Name: minimizing post-infusion portal vein bleeding during intrahepatic islet transplantation in mice
Uploaded: 2021-05-10T15:00:00
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Este estudio fue apoyado por el Departamento de Asuntos de Veteranos (VA-ORD BLR & D Merit I01BX004536), y el Instituto Nacional de Salud otorga subvenciones # 1R01DK105183, DK120394, DK118529, a HW. Nos gustaría darles las gracias al Sr. Michael Lee y a la Sra. Lindsay Swaby por la edición del idioma

Todos los procedimientos se llevaron a cabo con la aprobación de los Comités Institucionales de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad Médica de Carolina del Sur y el Centro Médico Ralph H Johnson en Charleston.
1. Inducción de la diabetes usando estreptozotocina (STZ)
<ol><li>Preparación de ratones receptores:<ol>
<li>Pesa todos los ratones individualmente.</li>
		<li>Verifique los niveles de glucosa en la sangre de una muestra de sangre de la vena de la cola usando un glucómetr...

<ol>
	<li>Pellegrini, S., Cantarelli, E., Sordi, V., Nano, R., Piemonti, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+state+of+the+art+of+islet+transplantation+and+cell+therapy+in+type+1+diabetes.">The state of the art of islet transplantation and cell therapy in type 1 diabetes.</a> Acta Diabetology. 53 (5), 683-691 (2016).</li><li>Ballinger, W. F., Lacy, P. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transplantation+of+intact+pancreatic+islets+in+rats.">Transplantation of intact pancreatic islets in rats.</a> Surgery. 72 (2), 175-186 (1972).</li><li>Wright, J. R., Hauptfeld, V., Lacy, P. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+Ia+antigen+expression+on+murine+islet+parenchymal+cells+does+not+diminish+islet+allograft+survival.">Induction of Ia antigen expression on murine islet parenchymal cells does not diminish islet allograft survival.</a> American Journal of Pathology. 134 (2), 237-242 (1989).</li><li>Toyofuku, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Natural+killer+T-cells+participate+in+rejection+of+islet+allografts+in+the+liver+of+mice.">Natural killer T-cells participate in rejection of islet allografts in the liver of mice.</a> Diabetes. 55 (1), 34-39 (2006).</li><li>Goss, J. A., Nakafusa, Y., Finke, E. H., Flye, M. W., Lacy, P. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+tolerance+to+islet+xenografts+in+a+concordant+rat-to-mouse+model.">Induction of tolerance to islet xenografts in a concordant rat-to-mouse model.</a> Diabetes. 43 (1), 16-23 (1994).</li><li>Hara, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mouse+model+for+studying+intrahepatic+islet+transplantation.">A mouse model for studying intrahepatic islet transplantation.</a> Transplantation. 78 (4), 615-618 (2004).</li><li>Shapiro, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Islet+transplantation+in+seven+patients+with+type+1+diabetes+mellitus+using+a+glucocorticoid-free+immunosuppressive+regimen.">Islet transplantation in seven patients with type 1 diabetes mellitus using a glucocorticoid-free immunosuppressive regimen.</a> New England Journal of Medicine. 343 (4), 230-238 (2000).</li><li>Wang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Alpha-1+antitrypsin+enhances+islet+engraftment+by+suppression+of+instant+blood-mediated+inflammatory+reaction.">Alpha-1 antitrypsin enhances islet engraftment by suppression of instant blood-mediated inflammatory reaction.</a> Diabetes. 66 (4), 970-980 (2017).</li><li>Gou, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Alpha-1+antitrypsin+suppresses+macrophage+activation+and+promotes+islet+graft+survival+after+intrahepatic+islet+transplantation.">Alpha-1 antitrypsin suppresses macrophage activation and promotes islet graft survival after intrahepatic islet transplantation.</a> American Journal of Transplantation. , (2020).