Name: in situ exploration of murine megakaryopoiesis using transmission electron microscopy
Uploaded: 2021-09-08T13:30:00
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Les auteurs tiennent à remercier Fabienne Proamer, Jean-Yves Rinckel, David Hoffmann, Monique Freund pour leur assistance technique. Ce travail a été soutenu par l’ARMESA (Association de Recherche et Développement en Médecine et Santé Publique), l’Union Européenne à travers le Fonds Européen de Développement Régional (FEDER) et par la Subvention ANR-17-CE14-0001-01 à H.d.S.

Toutes les expérimentations animales ont été réalisées conformément aux normes européennes 2010/63/UE et au Comité CREMEAS d’Éthique de l’Expérimentation Animale de l’Université de Strasbourg (Comité Régional d’Ethique en Matière d’Expérimentation Animale Strasbourg). Le protocole est schématiquement illustré à la figure 1.
1. Collecte et fixation de la moelle osseuse ( Figure 1A)
...

<ol>
	<li>Machlus, K. R., Italiano, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+incredible+journey:+From+megakaryocyte+development+to+platelet+formation.">The incredible journey: From megakaryocyte development to platelet formation.</a> The Journal of Cell Biology. 201 (6), 785-796 (2013).</li><li>Zucker-Franklin, D., Termin, C. S., Cooper, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structural+changes+in+the+megakaryocytes+of+patients+infected+with+the+human+immune+deficiency+virus+(HIV-1).">Structural changes in the megakaryocytes of patients infected with the human immune deficiency virus (HIV-1).</a> American Journal of Pathology. 134 (6), 9 (1989).</li><li>Eckly, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biogenesis+of+the+demarcation+membrane+system+(DMS)+in+megakaryocytes.">Biogenesis of the demarcation membrane system (DMS) in megakaryocytes.</a> Blood. 123 (6), 921-930 (2014).</li><li>Scandola, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+electron+microscopy+to+study+megakaryocytes.">Use of electron microscopy to study megakaryocytes.</a> Platelets. , 1-10 (2020).</li><li>Behnke, O., Forer, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+megakaryocytes+to+platelets:+platelet+morphogenesis+takes+place+in+the+bloodstream.">From megakaryocytes to platelets: platelet morphogenesis takes place in the bloodstream.</a> European Journal of Haematology. 60, 3-23 (2009).</li><li>Eckly, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+megakaryocyte+development+in+the+native+bone+marrow+environment.">Characterization of megakaryocyte development in the native bone marrow environment.</a> Platelets and Megakaryocytes. 788, 175-192 (2012).</li><li>Brown, E., Carlin, L. M., Nerlov, C., Lo Celso, C., Poole, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multiple+membrane+extrusion+sites+drive+megakaryocyte+migration+into+bone+marrow+blood+vessels.">Multiple membrane extrusion sites drive megakaryocyte migration into bone marrow blood vessels.</a> Life Science Alliance. 1 (2), 201800061 (2018).</li><li>Eckly, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Megakaryocytes+use+in+vivo+podosome-like+structures+working+collectively+to+penetrate+the+endothelial+barrier+of+bone+marrow+sinusoids.">Megakaryocytes use in vivo podosome-like structures working collectively to penetrate the endothelial barrier of bone marrow sinusoids.</a> Journal of Thrombosis and Haemostasis. , 15024 (2020).</li><li>Cramer, E. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrastructure+of+platelet+formation+by+human+megakaryocytes+cultured+with+the+Mpl+ligand.">Ultrastructure of platelet formation by human megakaryocytes cultured with the Mpl ligand.</a> Blood. 89 (7), 2336-2346 (1997).</li><li>Heijnen, H. F. G., Debili, N., Vainchencker, W., Breton-Gorius, J., Geuze, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multivesicular+Bodies+Are+an+Intermediate+Stage+in+the+Formation+of+Platelet+&#945;-Granules.">Multivesicular Bodies Are an Intermediate Stage in the Formation of Platelet &#945;-Granules.</a> Blood. 7 (7), 2313-2325 (1998).</li><li>Gupta, N., Jadhav, K., Shah, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Emperipolesis,+entosis+and+cell+cannibalism:+Demystifying+the+cloud.">Emperipolesis, entosis and cell cannibalism: Demystifying the cloud.</a> Journal of Oral and Maxillofacial Pathology. 21 (1), 92 (2017).</li><li>Centurione, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+and+pathologic+emperipolesis+of+neutrophils+within+megakaryocytes+associated+with+marrow+fibrosis+in+GATA-1low+mice.">Increased and pathologic emperipolesis of neutrophils within megakaryocytes associated with marrow fibrosis in GATA-1low mice.</a> Blood. 104 (12), 3573-3580 (2004).</li><li>Ellis, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+relationship+between+bone,+hemopoietic+stem+cells,+and+vasculature.">The relationship between bone, hemopoietic stem cells, and vasculature.</a> Blood. 118 (6), 1516-1524 (2011).</li><li>Bornert, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cytoskeletal-based+mechanisms+differently+regulate+in+vivo+and+in+vitro+proplatelet+formation.">Cytoskeletal-based mechanisms differently regulate in vivo and in vitro proplatelet formation.</a> Haematologica. , (2020).</li></ol>

