Name: covalent labeling with diethylpyrocarbonate for studying protein higher-order structure by mass spectrometry
Uploaded: 2021-06-15T14:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Covalent Labeling with Diethylpyrocarbonate for Studying Protein Higher-Order Structure by Mass Spectrometry at JoVE.com

Forfatterne anerkender støtte fra National Institutes of Health (NIH) under Grant R01 GM075092. Thermo Orbitrap Fusion massespektrometer bruges til at erhverve nogle af de data, der er beskrevet her blev erhvervet med midler fra National Institutes of Health tilskud S10OD010645.

1. Protein og reagenspræparat
BEMÆRK: Denne protokol indeholder et eksempel på en arbejdsgang til mærkning af et protein med DEPC. Nogle af de anførte betingelser og reagenskoncentrationer kan variere afhængigt af det valgte protein.
<ol><li>Forbered alle reagensopløsninger i 1,5 mL mikrocentrifugerør.</li>
	<li>Der fremstilles en proteinopløsning med den ønskede koncentration, normalt i intervallet μM, i en 10 mM 3-(N-morpholino)propansulfonsyrebuffer (MOPS) ved pH 7.4. Alternati...

Kritiske trin Flere punkter vedrørende eksperimentelt design bør overvejes for at sikre pålidelige mærkningsresultater. For det første er det for at maksimere proteinmærkning nødvendigt at undgå buffere med stærkt nukleofile grupper (f.eks. Tris), fordi de kan reagere med DEPC og sænke omfanget af mærkning. Det er også tænkeligt, at sådanne buffere kan reagere med mærkede restkoncentrationer, hvilket medfører fjernelse af etiketten og dermed tab af strukturelle oplysninger. Vi anbefaler MOPS s...