</li><li>Contreras, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activated+protein+C+preserves+functional+islet+mass+after+intraportal+transplantation:+A+novel+link+between+endothelial+cell+activation,+thrombosis,+inflammation,+and+islet+cell+death.">Activated protein C preserves functional islet mass after intraportal transplantation: A novel link between endothelial cell activation, thrombosis, inflammation, and islet cell death.</a> Diabetes. 53 (11), 2804-2814 (2004).</li><li>Moberg, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Production+of+tissue+factor+by+pancreatic+islet+cells+as+a+trigger+of+detrimental+thrombotic+reactions+in+clinical+islet+transplantation.">Production of tissue factor by pancreatic islet cells as a trigger of detrimental thrombotic reactions in clinical islet transplantation.</a> Lancet. 360 (9350), 2039-2045 (2002).</li><li>Melzi, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intrahepatic+islet+transplant+in+the+mouse:+functional+and+morphological+characterization.">Intrahepatic islet transplant in the mouse: functional and morphological characterization.</a> Cell Transplantation. 17 (12), 1361-1370 (2008).</li><li>Wang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Donor+treatment+with+carbon+monoxide+can+yield+islet+allograft+survival+and+tolerance.">Donor treatment with carbon monoxide can yield islet allograft survival and tolerance.</a> Diabetes. 54 (5), 1400-1406 (2005).</li><li>Desai, C. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+liver+histopathology+on+islet+cell+engraftment+in+the+model+mimicking+autologous+islet+cell+transplantation.">Effect of liver histopathology on islet cell engraftment in the model mimicking autologous islet cell transplantation.</a> Islets. 9 (6), 140-149 (2017).</li><li>Cui, W., Angsana, J., Wen, J., Chaikof, E. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liposomal+formulations+of+thrombomodulin+increase+engraftment+after+intraportal+islet+transplantation.">Liposomal formulations of thrombomodulin increase engraftment after intraportal islet transplantation.</a> Cell Transplantation. 19 (11), 1359-1367 (2010).</li><li>Cui, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thrombomodulin+improves+early+outcomes+after+intraportal+islet+transplantation.">Thrombomodulin improves early outcomes after intraportal islet transplantation.</a> American Journal of Transplantation. 9 (6), 1308-1316 (2009).</li><li>Proto, C., Grasso, G., Fassio, P. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hepatoparenchymal+clearance+of+indocyanine+green+in+infectious+hepatitis.">Hepatoparenchymal clearance of indocyanine green in infectious hepatitis.</a> Giornale di Malattie Infettive e Parassitarie. 20 (9), 845-851 (1968).</li><li>Cabral, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Purification+of+hepatocytes+and+sinusoidal+endothelial+cells+from+mouse+liver+perfusion.">Purification of hepatocytes and sinusoidal endothelial cells from mouse liver perfusion.</a> Journal of Visualized Experiments. (132), e56993 (2018).</li><li>Khatri, R., Hussmann, B., Rawat, D., Gurol, A. O., Linn, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intraportal+transplantation+of+pancreatic+islets+in+mouse+model.">Intraportal transplantation of pancreatic islets in mouse model.</a> Journal of Visualized Experiments. (135), e57559 (2018).</li><li>Wang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Autologous+mesenchymal+stem+cell+and+islet+cotransplantation:+Safety+and+efficacy.">Autologous mesenchymal stem cell and islet cotransplantation: Safety and efficacy.</a> Stem Cells Translational Medicine. 7 (1), 11-19 (2018).</li></ol>

En este estudio, se han demostrado dos procedimientos mejorados que pueden prevenir el sangrado y pueden reducir la mortalidad del ratón durante el IIT del ratón. Este estudio permite a los investigadores visualizar el modelo de trasplante de islotes que es único en el estudio de la respuesta inflamatoria instantánea mediada por la sangre después del trasplante. El modelo IIT es un modelo distintivo para estudiar la supervivencia de las células de los islotes y las lesiones isquémicas hepáticas en respuesta al tr...