L’examen direct des mégacaryocytes dans leur environnement natif est essentiel pour comprendre la mégacaryopoïèse et la formation de plaquettes. Dans ce manuscrit, nous fournissons une méthode de microscopie électronique à transmission combinant le rinçage de la moelle osseuse et la fixation par immersion, permettant de disséquer in situ les caractéristiques morphologiques de l’ensemble du processus de morphogenèse des mégacaryocytes se déroulant dans la moelle osseuse.
<p class="jove_conten...

Les mégacaryocytes sont de grandes cellules polyploïdes spécialisées, localisées dans la moelle osseuse, responsables de la production deplaquettes 1. Ils proviennent de cellules souches hématopoïétiques par un processus de maturation complexe, au cours duquel les précurseurs de mégacaryocytes augmentent progressivement en taille, tout en subissant d’importants changements morphologiques concomitants dans le cytoplasme et le noyau2. Au cours de la maturation, les mégacaryocytes développent un certain nombre d’éléments structurels distincts, notamment: un noyau polylobulé, des invaginations de la membrane de surface qui forment le système membranaire de démarcation (DMS), une zone périphérique dépourvue d’organites entourés par le réseau cytosquelette à base d’actine et de nombreux organites, notamment des granules de α, des granules denses, des lysosomes et de multiples complexes de Golgi. Au niveau ultrastructural, une modification majeure observée est la compartimentation cytoplasmique en régions discrètes délimitées par le DMS3. Cet approvisionnement important en membranes alimentera l’extension de longs processus cytoplasmiques dans la phase initiale de la production de plaquettes, qui se remodèleront ensuite en plaquettes à l’intérieur de la circulation. Tout défaut lors de la différenciation et de la maturation des mégacaryocytes peut affecter la production de plaquettes en termes de numération plaquettaire et / ou de fonction plaquettaire. 
La microscopie électronique à transmission à couche mince (TEM) est l’approche d’imagerie de choix depuis des décennies, fournissant une ultrastructure de haute qualité de mégacaryocytes qui ont façonné notre compréhension de la physiologie de la thrombopoïèse4,5. Cet article se concentre sur une méthode TEM standardisée permettant de capturer le processus de biogenèse plaquettaire se produisant in situ dans le microenvironnement natif de la moelle osseuse, qui pourrait également servir de base pour analyser tout type de cellule de moelle osseuse. Nous fournissons des exemples ultrastructuraux du développement de mégacaryocytes de immatures à complètement matures, qui étendent les processus cytoplasmiques dans la microcirculation des sinusoïdes6. Nous décrivons également une procédure facile pour quantifier les différentes étapes de maturation des mégacaryocytes, en donnant des instructions sur la régénération et la capacité de production plaquettaire de la moelle osseuse.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>2,4,6-Tri(dimethylaminomethyl)phenol (DMP-30)</td>
			<td>Ladd Research Industries, USA</td>
			<td>21310</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agarose type LM-3 Low Melting Point Agar</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences, USA</td>
			<td>1670-B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2 Calcium chloride hexahydrate</td>
			<td>Merck, Germany</td>
			<td>2083</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Copper grids 200 mesh thin-bar</td>
			<td>Oxford Instrument, Agar Scientifics, England</td>
			<td>T200-CU</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dimethylarsinic acid sodium salt trihydrate</td>
			<td>Merck, Germany</td>
			<td>8.20670.0250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dodecenyl Succinic Anhydride (DDSA)</td>
			<td>Ladd Research Industries, USA</td>
			<td>21340</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Double Edge Stainless Razor blade</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences-EMS, USA</td>
			<td>EM-72000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol absolut</td>
			<td>VWR International, France</td>
			<td>20821296</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter paper, 90 mm diameter</td>
			<td>Whatman, England</td>
			<td>512-0326</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flat embedding silicone mould</td>