Proteiner er essentielle biomolekyler i stort set alle fysiologiske processer. De mange forskellige funktioner, som proteiner udfører, er mulige på grund af de strukturer, de vedtager, og de interaktioner, de har med andre biomolekyler. For at forstå proteinfunktionen på et dybere niveau er biokemiske og biofysiske værktøjer nødvendige for at belyse disse vigtige strukturelle træk og interaktioner. Traditionelt har røntgenkrystallografi, kryogen elektronmikroskopi og nuklear magnetisk resonansspektroskopi (NMR) givet den ønskede detaljeringsgrad på atomniveau for at afsløre proteinstrukturen. Men, talrige protein-systemer kan ikke afhøres af disse teknikker på grund af dårlig krystallisering adfærd, begrænset protein tilgængelighed, overdreven prøve heterogenitet, eller molekylær vægt begrænsninger. Derfor er der opstået nyere analysemetoder, der overvinder disse begrænsninger. Blandt de nye teknikker, der kan give protein strukturelle oplysninger er massespektrometri.
Massespektrometri (MS) måler et molekyles masse-til-ladning (m/z) forhold, så protein højere orden strukturelle oplysninger skal opnås ved kodning de ønskede strukturelle oplysninger i massen af proteinet. Der er udviklet flere metoder til indkode disse oplysninger, herunder udveksling af hydrogendeuterium (HDX)1,2,3,4, kemisk krydsning (XL)5,6og kovalent mærkning (CL)7,8,9,10. I HDX udveksles rygrad midt i brinter af lidt mere massive deuterier til priser, der afhænger af tilgængeligheden af opløsningsmidler og H-bindingsgraden. Omfanget af HDX kan lokaliseres ved hurtigt at fordøje proteinet i peptidfragmenter, før disse fragmenter adskilles og måles ved massespektrometeret eller ved at adskille proteinet i et top-down-eksperiment. Fastsættelsen af valutakursen giver yderligere indsigt i proteindynamik. HDX har vist sig at være et værdifuldt værktøj til at karakterisere proteinstruktur på trods af udfordringer forbundet med rygudveksling og behovet for specialiseret udstyr for at maksimere reproducerbarheden. I XL-MS reageres proteiner med bifunktionelle reagenser, der kovalent forbinder tilstødende restsidekæder med et givet protein eller mellem to proteiner. Dermed kan XL-MS give afstandsbegrænsninger, der kan bruges til at karakterisere proteinstrukturen. De regioner af proteinet, der er krydsbundet, kan identificeres ved proteolytisk fordøjelse efterfulgt af væskekromatografi (LC)-MS-analyse. Mens XL-MS er et alsidigt værktøj, der er blevet brugt til at studere en række proteinkomplekser, herunder inde i celler, er identifikation af XL-produkterne udfordrende og kræver specialiseret software.
CL-MS har for nylig vist sig som et supplerende og undertiden alternativt MS-baseret værktøj til at studere proteinstruktur og interaktioner. I CL-MS modificeres et protein- eller proteinkompleks kovalent med et monofunktionelt reagens, der kan reagere med opløsningsmiddeludsatte sidekæder (Figur 1). Ved at sammenligne modifikationsudvidelserne af et protein- eller proteinkompleks under forskellige forhold kan kropsbygningsændringer, bindingssteder og proteinproteingrænseflader afsløres. Efter CL-reaktionen kan stedsspecifikke oplysninger, ofte på enkelt aminosyreniveau, opnås ved hjælp af typiske bottom-up proteomics-arbejdsgange, hvor proteiner fordøjes proteolytisk, peptidfragmenter adskilles af LC, og modificerede steder identificeres ved hjælp af tandem MS (MS / MS). Den rige historie biokonjugat kemi har gjort mange reagenser til rådighed for CL-MS eksperimenter. CL-reagenser kan inddeles i to generelle kategorier: i) specifikke og ii) ikke-specifikke. Specifikke reagenser reagerer med en enkelt funktionel gruppe (f.eks. frie aminer)8,10 og er lette at implementere, men de har tendens til at give begrænsede strukturelle oplysninger. Ikke-specifikke reagenser reagerer med en bred vifte af sidekæder, men kræver ofte specialiseret udstyr såsom lasere eller synkrotronkilder til at producere disse meget reaktive arter. Hydroxylradikaler er de mest almindeligt anvendte ikke-specifikke reagenser, der er anvendt i hydroxylradikale fodaftryk (HRF)7,11,12,13 forsøg med at studere en bred vifte af proteiner og proteinkomplekser under forskellige forhold.
Vores forskningsgruppe har med succes brugt en anden relativt ikke-specifik reagens kaldet diethylpyrocarbonat (DEPC) til at studere proteinstruktur og interaktioner i forbindelse med CL-MS-eksperimenter14,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24,25. DEPC tilbyder enkelheden af specifikke mærkningsreagenser (dvs. intet specialiseret udstyr er nødvendigt for at udføre reaktionerne), mens det reagerer med op til 30% af aminosyrer i det gennemsnitlige protein. Som et meget elektrofilt reagens er DEPC i stand til at reagere med N-endestationen og de nukleofile sidekæder af cystein, histidin, lysin, tyrosin, serin og threoninerester. Typisk genereres et enkelt produkt af disse reaktioner, hvilket resulterer i en masseforøgelse på 72,02 Da. Denne enkelt type produkt står i kontrast til de op til 55 forskellige produkter, der kan produceres, når proteiner reagerer med hydroxylradikaler7. En sådan simpel kemi letter identifikationen af mærkede steder.
Her leverer vi protokoller til brug af DEPC-baseret CL-MS til at studere proteinstruktur og interaktioner. Detaljer i forbindelse med reagenspræparat, DEPC-proteinreaktioner, protein fordøjelsesforhold, LC-MS og MS / MS parametre, og dataanalyse er beskrevet. Vi demonstrerer også nytten af DEPC-mærkning ved at give eksempelresultater fra protein-metal, protein-ligand og proteinproteininteraktioner samt proteiner, der gennemgår strukturelle ændringer ved opvarmning.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>1.5 mL microcentrifuge tube</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>3448</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-(N-morpholino)propanesulfonic acid</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>M1254</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-(N-morpholino)propanesulfonic acid sodium salt</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>M9381</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acclaim PepMap RSLC C18 Column</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>164537</td>
			<td>300 &#956;m x 15 cm, C18, 2 &#956;m, 100 A</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acetonitrile</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>A998-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diethylpyrocarbonate</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>D5758</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HPLC-grade water</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>W5-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Imidazole</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>I5513</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Immobilized chymotrypsin</td>
			<td>ProteoChem</td>
			<td>g4105</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Immobilized trypsin, TPCK Treated</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>20230</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iodoacetamide</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>I1149</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tris(2-carboxyethyl)phosphine</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>C4706</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

covalent labeling with diethylpyrocarbonate for studying protein higher-order structure by mass spectrometry

