Name: assessing whole-body lipid-handling capacity in mice
Uploaded: 2020-11-24T14:00:00
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Ce travail est soutenu par les National Institutes of Health (NIH), subvention R00-DK114498, et le Département de l’agriculture des États-Unis (USDA), subvention CRIS: 3092-51000-062 à Y. Z.

Les animaux sont logés dans des conditions normalisées selon des protocoles de soins et d’expérimentation approuvés par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux du Baylor College of Medicine (BCM). Les animaux sont nourris avec un régime alimentaire standard ou spécial, de l’eau ad libitum, et gardés avec un cycle jour/nuit de 12 heures.
1. Mesure des lipides sériques à jeun
<ol><li>Transférer les souris dans une nouvelle cage après 17 heures et rapide...

<ol>
	<li>Dixon, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+of+chylomicron+uptake+into+lacteals.">Mechanisms of chylomicron uptake into lacteals.</a> Annals of the New York Academy of Sciences. 1207, 52-57 (2010).</li><li>Nuno, J., de Oya, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lipoprotein+lipase:+review.">Lipoprotein lipase: review.</a> Revista Cl&#237;nica Espa&#241;ola. 170 (3-4), 83-87 (1983).</li><li>Williams, K. 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Presentation of a new animal model and mechanistic studies in human Apo A-I transgenic and control mice.</a> Journal of Clinical Investigation. 91 (4), 1665-1671 (1993).</li><li>Hogarth, C. A., Roy, A., Ebert, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genomic+evidence+for+the+absence+of+a+functional+cholesteryl+ester+transfer+protein+gene+in+mice+and+rats.">Genomic evidence for the absence of a functional cholesteryl ester transfer protein gene in mice and rats.</a> Comparative Biochemistry and Physiology - Part B: Biochemistry &amp; Molecular Biology. 135 (2), 219-229 (2003).</li><li>Tall, A. 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K., Singh, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Triglyceride+and+cardiovascular+risk:+A+critical+appraisal.">Triglyceride and cardiovascular risk: A critical appraisal.</a> Indian Journal of Endocrinology and Metabolism. 20 (4), 418-428 (2016).</li><li>Miller, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Triglycerides+and+cardiovascular+disease:+a+scientific+statement+from+the+American+Heart+Association.">Triglycerides and cardiovascular disease: a scientific statement from the American Heart Association.</a> Circulation. 123 (20), 2292-2333 (2011).</li><li>Dron, J. S., Hegele, R. 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F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beta+3-adrenoceptor+agonists+as+anti-diabetic+and+anti-obesity+drugs+in+humans.">Beta 3-adrenoceptor agonists as anti-diabetic and anti-obesity drugs in humans.</a> Current Pharmaceutical Design. 7 (14), 1433-1449 (2001).</li><li>Braun, K., Oeckl, J., Westermeier, J., Li, Y., Klingenspor, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-adrenergic+control+of+lipolysis+and+thermogenesis+in+adipose+tissues.">Non-adrenergic control of lipolysis and thermogenesis in adipose tissues.</a> Journal of Experimental Biology. 221, (2018).</li></ol>

Les trois tests décrits fonctionnent de manière robuste en laboratoire, avec quelques considérations critiques. Le jeûne nocturne est nécessaire pour déterminer les taux sériques de lipides à jeun et le test de tolérance intralipidique orale. Pour le test de tolérance intralipidique orale, il est essentiel de faire tourner le sang à température ambiante pour minimiser la formation d’une couche de graisse, en particulier aux points de temps de 1 et 2 heures; il est important de ne pas jeter cette couche de g...