			<td>Oxford Instrument, Agar Scientific, England</td>
			<td>G3533</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glutaraldehyde 25%</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences-EMS, USA</td>
			<td>16210</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat plate Leica EMMP</td>
			<td>Leica Microsystems GmbH, Austria</td>
			<td>705402</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Histo Diamond Knife 45&#176;</td>
			<td>Diatome, Switzerland</td>
			<td>1044797</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>JEOL 2100 Plus TEM microscope</td>
			<td>JEOL, Japan</td>
			<td>EM-21001BU</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lead citrate - Ultrostain 2</td>
			<td>Leica Microsystems GmbH, Austria</td>
			<td>70 55 30 22</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LX-112 resin</td>
			<td>Ladd Research Industries, USA</td>
			<td>21310</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgCl2 Magnesium chloride hexahydrate</td>
			<td>Sigma, France</td>
			<td>M2393-100g</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mounting medium - Poly(butyl methacrylate-co-methyl methacrylate)</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences-EMS, USA</td>
			<td>15320</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nadic Methyl Anhydride (NMA)</td>
			<td>Ladd Research Industries, USA</td>
			<td>21350</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Osmium tetroxide 2%</td>
			<td>Merck, Germany</td>
			<td>19172</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propylene oxide (1.2-epoxypropane)</td>
			<td>Sigma, France</td>
			<td>82320-250ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline injectable solution 0.9% NaCl</td>
			<td>C.D.M Lavoisier, France</td>
			<td>MA 575 420 6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel Surgical steel blade</td>
			<td>Swann-Morton, England</td>
			<td>.0508</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium tetraborate - Borax</td>
			<td>Sigma, France</td>
			<td>B-9876</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose</td>
			<td>Merck, Germany</td>
			<td>84100-1KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe filter 0.2&#181;m</td>
			<td>Pall Corporation, USA</td>
			<td>514-4126</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Toluidine blue</td>
			<td>Ladd Research Industries, USA</td>
			<td>N10-70975</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trimmer EM TRIM2</td>
			<td>Leica Microsystems GmbH, Austria</td>
			<td>702801</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultramicrotome Ultracut UCT</td>
			<td>Leica Microsystems GmbH, Austria</td>
			<td>656201</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Uranyl acetate</td>
			<td>Ladd Research Industries, USA</td>
			<td>23620</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

in situ exploration of murine megakaryopoiesis using transmission electron microscopy

La différenciation et la maturation des mégacaryocytes se produisent en étroite association avec les composants cellulaires et extracellulaires de la moelle osseuse. Ces processus sont caractérisés par l’apparition progressive de structures essentielles dans le cytoplasme mégacaryocytaire telles qu’un noyau polyploïde et polylobulé, un réseau membranaire interne appelé système membranaire de démarcation (DMS) et les granules denses et alpha que l’on trouvera dans les plaquettes circulantes. Dans cet article, nous décrivons un protocole standardisé pour l’étude ultrastructurale in situ des mégacaryocytes murins à l’aide de la microscopie électronique à transmission (TEM), permettant l’identification de caractéristiques clés définissant leur stade de maturation et leur densité cellulaire dans la moelle osseuse. Les moelles osseuses sont rincées, fixées, déshydratées dans de l’éthanol, incorporées dans de la résine plastique et montées pour générer des sections transversales. Des sections semi-minces et minces sont préparées pour les observations histologiques et TEM, respectivement. Cette méthode peut être utilisée pour n’importe quelle cellule de moelle osseuse, dans n’importe quelle installation EM et présente l’avantage d’utiliser de petites tailles d’échantillons permettant la combinaison de plusieurs approches d’imagerie sur la même souris.