Karakterisere et protein's højere orden struktur er afgørende for at forstå dens funktion. Massespektrometri (MS) har vist sig at være et effektivt værktøj til dette formål, især for proteinsystemer, der er vanskelige at studere efter traditionelle metoder. For at studere et proteins struktur ved MS udføres specifikke kemiske reaktioner i opløsning, der koder et proteins strukturelle oplysninger i dets masse. En særlig effektiv tilgang er at anvende reagenser, der kovalent ændrer opløsningsmiddeltilgængelige aminosyrekæder. Disse reaktioner fører til masseforøgelser, der kan lokaliseres med opløsning på restniveau, når de kombineres med proteolytisk fordøjelse og tandemmassespektrometri. Her beskriver vi de protokoller, der er forbundet med brug af diethylpyrocarbonat (DEPC) som et kovalent mærkningsreagens sammen med MS-detektion. DEPC er et meget elektrofilt molekyle, der er i stand til at mærke op til 30% af resterne i det gennemsnitlige protein og derved give fremragende strukturel opløsning. DEPC er med succes blevet anvendt sammen med medlemsstaterne til at indhente strukturelle oplysninger om små enkeltdomæneproteiner, såsom β2-mikroglobulin, til store multidomæneproteiner, såsom monoklonale antistoffer.

Identifikation af DEPC-ændringssteder og ændringsprocenter Massetilsætning på grund af kovalent mærkning kan måles ved (a) intakt protein og (b) peptidniveauer8,9. På intakt niveau kan der opnås en fordeling af proteinarter med forskellige antal etiketter fra direkte analyse eller LC-MS af mærkede proteinprøver. For at opnå strukturelle oplysninger med højere opløsning (dvs. stedspecifikke mærkningsdata) skal målingerne udføres på pep...

Watch this Scientific Journal Video about Covalent Labeling with Diethylpyrocarbonate for Studying Protein Higher-Order Structure by Mass Spectrometry at JoVE.com

Covalent Labeling with Diethylpyrocarbonate for Studying Protein Higher-Order Structure by Mass Spectrometry

De eksperimentelle procedurer for udførelse af diethylpyrocarbonatbaseret kovalent mærkning med massespektrometrisk detektion er beskrevet. Diethylpyrocarbonat blandes simpelthen med det protein- eller proteinkompleks af interesse, hvilket fører til modifikation af opløsningsmiddeltilgængelige aminosyrerester. De modificerede restkoncentrationer kan identificeres efter proteolytisk fordøjelse og analyse af flydende kromatografi/massespektrometri.

Kovalent mærkning med Diethylpyrocarbonat til at studere protein højere ordensstruktur ved massespektrometri

Characterizing a protein&#39;s higher-order structure is essential for understanding its function. Mass spectrometry (MS) has emerged as a powerful tool ...