Les glucides et les lipides sont deux substrats majeurs pour le métabolisme énergétique. Le métabolisme aberrant des lipides entraîne de nombreuses maladies humaines, y compris le diabète de type II, les maladies cardiovasculaires, les maladies du foie gras et les cancers. Les lipides alimentaires, principalement les triglycérides, sont absorbés par l’intestin dans le système lymphatique et pénètrent dans la circulation veineuse dans les chylomicrons près du cœur1. Les lipides sont transportés par des particules de lipoprotéines dans la circulation sanguine, où les fractions d’acides gras sont libérées par l’action de la lipoprotéine lipase au niveau des organes périphériques tels que les muscles et le tissu adipeux2. Les particules restantes riches en cholestérol restantes sont éliminées par le foie3. Les souris ont été largement utilisées en laboratoire comme modèle de recherche pour étudier le métabolisme des lipides. Avec des outils génétiques complets disponibles et un cycle de reproduction relativement court, ils constituent un modèle puissant pour étudier comment les lipides sont absorbés, synthétisés et métabolisés.
En raison de la complexité du métabolisme des lipides, des études lipidomiques sophistiquées ou des études de traceurs isotopiques sont généralement utilisées pour quantifier des collections d’espèces lipidiques ou des flux métaboliques et des destins liés aux lipides4,5. Cela crée un énorme défi pour les chercheurs sans équipement ou expertise spécialisés. Dans cet article, nous présentons trois tests qui peuvent servir de tests initiaux avant que des techniques techniquement difficiles ne soient utilisées. Ce sont des procédures non terminales pour les souris, et donc très utiles pour identifier les différences potentielles dans la capacité de manipulation des lipides et réduire les processus affectés.
Tout d’abord, la mesure des molécules lipidiques sériques à jeun peut aider à déterminer le profil lipidique global d’une souris. Les souris doivent être à jeun, car de nombreuses espèces lipidiques augmentent après les repas et l’ampleur de l’augmentation est fortement affectée par la composition du régime alimentaire. De nombreuses molécules lipidiques, y compris le cholestérol total, les triglycérides et les acides gras non estérifiés (NEFA), peuvent être mesurées à l’aide d’un kit commercial et d’un lecteur de plaques pouvant lire l’absorbance.
Deuxièmement, un test de tolérance aux intralipides par voie orale évalue la capacité de manipulation des lipides en tant qu’effet net de l’absorption et du métabolisme. Un intralipide administré par voie orale provoque un pic dans les taux de triglycérides circulants (1 à 2 heures), après quoi les taux sériques de triglycérides reviennent aux niveaux basaux (4 à 6 heures). Ce test offre des informations sur la façon dont une souris peut gérer les lipides exogènes. Le cœur, le foie et le tissu adipeux brun sont des consommateurs actifs de triglycérides, tandis que le tissu adipeux blanc le stocke comme réserve d’énergie. Les changements dans ces fonctions entraîneront des différences dans les résultats des tests.
Enfin, favoriser la lipolyse pour mobiliser les lipides stockés est considéré comme une stratégie possible pour perdre du poids. La voie de signalisation du récepteur β3-adrénergique dans le tissu adipeux joue un rôle important dans la lipolyse adipocytaire, et la génétique humaine a identifié un polymorphisme de perte de fonction Trp64Arg dans le récepteur β3-adrénergique corrélé à l’obésité6. CL 316,243, un agoniste spécifique et puissant des récepteurs β3-adrénergiques, stimule la lipolyse du tissu adipeux et la libération de glycérol. L’évaluation de la réponse d’une souris au CL 316 243 peut fournir des informations précieuses sur le développement, l’amélioration et la compréhension de l’efficacité du composé.
Collectivement, ces tests peuvent être utilisés comme un dépistage initial des changements dans l’état métabolique lipidique des souris. Ils sont choisis pour l’accessibilité des instruments et des réactifs. Avec les résultats dérivés de ces tests, les chercheurs peuvent se faire une idée globale de la capacité métabolique de leurs animaux et décider d’approches plus sophistiquées et ciblées.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>20% Intralipid</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>I141</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD Slip Tip Sterile Syringes 1ml</td>
			<td>Shaotong</td>
			<td>B07F1KRMYN</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CL 316,243 Hydrate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C5976</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved Feeding Needles (18 Gauge)</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>FNC-18-2-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Free Glycerol Reagent</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>F6428</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycerol Standard Solution</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G7793</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HR SERIES NEFA-HR(2)COLOR REAGENT A</td>
			<td>Fujifilm Wako Diagnostics</td>
			<td>999-34691</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HR SERIES NEFA-HR(2)COLOR REAGENT B</td>
			<td>Fujifilm Wako Diagnostics</td>
			<td>991-34891</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HR SERIES NEFA-HR(2)SOLVENT A</td>
			<td>Fujifilm Wako Diagnostics</td>
			<td>995-34791</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HR SERIES NEFA-HR(2)SOLVENT B</td>
			<td>Fujifilm Wako Diagnostics</td>
			<td>993-35191</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine</td>
			<td>Vedco</td>
			<td>50989-161-06</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Matrix Plus Chemistry Reference Kit</td>
			<td>Verichem</td>
			<td>9500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Centrifuge Tubes</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-222-168</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microhematrocrit Capillary Tube, Not Heparanized</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-362-574</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NEFA STANDARD SOLUTION</td>
			<td>Fujifilm Wako Diagnostics</td>
			<td>276-76491</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate Buffered Saline</td>
			<td>Boston Bioproducts</td>
			<td>BM-220</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermo Scientific Triglycerides Reagent</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>TR22421</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Total Cholesterol Reagents</td>
			<td>Thermo Scientifi</td>
			<td>TR13421</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine</td>
			<td>Henry Schein</td>
			<td>11695-4022-1</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