Histologie de la moelle osseuse L’observation de l’histologie bleue de la toluidine de la moelle osseuse au microscope optique est essentielle pour analyser rapidement l’architecture tissulaire globale en termes de compacité tissulaire, de continuité des microveux, ainsi que de taille et de forme des mégacaryocytes (Figure 1D). Il est effectué avant les sections ultraminces pour déterminer la nécessité de couper plus profondément dans le blo...

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In Situ Exploration of Murine Megakaryopoiesis using Transmission Electron Microscopy

Nous présentons ici un protocole pour analyser l’ultrastructure des mégacaryocytes in situ en utilisant la microscopie électronique à transmission (TEM). Les moelles osseuses murines sont collectées, fixées, incorporées dans de la résine époxy et coupées en sections ultraminces. Après coloration par contraste, la moelle osseuse est observée au microscope TEM à 120 kV.

In situ Exploration de la mégacaryopoïèse murine à l’aide de la microscopie électronique à transmission

Differentiation and maturation of megakaryocytes occur in close association with the cellular and extracellular components of the bone marrow. These ...

L’objectif global de cette procédure est d’observer l’ultrastructure des mégacaryocytes situés dans la moelle osseuse de la souris et de quantifier les différentes étapes de maturation à l’aide de la microscopie électronique à transmission à haute résolution. Le principal avantage est l’examen direct des mégacaryocytes dans l’environnement natif, qui diffère des mégacaryocytes cultivés in vitro qui, comme nous le savons, n’atteignent pas le niveau complet de maturation. Après avoir récolté le tibia et les fémurs de souris C57BL/6 âgées de 12 à 18 semaines selon les protocoles standard, utilisez une lame de rasoir tranchante pour enlever les épiphyses de chaque os.En tenant chaque os avec une pince à épiler, insérez une aiguille de calibre 21 attachée à une seringue de cinq millilitres remplie de tampon cacodylate dans une extrémité de l’os et rincez la moelle osseuse dans un tube de collecte de 15 millilitres contenant deux millilitres de tampon cacodylate frais. Immédiatement après le rinçage, utilisez une pipette en plastique pour transférer les cylindres de moelle osseuse dans un millilitre de solution fixatrice de glutaraldéhyde frais pour une incubation de 60 minutes à température ambiante. Pour l’incorporation de la moelle osseuse dans l’agarose, lavez les échantillons fixés dans un tampon cacodylate frais et utilisez une pipette en plastique pour transférer soigneusement la moelle osseuse sur une lame de verre.À l’aide d’une pipette chaude, appliquez rapidement une goutte de gélose liquide à 2 % sur les cylindres de moelle osseuse et placez immédiatement la lame sur de la glace pendant une à deux minutes. Lorsque la gélose s’est solidifiée, utilisez un stéréomicroscope et une lame de rasoir tranchante pour éliminer les extrémités de chaque cylindre de moelle osseuse et transférer les blocs de moelle coupés dans un tube microcentrifuge de 1,5 millilitre contenant un millilitre de tampon cacodylate. Pour l’incorporation de résine, fixez les blocs avec du tétroxyde d’osmium à 1% dans un tampon cacodylate dans une hotte chimique pendant une heure à quatre degrés Celsius avant de laver les blocs une fois avec un tampon cacodylate et une fois avec de l’eau distillée.Après le lavage à l’eau, tacher les blocs avec de l’acétate d’uranyle à 4% dans de l’eau distillée pendant une heure, suivi de deux lavages à l’eau distillée, comme démontré. Après le dernier lavage, déshydratez les blocs par une série ascendante d’immersions à l’éthanol et d’eau distillée comme indiqué. Pour obtenir une infiltration et une polymérisation uniformes de la résine époxy à l’intérieur de la moelle, incuber les blocs dans deux bains successifs d’oxyde de propylène pendant 15 minutes avant d’incuber les échantillons dans un mélange un-à-un d’oxyde de propylène à 100% et de résine époxy pendant une heure sur un agitateur rotatif lent à température ambiante.