Karakterisere en proteinstruktur er afgørende for at forstå dens funktion. Massespektrometri har vist sig at være et kraftfuldt værktøj til dette formål, især for proteinsystemer, der er vanskelige at studere ved traditionelle metoder. For at studere en proteinstruktur ved masse spec udføres specifikke kemiske reaktioner i opløsning, der koder et protein strukturel information i sin masse.En særlig effektiv tilgang er at bruge reagenser, der kovalent ændrer løse tilgængelige aminosyrer sidekæder. Disse reaktioner fører til masseforøgelser, der kan lokaliseres med opløsning af restkoncentrationer, når de kombineres med proteolytisk fordøjelse og tandemmassespektrometri. Her beskrev vi de protokoller, der er forbundet med brug af diethyl pyrocarbonat eller DEPC som et kovalent mærkningsreagens sammen med massespecifikationsdetektering.DEPC er et meget elektrofilt molekyle, der er i stand til at mærke op til 30% af resterne i det gennemsnitlige protein og derved give fremragende strukturel opløsning. DEPC er med succes blevet anvendt sammen med massespecifikationer for at opnå strukturel information for mange forskellige proteiner. Start med at forberede en buffered opløsning af dit protein af interesse i en koncentration i intervallet af snesevis af mikromolar.Vi bruger normalt en 10 millimolar pH 7,4 MOPS buffer. Alternativt kan en eksisterende proteinopløsning være bufferudveksling til MOPS eller en anden buffer, hvis den oprindelige prøve indeholder en buffer, der har nukleofile funktionelle grupper. Det er nødvendigt, at bufferen ikke har nukleofile funktionelle grupper, fordi de vil forstyrre DEPC proteinreaktionen.I et andet mikrorør skal du forberede en lageropløsning på 100 millimolar DEPC i tør acetonitrif. Det er nødvendigt at forberede stamopløsningen i tør acetonontril for at forhindre hydrolyse af DEPC. I et nyt mikrorør skal du forberede opløsningen af en molar imidazol i HPLC-kvalitet vand.I et nyt mikrorør blandes MOPS buffer og proteinopløsning. Til protein og buffer tilsættes en aliquot af DEPC-stamopløsningen, og sørg for, at den blandes korrekt, før reaktionsblandingen placeres i et 37 grader Celsius vandbad i et minut. Mængden af den DEPC-stamopløsning, der anvendes, bør vælges på grundlag af det endelige DEPC-proteinkoncentrationsforhold, der ønskes.Der er ingen sæt DEPC og proteinkoncentrationer, der vil arbejde med hvert protein, selvom den optimale DEPC-koncentration kan estimeres baseret på antallet af opløsningsmiddeltilgængelige histidin- og lysinrester i proteinet. Det skal bemærkes, at mængden af acetonitrif, som faktisk er mængden af den tilsatte DEPC-opløsning, ikke må overstige 1% af det samlede reaktionsvolumen for at undgå forstyrrelse af proteinstrukturen under reaktionen. Reaktionstiden er i sidste ende op til brugeren, selv om en et minuts reaktion under eksemplet betingelse minimerer over mærkning af protein og hydrolyse af DEPC.Efter et minut er gået, slukke reaktionen ved at tilføje imidazol til at skyllevæske de resterende på reagerede DEPC. Sørg for, at den endelige koncentration af imidazol er 50 gange DEPC-koncentrationen. For at identificere de restkoncentrationer, der er blevet modificeret af DEPC, skal proteinet proteolytisk fordøjes i peptidfragmenter.For fordøjelsen skal du vælge forhold, der er modtagelige for protein af interesse. Fælles skridt, der er beskrevet her, involverer udfoldelse af protein og derefter reduktion og alkylering af disulfidbindinger, så fordøjelseseffektiviteten kan forbedres. Det er vores erfaring, udfolder proteinet med en denaturant og varme før fordøjelsen forbedrer effektiviteten af fordøjelsen.Mens protein udfoldes, sammenlignes opløsninger af TCEP og iodoacetamid i en passende fordøjelsesbuffer. TCEP bør anvendes som reduktionsmiddel i stedet for dithiothreitol eller DTT, fordi DTT kan reagere med DEPC-modificerede rester. Alkylering af de resulterende filer efter reduktion er afgørende for at undgå etiket scrambling, hvor frie filer og proteinet reagerer med modificerede aminosyrer.Når udfoldelsestrinnet er afsluttet, skal du reducere disulfidbindinger ved at tilføje TCEP til reaktionsblandingen og lade den reagere i tre minutter ved stuetemperatur. Efter reduktion tilsættes iodoacetamid til reaktionsblandingen, lad den reagere i 30 minutter ved stuetemperatur i mørke. Opnås her ved at placere reaktionsblandingen i en kasse.Den endelige koncentration af iodoacetamid bør være dobbelt så stor som den koncentration, der anvendes til TCEP, eller 80 gange proteinkoncentrationen eller disulfidbindingen. Forbered enzym af interesse, normalt trypsin eller chymotrypsin i henhold