El trasplante intraportal de islotes (IIT) a través de la vena porta es el método más utilizado para el trasplante de islotes humanos en entornos clínicos. El modelo IIT de ratón ofrece una gran oportunidad para estudiar el trasplante de islotes y probar enfoques intervencionistas prometedores que pueden mejorar la eficacia del trasplante de islotes1. El IIT fue descrito por primera vez en la década de 1970 y utilizado por varios grupos1,2,3,4,5. Recuperó popularidad después del avance en el trasplante de islotes humanos en el año 20006,7. Sin embargo, la mayoría de los estudios de trasplante de islotes utilizaron la cápsula renal como un sitio preferido para el trasplante experimental de islotes debido a su fácil éxito. Por el contrario, el IIT es más desafiante técnicamente y se utiliza con menos frecuencia para los estudios de trasplante de islotes8,9. Sin embargo, a diferencia del IIT, los islotes trasplantados debajo de la cápsula renal no sufren la reacción inflamatoria inmediata mediada por la sangre caracterizada por trombosis, inflamación e isquemia del tejido hepático y, por lo tanto, tienen una mejor función que los islotes trasplantados al hígado. El modelo de cápsula renal, por lo tanto, puede no imitar completamente las tensiones encontradas por los islotes en el trasplante de islotes humanos10,11,12.
Una de las principales complicaciones de la IIT en ratones es el sangrado del lugar de inyección después del trasplante, lo que podría causar un 10-30% de mortalidad entre diferentes cepas de ratón12. En este documento, se han desarrollado dos enfoques refinados para detener el sangrado de manera más rápida y segura y para reducir la mortalidad del ratón después de un IIT. La demostración visual de estos detalles refinados ayudará a los investigadores a identificar los pasos clave de este procedimiento técnicamente desafiante. Además, la ubicación de los injertos de islotes en el hígado del receptor se determinó mediante el examen histológico del tejido hepático teñido de hematoxilina y eosina (H&E) (sección completa) que lleva islotes trasplantados.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>10% Neutral buffered formalin v/v</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>23426796</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mL Syringe with needle</td>
			<td>AHS</td>
			<td>AH01T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20 mL Syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>301031</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25G x 5/8&#34; hypodermic needles</td>
			<td>BD</td>
			<td>305122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alcohol prep pads, sterile</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-363-750</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Animal Anesthesia system</td>
			<td>VetEquip, Inc.</td>
			<td>901806</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine hydrochloride, injection</td>
			<td>Par Sterile Products, LLC</td>
			<td>NDC 42023-179-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge tubes, 15 mL</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>0553859A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CMRL-1066</td>
			<td>Corning</td>
			<td>15110CV</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM</td>
			<td>Corning</td>
			<td>10013CV</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol, absolute (200 proof), molecular biology grade</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP2818500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Extra fine Micro Dissecting scissors 4&#8221; straight sharp</td>
			<td>Roboz Surgical Instrument Co.</td>
			<td>RS-5882</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal bovine serum (FBS)</td>
			<td>Corning</td>
			<td>35011CV</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FreeStyle&#160; Glucose meter</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>Lite</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FreeStyle Blood Glucose test strips</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>Lite</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gelfoam (absorbable gelatin sponge, USP)</td>
			<td>Pharmacia &#38; Upjohn Company</td>
			<td>34201</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Graefe forceps 4&#8221; extra delicate tip</td>
			<td>Roboz Surgical Instrument Co.</td>
			<td>RS-5136</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heated pad</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>B07HMKMBKM</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hegar-Baumgartner Needle Holder 5.25&#8221;</td>
			<td>Roboz Surgical Instrument Co.</td>
			<td>RS-7850</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin syringe with 27-gauge needle</td>
			<td>BD</td>
			<td>879588</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iodine prep pads</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>19-027048</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Piramal Critical Care</td>
			<td>NDC 66794-017-25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin/streptomycin (P/S)</td>
			<td>HyClone</td>
			<td>SV30010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polypropylene Suture 4-0</td>
			<td>Med-Vet International</td>
			<td>MV-8683</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polypropylene Suture 5-0</td>
			<td>Med-Vet International</td>
			<td>MV-8661</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium chloride, 0.9% intravenous solution</td>
			<td>VWR</td>
			<td>2B1322Q</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Streptozocin (STZ)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S0130</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical drape, sterile</td>
			<td>Med-Vet International</td>
			<td>DR1826</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue Cassette</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-272416</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

minimizing post-infusion portal vein bleeding during intrahepatic islet transplantation in mice