assessing whole-body lipid-handling capacity in mice

L’évaluation du métabolisme des lipides est une pierre angulaire de l’évaluation de la fonction métabolique et est considérée comme essentielle pour les études in vivo sur le métabolisme. Les lipides sont une classe de nombreuses molécules différentes avec de nombreuses voies impliquées dans leur synthèse et leur métabolisme. Un point de départ pour évaluer l’hémostase lipidique pour la recherche sur la nutrition et l’obésité est nécessaire. Cet article décrit trois méthodes faciles et accessibles qui nécessitent peu d’expertise ou de pratique pour être maîtrisées, et qui peuvent être adaptées par la plupart des laboratoires pour dépister les anomalies du métabolisme des lipides chez la souris. Ces méthodes sont (1) la mesure de plusieurs molécules lipidiques sériques à jeun à l’aide de kits commerciaux (2) le dosage de la capacité de manipulation des lipides alimentaires par un test de tolérance intralipidique par voie orale, et (3) l’évaluation de la réponse à un composé pharmaceutique, CL 316,243, chez la souris. Ensemble, ces méthodes fourniront un aperçu de haut niveau de la capacité de manipulation des lipides chez la souris.

Nous montrons avec trois extraits que chaque test offre des informations précieuses sur le métabolisme lipidique des souris. Pour les souris mâles C57BL/6J, confrontées à huit semaines d’alimentation riche en graisses (HFD) à partir de l’âge de huit semaines, les taux de cholestérol total étaient significativement élevés, tandis que les triglyycérides sériques et les NEFA ne l’étaient pas(tableau 1),ce qui suggère que les triglycérides et les NEFA dans le sang ne sont pas principale...

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Assessing Whole-Body Lipid-Handling Capacity in Mice

Cet article fournit trois tests faciles et accessibles pour évaluer le métabolisme des lipides chez la souris.

Évaluation de la capacité de manipulation des lipides du corps entier chez la souris

Assessing lipid metabolism is a cornerstone of evaluating metabolic function, and it is considered essential for in vivo metabolism studies. Lipids are a ...