til producentens specifikationer. Efter at have forberedt det valgte enzym, skal du begynde fordøjelsen og inkubere reaktionsblandingen ved 37 grader Celsius.Et 10:1 protein til enzymforhold med en tre timers fordøjelse ved hjælp af immobiliserede enzymer er typisk et godt valg for DEPC-mærkede proteiner. Efter fordøjelsen skal prøven enten straks analyseres af LC-MS/MS eller flashfryses med flydende nitrogen for at minimere nedbrydningen af prøven og etikettabet. Standard LC-MS/MS-parametre for proteomics nederst oppefra og op kan bruges til at identificere mærkede steder på de proteolytiske peptidfragmenter.Den omvendte fase C18 stationære fase bør anvendes til at opnå den bedste adskillelse af peptider. Det er vores erfaring, at kapillær LC giver mere pålidelige kvantitative oplysninger om modifikationsniveauer end nano LC på grund af de højere anvendte prøvemængder. En typisk LC mobilfase, der bruges til at adskille DEPC-mærkede peptider, består af to opløsningsmidler.Opløsningsmiddel A er vand med 0,1% myresyre og opløsningsmiddel B er en acetonær med 0,1% myresyre. Der anvendes en gradueringsudvation, og separationstiden kan optimeres baseret på stikprøvekompleksitet. Der kræves et massespektrometer, der er i stand til at udføre online LC-MS og MS/MS, for at identificere DEPC-modifikationssteder på peptider.I vores eksperimenter har vi med succes brugt flere typer massespektrometre. Vi har konstateret, at en Thermo Orbitrap Fusion giver fremragende resultater, selv om enhver masse spektrometer i stand til automatisk at udføre MS / MS af mange peptider i løbet af en LC-MS analyse bør være egnet. HPLC-betingelser og massespektrometriske parametre bør indstilles korrekt inden målingen.Hvis prøven er blevet flashfrosset, skal den optøs lige før analyse. Prøv dit bedste for at minimere tiden mellem prøveforberedelse og HPLC-injektion. Indlæs og injicer den fordøjede mærkede proteinprøve i LC-systemet, og start LC-MS/MS-anskaffelsen eller identifikationen af DEPC-mærkningsstedet og kvantificeringen af toparealet, og der findes flere metoder.På Thermo Fisher instrumenter, excalibur eller proteome opdageren måske brugt. Angiv de relevante parametre for peptididentifikation i et program. DEPC-tilsætning og carbamidthylering er inkluderet som variable ændringer, der hjælper rester eller tildeles.Kromatografiske topområder af modificerede og uændrede versioner af peptider anvendes til at bestemme ændringsprocenter for restkoncentrationer. DEPC-mærkning med MS-detektion er også et værdifuldt værktøj til at karakterisere strukturelle ændringer af proteiner af højere orden. Fra vores undersøgelse kan DEPC-kovalent mærkning identificere specifikke proteinregioner, der undergår strukturelle ændringer ved termisk og oxidativ stress.I figuren vises signifikante ændringer i ændringsprocenter med blåt for faldet i mærkning og rød for stigningen i mærkningen, mens restkoncentrationer uden væsentlige mærkningsændringer vises i lysegrøn. For eksempel, efter beta-2 mikroglobulin er udsat for varme stress, mange rester, der gennemgår betydelige fald i mærkningen extents, N-terminus, serin 28, histidine 31, serine 33, serin 55, serine 57, og lysin 58 er tættere end den ene side af proteinet tyder på, at denne region af proteinet undergår en bekræftelsesændring eller eventuelt mediates aggregering. Efter at proteinet er udsat for oxidativ stress, forekommer forskellige rester med et fald i mærkningen, serin 11, histidin 13, lysin 19, lysin 41 og lysin 94 fra en klynge på en anden fase af proteinet, hvilket indikerer, at den oxidationsinducerede bekræftelsesændring sker andre steder.Denne undersøgelse har vigtige konsekvenser for proteinterapi, som i øjeblikket er det hurtigst voksende segment på lægemiddelmarkedet. Andet arbejde fra vores gruppe har også vist, at DEPC-kovalent mærkningsmassespecifikation kan opdage og identificere steder for bekræftelsesændringer i stresset monoklonal antistofterapi. Som du kan se, er kovalent mærkning med DEPC enkel at implementere eksperimentelt, men kan give værdifuld strukturel information til proteiner.Den strukturelle opløsning, som DEPC mærkning masse spec er beskeden sammenlignet med de teknikker som x-ray krystallografi og NMR, men det er modtageligt for næsten ethvert protein uanset dets størrelse eller evne til at blive krystalliseret. DEPC covalent mærkning masse spec virker også med protein blandinger og kan arbejde med meget komplicerede prøve typer, såsom celle lysat og det haCat celler. Efter at have set denne video er vi overbeviste om, at du finder DEPC-mærkning et nyttigt værktøj til at karakterisere proteinstruktur.