Aunque el hígado se acepta actualmente como el sitio de trasplante primario para islotes humanos en entornos clínicos, los islotes se trasplantan debajo de la cápsula renal en la mayoría de los estudios preclínicos de trasplante de islotes en roedores. Este modelo se usa comúnmente porque el trasplante de islotes intrahepáticos murinos es técnicamente desafiante, y un alto porcentaje de ratones podría morir por complicaciones quirúrgicas, especialmente sangrado del sitio de inyección después del trasplante. En este estudio, se demuestran dos procedimientos que pueden minimizar la incidencia de sangrado de la vena porta después de la infusión. El primer método aplica una esponja de gelatina hemostática absorbible al sitio de inyección, y el segundo método consiste en penetrar la aguja de inyección de islotes a través del tejido graso primero y luego en la vena porta mediante el uso del tejido graso como una barrera física para detener el sangrado. Ambos métodos podrían prevenir eficazmente la muerte del ratón inducida por sangrado. Se presentó toda la sección hepática que muestra la distribución de los islotes y la evidencia de trombosis de los islotes después del trasplante, una característica típica del trasplante intrahepático de los islotes. Estos protocolos mejorados refinan los procedimientos de trasplante intrahepático de islotes y pueden ayudar a los laboratorios a establecer el procedimiento para estudiar la supervivencia y la función de los islotes en entornos preclínicos.

Se realizaron trasplantes singénicos y xenogénicos de islotes a través de la vena porta. La función del injerto de islotes se observó de manera dependiente de la dosis en ambos modelos de trasplante de islotes. En el modelo de trasplante de islotes singénicos utilizando ratones C57BL/6, el trasplante de 250 islotes condujo a normoglucemia transitoria antes de que los ratones volvieran a la hiperglucemia. Los ratones que recibieron 500 islotes alcanzaron y mantuvieron la normoglucemia más allá de los 30 días post...

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Minimizing Post-Infusion Portal Vein Bleeding during Intrahepatic Islet Transplantation in Mice

Aquí presentamos procedimientos quirúrgicos refinados para realizar con éxito el trasplante intraportal de islotes, un procedimiento quirúrgico clínicamente relevante pero técnicamente desafiante, en ratones.

Minimizar el sangrado de la vena porta posterior a la infusión durante el trasplante intrahepático de islotes en ratones

Although the liver is currently accepted as the primary transplantation site for human islets in clinical settings, islets are transplanted under the ...