Assessing lipid metabolism is a cornerstone of evaluating metabolic function and it is considered essential for in vivo metabolism studies. Due to the complexity of lipid metabolism, sophisticated lipidomic studies or isotopic tracer studies are usually used, creating a massive challenge for researchers without specialized equipment or expertise. This protocol demonstrates easy and accessible assays for assessing lipid metabolism in mice.Demonstrating the procedure will be Mingyang Huang, a research assistant from the Zhu laboratory. Begin by transferring mice to a new cage and fasting them overnight with free access to water per 16 hours before the experiment, which ensures complete emptying of the mice's gastrointestinal tracts. On the next morning, make a superficial incision in the tail vein of the mouse.And draw 25 microliters of blood from the incision into a glass capillary. Quickly blow the blood into a microcentrifuge tube. Stop the bleeding using septic powders, then refill the feed in the cage and make sure the mice show no signs of extreme stress.Perform the blood withdrawal on all mice. Allow the blood to clot by leaving it undisturbed at room temperature for one hour, then spin the clotted blood samples at 2000 x g at four degrees Celsius for 10 minutes in a refrigerated benchtop microcentrifuge. Collect the supernatant for lipid metabolite analysis.After 5:00 PM, weigh the mice to calculate the intralipid volume that will be given to them on the next day. Then, transfer them into a new cage and fast them overnight. On the next morning, mark the tales of the mice housed in one cage to help identify them in the subsequent bleeding steps.Make a nick in the tail vein and drop 15 microliters of blood from the incision into a glass capillary, and quickly blow the blood into a microcentrifuge tube for T 0 serum. Gavage mice with 20%intralipid using an 18 gauge gavage needle at a ratio of 15 microliters per gram of body weight using the pre-fasting body weight. Draw blood at 1, 2, 3, 4, 5, and 6 hours.Spin the blood samples at 2000 x g for 10 minutes in a microcentrifuge. Transfer the supernatant, including the floating fat layer to a PCR tube for storage. The supernatant can be stored at minus 20 degrees Celsius for several weeks until analysis.After the last blood collection, stop the bleeding using septic powders, refill the feed in the cage and make sure the mice show no signs of extreme stress. Load two microliters of triglyceride standard and collected supernatants into a 96-well plate. Add 200 microliters of triglyceride reagent and let the plate incubate for five minutes at 37 degrees Celsius for color development.Measure the absorbance at 500 nanometers with a reference wavelength of 660 nanometers in a plate reader and calculate the sample's concentration. In the morning, weigh the mice to calculate the amount of diluted CL 316, 243 compound solution needed for the experiment. Transfer the mice into a new cage with free access to water and fast them for four hours.Make enough 1X CL compound solution from the 50X stock that was prepared by dissolving five milligrams of CL 316, 243 powder in one milliliter sterile saline or PBS. Use sterile saline or PBS for the control treatment group. Filter through a Millipore 0.22 micron PES membrane filter unit to sterilize the solution.Mark the tales of the mice housed in the same cage for easy identification during the bleeding step. Make a nick in the tail vein and draw 15 microliters of blood from the incision into a glass capillary, then quickly flow the blood into a microcentrifuge tube for the T 0 sample. Inject diluted CL compound solution intraperitoneally at a volume of 10 microliters per gram of body weight.Use a maximum of five mice for each 60 minute experiment or 10 mice for a two person team. Draw blood at 5, 15, 30, and 60 minutes after the injection. After the last blood collection, stop the bleeding using septic powders, refill the feed in the cage, and make sure the mice show no signs of extreme stress.Spin the blood samples at 2000 x g at four degrees Celsius for five minutes in a refrigerated microcentrifuge, then transfer the supernatant to a PCR tube for storage. The supernatant can be stored at minus 20 degrees Celsius for several weeks until analysis. Load one microliter of 2X serially diluted glycerol standards and collected supernatants into a 96-well plate.Add 100 microliters of free glycerol reagent and let the plate incubate for five minutes at 37 degrees Celsius for the color to develop. Measure the absorbance at 540 nanometers using a laboratory plate reader and calculate the concentration of each sample. When C57BL6/J male mice were challenged by eight weeks of a high-fat diet, total cholesterol levels were significantly elevated.Meanwhile, serum triglyceride and NEFA were not, suggesting that triglyceride and NEFA in the blood are not predominantly influenced by chronic high-fat diet challenge. In the second cohort of mice, substrains of C57BL6 were fed the high-fat diet for eight weeks starting at eight weeks of age. Their serum triglyceride levels were compared after an oral intralipid challenge.The 6/J substrain had a significantly higher peak compared to the 6/N substrain, indicating an enhanced absorption or a much slower triglyceride clearance. For eight week old C57BL6/J mice fed on normal chow, a single CL 316, 243 treatment led to a significant increase in serum glycerol. However, daily intraperitoneal pretreatment of mice with CL compound for one week led to a blunted reaction to the CL compound treatment, suggesting a quick development of resistance to the compound.Simplicity is both the power and weakness of this protocol. It does not impose a significant technical hurdle on experimenters, but the results need careful interpretation. Measurement of a specific lipid molecule by mass spectrometry or more comprehensive lipidomics should be performed for followup studies.An isotope tracing technique is usually used to understand the flux of lipid metabolism.

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