Research

JoVE Journal

Chemistry

Analyzing Protein Dynamics Using Hydrogen Exchange Mass Spectrometry

Analyserer Protein Dynamics hjælp af brint Exchange massespektrometri

All cellular processes depend on the functionality of proteins. Although the functionality of a given protein is the direct consequence of its unique ...

Improved In-gel Reductive &#946;-Elimination for Comprehensive O-linked and Sulfo-glycomics by Mass Spectrometry

Improved In-gel Reductive ÃƒÅ½Ã‚Â²-Elimination for Comprehensive O-linked and Sulfo-glycomics by Mass Spectrometry

Forbedret i-gel Reduktive β-Elimination for Omfattende O-bundne og sulfo-Glykobiologi ved massespektrometri

Separation of proteins by SDS-PAGE followed by in-gel proteolytic digestion of resolved protein bands has produced high-resolution proteomic analysis of ...

Mass Spectrometric Approaches to Study Protein Structure and Interactions in Lyophilized Powders

Massespektrometrisk Approaches at studere proteiners struktur og interaktioner i lyofiliserede pulvere

Amide hydrogen/deuterium exchange (ssHDX-MS) and side-chain photolytic labeling (ssPL-MS) followed by mass spectrometric analysis can be valuable for ...

A Study of the Complexation of Mercury(II) with Dicysteinyl Tetrapeptides by Electrospray Ionization Mass Spectrometry

A Study of the Complexation of MercuryII with Dicysteinyl Tetrapeptides by Electrospray Ionization Mass Spectrometry

En Undersøgelse af Kompleksdannelse af kviksølv (II) med Dicysteinyl Tetrapeptider af Elektrospraymassespektrometri ionisationsmassespektrometri

In this study we evaluated a method for the characterization of complexes, formed in different relative ratios of mercury(II) to dicysteinyl tetrapeptide, ...

Visualization of Ambient Mass Spectrometry with the Use of Schlieren Photography

Visualisering af Ambient massespektrometri med brug af Schlieren Photography

This manuscript outlines how to visualize mass spectrometry ambient ionization sources using schlieren photography. In order to properly optimize the mass ...

An HS-MRM Assay for the Quantification of Host-cell Proteins in Protein Biopharmaceuticals by Liquid Chromatography Ion Mobility QTOF Mass Spectrometry

En HS-MRM analyse til kvantificering af værts-celle proteiner i Protein Biopharmaceuticals af væskekromatografi Ion mobilitet QTOF massespektrometri

The analysis of low-level (1-100 ppm) protein impurities (e.g., host-cell proteins (HCPs)) in protein biotherapeutics is a challenging assay requiring ...

Real-time Breath Analysis by Using Secondary Nanoelectrospray Ionization Coupled to High Resolution Mass Spectrometry

Real-time ånde analyse ved hjælp af sekundære Nanoelectrospray ionisering koblet til høj opløsning massespektrometri

Exhaled volatile organic compounds (VOCs) have aroused considerable interest, since they can serve as biomarkers for disease diagnosis and environmental ...

Analyzing Protein Architectures and Protein-Ligand Complexes by Integrative Structural Mass Spectrometry

Analysere Protein arkitekturer og Protein-Ligand komplekser af Integrativ strukturelle massespektrometri

Proteins are an important class of biological macromolecules that play many key roles in cellular functions including gene expression, catalyzing ...

Capillary Electrophoresis Mass Spectrometry Approaches for Characterization of the Protein and Metabolite Corona Acquired by Nanomaterials

Kapillær elektroforese massespektrometri tilgange til karakterisering af protein og metabolit Corona erhvervet af nanomaterialer

The adsorption of biomolecules from surrounding biological matrices to the surface of nanomaterials (NMs) to form the corona has been of interest for the ...

Organic Solvent-Based Protein Precipitation for Robust Proteome Purification Ahead of Mass Spectrometry

Organisk opløsningsmiddelbaseret proteinudfældning til robust proteomrensning forud for massespektrometri

While multiple advances in mass spectrometry (MS) instruments have improved qualitative and quantitative proteome analysis, more reliable front-end ...