El hígado es un sitio primario para el trasplante en el entorno clínico de los islotes humanos. El trasplante intrahepático de islotes de ratón es técnicamente desafiante, y un alto porcentaje de ratones podría morir por complicaciones quirúrgicas, especialmente sangrado. En este estudio, los dos métodos que mostramos podrían prevenir eficazmente la muerte del ratón inducida por sangrado.Nuestro método se puede aplicar a la investigación en cáncer de hígado y otras enfermedades hepáticas al permitir la inyección de células cancerosas, células madre mesenquimales y hepatocitos directamente al hígado. Para comenzar, separe una cultura de islotes humanos con un rascado suave. Use una jeringa de 1 centímetro cúbico para recoger de 300 a 350 islotes en tubos de microcentrífuga estériles de 1,5 mililitros en hielo.Cuando se hayan recogido todos los islotes, centrífugue los tubos durante 10 segundos para sedimentar las células. Deseche todos menos un pequeño volumen de sobrenadante para evitar la pérdida de pellets y resuspenda los islotes en 200 microlitros HBSS que contienen 5% de BSA. Cargue los islotes resuspendidos en una jeringa de insulina de 5 mililitros y gire el extremo de la aguja de la jeringa durante 1 minuto para dejar que los islotes se asienten en el émbolo.Presione el émbolo para eliminar cualquier burbuja, manteniendo aproximadamente de 100 a 150 microlitros de solución en la jeringa e invierta la jeringa con un golpeteo suave para distribuir uniformemente los islotes. Después de confirmar la falta de respuesta al reflejo del pedal, aplique ungüento en los ojos para evitar que se sequen. Afeitar el abdomen del ratón anestesiado para retirar el pelaje y desinfectar la zona quirúrgica con tres toallitas alternas de 2% de yodo y 75% de alcohol.A continuación, haga una incisión de 1 a 1,5 centímetros en el abdomen y abra la cavidad peritoneal. Coloque un trozo estéril de gasa alrededor de la incisión y use fórceps o puntas de algodón para transferir suavemente el intestino a la gasa. Luego cubren el intestino con un trozo de gasa empapada en solución salina y exponen la vena porta.Para detener el sangrado inducido por la transferencia de islotes usando espuma de gel, sostenga la aguja con el bisel hacia abajo y coloque la punta de la aguja con la abertura paralela a la pared de la vena porta antes de insertar la aguja en la vena porta. Retraiga el émbolo para extraer de 20 a 50 microlitros de sangre en la jeringa para mezclarlos con los islotes antes de infundir los islotes en la vena porta mientras presiona y retrae repetidamente el émbolo. Cuando se hayan entregado todos los islotes, coloque una pieza de espuma de gel de aproximadamente 5 por 5 centímetros sobre el sitio de inyección.Use una punta de algodón para presionar la espuma de gel hacia abajo mientras retira la aguja de la vena porta. Mantenga el gel en su lugar durante aproximadamente 2 minutos, enrollando la espuma de gel para asegurarse de que cubra la vena porta. Una vez que se detiene el sangrado, devuelva suavemente el intestino a la cavidad peritoneal en la posición original e inyecte 500 microlitros de solución salina tibia en la cavidad abdominal.Use suturas para cerrar las capas musculares y de la piel. Luego coloque el ratón en una jaula limpia sobre una almohadilla térmica con monitoreo hasta la recuperación completa de la anestesia, administrando analgesia cada 12 horas y calentando durante 48 horas. Para detener el sangrado inducido por la transferencia de islotes usando una almohadilla de grasa, después de exponer la vena porta como se ha demostrado, use dos puntas de algodón para sostener la vena expuesta en los lados izquierdo y derecho y ubicar la almohadilla de tejido graso entre el duodeno y la vena porta.Penetre la almohadilla de grasa con la punta de la aguja antes de insertarla en la vena porta. Infundir los islotes en la vena porta como se ha demostrado. Cuando se hayan entregado todos los islotes, presione el tejido graso con una punta de algodón durante aproximadamente 1 minuto mientras retira la aguja de la vena.Luego devuelva el intestino a la cavidad abdominal y realice el resto de los procedimientos de atención postquirúrgica como se ha demostrado. Los efectos del trasplante de islotes dependen de la dosis, ya que la glucemia normal se observa 30 días después del trasplante de islotes singénicos cuando se transfieren 500 islotes, pero solo se observa normoglucemia transitoria cuando se administran 250 islotes, y los ratones vuelven a la hiperglucemia a los 10 días después del trasplante. Se observa un aumento del peso corporal en ambos grupos y respuestas idénticas observadas cuando los islotes humanos se trasplantan a ratones diabéticos NOD-SCID, con normoglucemia observada cuando se trasplantan un mayor número de equivalentes de islotes, pero no un número menor.La mayoría de los ratones que tienen sangrado después de la transferencia mueren después de la cirugía, mientras que los ratones sin sangrado sobreviven. A los 28 días después del trasplante, la tinción de insulina revela una distribución uniforme del islote humano en todo el hígado, principalmente cerca de los vasos sanguíneos. Además de la insulina, la fibrina y la filtración de células polimorfonucleares también se observan dentro de los islotes humanos trasplantados.El trasplante intrahepático de islotes generará un gran orificio en la vena porta que puede causar sangrado. El uso de nuestros dos procedimientos mejorados puede prevenir el sangrado y reducir la mortalidad después del trasplante de islotes. El modelo de trasplante intraportal de islotes puede imitar el trasplante clínico de islotes humanos.Nuestros procedimientos refinados pueden conducir a tasas de supervivencia más altas para los receptores, lo que permite un mayor estudio de la función de los islotes después del trasplante.

Research

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Medicine

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