibration of the Sample Chamber-Based of Light Sheet Fluorescence Microscope.First, reliquify an agarose aliquot in a dry block heater mixer at 80 degrees Celsius. Allow the melted agarose to cool to 35 degrees Celsius and transfer 50 microliters of the agarose to a 1.5 milliliter reaction tube. Mix 0.5 microliters of fluorescent microsphere solution with the agarose at 1, 400 revolutions per minute for one minute, and fill the slotted hole of the cobweb holder with 10 microliters of the agarose fluorescent microsphere solution mixture.Aspirate as much agarose as possible until only a thin agarose film remains and allow the agarose to solidify for 30 to 60 seconds. Fill the sample chamber with autoclaved tap water, and slowly insert the cobweb holder into the sample chamber. Move the slotted hole in front of the detection lens and rotate the holder to a 45 degree position relative to the illumination and detection axes.The cobweb holder should not be visible in the transmission light channel. Switch to the appropriate fluorescence channel and adjust the laser power and exposure time, so that the fluorescent microspheres provide a proper signal. Specify a volume of view that covers the now transversely oriented agarose film completely and calculate the maximum possible axial resolution for the respective illumination and detection lens combination to define the Z spacing.Then, record a three-dimensional test Z stack of the fluorescent microspheres and compare the X, Y, and Z maximum projections to the calibration chart. If the microspheres appear blurry, fuzzy, and or distorted. Adjust the positions of the illumination and or detection lenses.For embryo dechorionation, add eight milliliters of autoclaved tap water into the A1, A2, A3 and B3 wells of one-six-well plate per line. Then, add seven milliliters of autoclaved tap water and one milliliter of sodium hypochlorite solution into the B1 and B2 wells. Position the first plate under a stereo microscope and insert first embryo containing cell strainer into the A1 well.Wash the embryos under gentle agitation for 30 to 60 seconds, before moving the strainer to the B1 well. Shake the plate vigorously for 30 seconds, before transferring the strainer to the A2 well. Wash the embryos for one minute under gentle agitation and move the strainer into the B2 Well for vigorous shaking until most of the embryos are completely dechorionation.Then, transfer the strainer to the A3 well for one minute of gentle washing, before storing the strainer of dechorionated embryos in the B3 well until the embryos of other lines have been treated as demonstrated. To Mount the embryos onto the cobweb holder, reliquify another aliquot of agarose as demonstrated. When the agarose has cooled, place the cobweb holder under the stereo microscope and add 10 microliter of the agarose onto the slotted hole.Use the pipette tip to spread the agarose over the slotted hole, before aspirating as much agarose as possible until only a thin agarose film remains. When the agarose has solidified, use a paintbrush to carefully pick and transfer the embryos onto the agarose film. Arrange them along the long axis of the slotted hole with their anterior-posterior axes aligned with the long axis of the slotted hole.To stabilize the embryos, carefully pipette one to two microliters of agarose into the gap between the embryos and the agarose film. When the agarose has solidified, slowly insert the cobweb holder with the mounted embryos into the image buffer filled sample chamber. To image the embryos, confirm that the cobweb holder is in a 45 degree position relative to the illumination and detection axes and in the transmission light channel, move the embryo into the center of the field of view.The cobweb holder should not be visible. Next, move the embryo with the micro translation stage in Z until the mid plane of the embryo overlaps with the focal plane and the outline appear sharp. Without switching to the fluorescence channel, move the embryo 250 microns in both directions to specify the volume of view.If imaging along multiple directions is required, rotate the embryo appropriately, bring the embryo into focus and specify the volume of view as just demonstrated. Then, repeat this procedure for all of the other mounted embryos. When the volume of view has been specified for all of the embryos, define the fluorescence channel and time-lapse parameters and start the imaging process.For assays that lasts several days, consider covering the sample chamber opening at least partially to reduce evaporation. When the imaging assay has ended, carefully remove the cobweb holder from the sample chamber and use a small paintbrush to detach the embryos from the agarose film and to place the embryos onto an appropriately labeled microscope slide. Place the slide into a retrieval dish for incubation under the appropriate standard rearing conditions.As the hatching time point approaches, check the retrieval dishes frequently and transfer any hatched larvae to individual wells of a 24-well plate. Fill the Wells halfway with the appropriate growth medium, then incubate the larvae under the appropriate standard rearing conditions. When the observed individuals reach adulthood, provide suitable mating partners and check for progeny after several days.In this video, the fluorescent signal dynamics of three embryos derived from different transgenic Drosophila lines over a period of about one day can be observed. A similar fluorescence pattern was expected since all of the lines expressed nuclear localized EGFP under the control of presumably ubiquitous and constituently active promoters. Comparative live imaging results, however, revealed strong spatial temporal differences in the expression patterns that were not secondary effects due to ambient variance.In this analysis of three Tribolium embryos carrying the same piggyback based transgene. Comparative live imaging results of the serosa window closure process during gastrulation suggest that the second sub-line provides a remarkably stronger overall signal than the other two sublines. As these data indicate, the genomic context may also have a strong influence on the expression level of transgenes in Tribolium.Our approach is well suited for analyzing knockdown and knockout phenotypes, as it allows wild type control embryos to be imaged simultaneously. Our protocol can also be used to compare the morphogenesis of two or more insect species. And thus, gain deeper insights into the evolution of development.