À la fin de l’incubation, ajoutez de la résine époxy à 100% aux blocs de moelle pour une incubation de nuit dans les mêmes conditions, puis ajoutez de la résine époxy à 100% pour une autre incubation de deux heures. À la fin de l’incubation, utilisez un microscope pour orienter les blocs de moelle dans des moules plats en silicone afin de permettre leur section transversale ultérieure et remplissez les moules de résine époxy avant de les placer à 60 degrés Celsius pendant 48 heures. Pour une section ultra fine, montez le bloc d’échantillon sur un support ultra microtome et montez le support sur le porte-échantillon.Utilisez une fraise diamantée pour couper les échantillons à un angle de 45 degrés afin d’éliminer l’excès de résine autour du tissu avant d’utiliser une lame de couteau en diamant équipée d’un réservoir d’eau pour couper des sections transversales de 500 et 100 nanomètres d’épaisseur pour l’analyse histologique et TEM respectivement, puis utilisez une boucle pour transférer les sections de 500 nanomètres d’épaisseur flottant sur la surface de l’eau sur une lame de verre et pour déposer les 100 nanomètres d’épaisseur sections sur des grilles de cuivre à barres minces de 200 mailles avec un filtre en papier en dessous. Pour la coloration au bleu de toluidine, après avoir dessiné les sections de 500 nanomètres d’épaisseur sur une plaque chauffante à 60 degrés, ajoutez du bleu de toluidine filtré à 1% dans de l’eau distillée aux sections pour une incubation d’une à deux minutes. À la fin de l’incubation, laver les échantillons avec de l’eau distillée.Lorsque les lames ont séché, utilisez un support de montage pour monter les échantillons avec un couvercle et visualisez les échantillons par microscopie optique. Pour la coloration de contraste, étiqueter les sections de 100 nanomètres avec de l’acétate d’uranyle à 4% pendant cinq minutes, suivies de trois lavages de cinq minutes à l’eau distillée. Après le dernier lavage, tacher les sections avec du citrate de plomb pendant trois minutes, suivies de trois lavages de cinq minutes à l’eau distillée comme démontré.Après le dernier lavage, placez d’abord le côté inférieur de chaque grille en contact avec un morceau de papier filtre pour permettre aux grilles d’être placées sur le papier filtre pour sécher. Pour examiner les sections par TEM, lorsque les grilles ont séché, sélectionnez un faible grossissement pour évaluer la qualité générale des préparations. Pour déterminer le nombre de mégacaryocytes de chaque stade de maturation dans chaque section transversale, sélectionnez un grossissement plus élevé et quantifiez le nombre de mégacaryocytes de stade I, II ou III uniquement dans des carrés entièrement recouverts de tissu.Dans cette analyse histologique représentative, la continuité des micro-vaisseaux de compacité ainsi que la taille et la forme des mégacaryocytes peuvent être clairement observées. Les mégacaryocytes murins sont divisés en quatre étapes de maturation. Les mégacaryocytes de stade I ont un gros noyau.La présence de l’étape détectable la plus précoce du système de membrane de démarcation est également un critère clé de cette étape. Au stade II, la formation de granules commence et le développement du système de membrane de démarcation est lancé. Les mégacaryocytes de stade III sont des cellules géantes avec des systèmes membranaires de démarcation bien développés, des territoires cytoplasmiques clairement définis et des zones périphériques dépourvues d’organites, et des noyaux excentriques.Le stade pyrénocytaire de la maturation des mégacaryocytes est caractérisé par un noyau nu. Comme illustré, les mégacaryocytes sont fréquemment observés au contact des cellules endothéliales. À l’occasion, les mégacaryocytes forment de courtes protubérances invasives qui pénètrent dans l’endothélium ou étendent les proplaquettaires dans la lumière sinusoïdale.La TEM permet également la visualisation de détails ultra structurels, ainsi que la présence de cellules hématopoïétiques qui ont été englouties par les mégacaryocytes. Le rinçage de la moelle osseuse doit être effectué avec soin et immédiatement après la dissection osseuse. Pour maximiser l’intégrité des tissus, la moelle est entourée d’un gel de gélose avant la déshydratation.Après cette procédure, les blocs de moelle osseuse peuvent être imagés à différents grossissements ou peuvent être utilisés pour d’autres analyses de microscopie électronique 3D, telles que la microscopie électronique à balayage par faisceau d’ions focalisé.

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