Research

JoVE Journal

Biology

Two-photon axotomy and time-lapse confocal imaging in live zebrafish embryos

Två-foton axotomy och Time-lapse konfokala imaging i levande zebrafisk embryon

Zebrafish have long been utilized to study the cellular and molecular mechanisms of development by time-lapse imaging of the living transparent embryo.  ...

Time-lapse Imaging of Mitosis After siRNA Transfection

Time-lapse avbildning av Mitos Efter siRNA Transfektion

Changes in cellular organization and chromosome dynamics that occur during mitosis are tightly coordinated to ensure accurate inheritance of genomic and ...

Transplantation of GFP-expressing Blastomeres for Live Imaging of Retinal and Brain Development in Chimeric Zebrafish Embryos

Transplantation av GFP-uttryckande blastomerer för Live avbildning av näthinnan och hjärnans utveckling hos chimära Zebrafish embryon

Cells change extensively in their locations and property during embryogenesis. These changes are regulated by the interactions between the cells and their ...

Monitoring Plasmid Replication in Live Mammalian Cells over Multiple Generations by Fluorescence Microscopy

Övervakning plasmidreplikation i Live däggdjursceller över flera generationer genom fluorescensmikroskopi

Few naturally-occurring plasmids are maintained in mammalian cells.  Among these are genomes of gamma-herpesviruses, including Epstein-Barr virus  (EBV) ...

Simultaneous Multicolor Imaging of Biological Structures with Fluorescence Photoactivation Localization Microscopy

Samtidig Multicolor avbildning av biologiska strukturer med fluorescens Fotoaktivering Lokalisering Mikroskopi

Localization-based super resolution microscopy can be applied to obtain a spatial map (image) of the distribution of individual fluorescently labeled ...

Multilayer Mounting for Long-term Light Sheet Microscopy of Zebrafish

Multilayer Montering för Långsiktigt Ljus ark Mikroskopi av Zebrafish

Light sheet microscopy is the ideal imaging technique to study zebrafish embryonic development. Due to minimal photo-toxicity and bleaching, it is ...

Setting Up a Simple Light Sheet Microscope for In Toto Imaging of C. elegans Development

Setting Up a Simple Light Sheet Microscope for In Toto Imaging of C. elegans Development

Ställa in en enkel ljus Sheet Mikroskop för<em&gt; I Toto</em&gt; Imaging av<em&gt; C. elegans</em&gt; Utveckling

Fast and low phototoxic imaging techniques are pre-requisite to study the development of organisms in toto. Light sheet based microscopy reduces ...

Semi-automated Imaging of Tissue-specific Fluorescence in Zebrafish Embryos

Semi-automatisk avbildning av vävnad-specifika fluorescens i Zebrafish embryon

Zebrafish embryos are a powerful tool for large-scale screening of small molecules. Transgenic zebrafish that express fluorescent reporter proteins are ...

In Vivo 4-Dimensional Tracking of Hematopoietic Stem and Progenitor Cells in Adult Mouse Calvarial Bone Marrow

In Vivo 4-Dimensional Tracking of Hematopoietic Stem and Progenitor Cells in Adult Mouse Calvarial Bone Marrow

In Vivo 4-Dimensional Spårning av Hematopoietic Stem och stamceller i vuxen mus calvarial Benmärg

Through a delicate balance between quiescence and proliferation, self renewal and production of differentiated progeny, hematopoietic stem cells (HSCs) ...

Light Sheet Fluorescence Microscopy of Plant Roots Growing on the Surface of a Gel

Ljus Sheet fluorescensmikroskopi av växtrötter som växer på ytan av en gel

One of the key questions in understanding plant development is how single cells behave in a larger context of the tissue. Therefore, it requires the ...