Name: an intact pericardium ischemic rodent model
Uploaded: 2021-09-02T14:00:00
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Des souris C57BL/6J mâles et femelles âgées de 8 à 14 semaines ont été utilisées pour ces expériences. Ce protocole a reçu l’approbation éthique du Comité de protection des animaux de l’Université de Calgary et respecte toutes les lignes directrices sur les soins aux animaux.
1. Préparation et chirurgie de la souris
<ol><li>Stériliser les outils chirurgicaux (via un stérilisateur de billes ou un autoclave).</li>
	<li>Peser la souris pour le poids préchirurgical et la dose...

<ol>
	<li>Virani, S. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+disease+and+stroke+statistics-2020+update:+A+report+from+the+American+Heart+Association.">Heart disease and stroke statistics-2020 update: A report from the American Heart Association.</a> Circulation. 141, 139 (2020).</li><li>Iismaa, S. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+regenerative+mechanisms+across+different+mammalian+tissues.">Comparative regenerative mechanisms across different mammalian tissues.</a> NPJ Regenerative Medicine. 3 (6), (2018).</li><li>Bayat, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Progressive+heart+failure+after+myocardial+infarction+in+mice.">Progressive heart failure after myocardial infarction in mice.</a> Basic Research in Cardiology. 97 (3), 206-213 (2002).</li><li>Virag, J. A., Lust, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coronary+artery+ligation+and+intramyocardial+injection+in+a+murine+model+of+infarction.">Coronary artery ligation and intramyocardial injection in a murine model of infarction.</a> Journal of Visualized Experiments. 52, 2581 (2011).</li><li>De Villiers, C., Riley, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+models+of+myocardial+infarction:+comparing+permanent+ligation+and+ischaemia-reperfusion.">Mouse models of myocardial infarction: comparing permanent ligation and ischaemia-reperfusion.</a> Disease Models &amp; Mechanisms. 13 (11), (2020).</li><li>Borlaug, B. A., Reddy, Y. N. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+the+pericardium+in+heart+failure:+Implications+for+pathophysiology+and+treatment.">The role of the pericardium in heart failure: Implications for pathophysiology and treatment.</a> JACC Heart Failure. 7 (7), 574-585 (2019).</li><li>Pfaller, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+importance+of+the+pericardium+for+cardiac+biomechanics:+from+physiology+to+computational+modeling.">The importance of the pericardium for cardiac biomechanics: from physiology to computational modeling.</a> Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 18 (2), 503-529 (2019).</li><li>Deniset, J. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gata6(+)+Pericardial+Cavity+Macrophages+Relocate+to+the+Injured+Heart+and+Prevent+Cardiac+Fibrosis.">Gata6(+) Pericardial Cavity Macrophages Relocate to the Injured Heart and Prevent Cardiac Fibrosis.</a> Immunity. 51 (1), 131-140 (2019).</li><li>Weber, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immune+targeting+of+the+pleural+space+by+intercostal+approach.">Immune targeting of the pleural space by intercostal approach.</a> BMC Pulmonary Medicine. 15, 14 (2015).</li><li>Nakatani, T., Shinohara, H., Fukuo, Y., Morisawa, S., Matsuda, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pericardium+of+rodents:+pores+connect+the+pericardial+and+pleural+cavities.">Pericardium of rodents: pores connect the pericardial and pleural cavities.</a> The Anatomical Record. 220, 132-137 (1988).</li><li>Tyberg, J. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+relationship+between+pericardial+pressure+and+right+atrial+pressure:+an+intraoperative+study.">The relationship between pericardial pressure and right atrial pressure: an intraoperative study.</a> Circulation. 73, 428-432 (1986).</li><li>Hamilton, D. R., Sas, R., Semlacher, R. A., Kieser Prieur, T. M., Tyberg, J. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+relationship+between+left+and+right+pericardial+pressures+in+humans:+an+intraoperative+study.">The relationship between left and right pericardial pressures in humans: an intraoperative study.</a> The Canadian Journal of Cardiology. 27, 346-350 (2011).</li><li>Park, D. S. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+pericardial+proteoglycan+4+(lubricin):+Implications+for+postcardiotomy+intrathoracic+adhesion+formation.">Human pericardial proteoglycan 4 (lubricin): Implications for postcardiotomy intrathoracic adhesion formation.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 156 (4), 1598-1608 (2018).</li></ol>

L’induction d’un IM dans un péricarde fermé chez les rongeurs est unique et peut avoir des applications potentiellement importantes. La procédure repose fortement sur la familiarité du chirurgien avec le modèle de rongeur et l’anatomie cardiaque des rongeurs. Le succès dépend également des soins prodigués au cours de trois étapes critiques: l’incision musculaire intercostale et la rétraction des côtes (étapes 1.11-1.13), la création de l’infarctus (étape 1.17) et la récupération de l’animal (...

À ce jour, les maladies cardiovasculaires (MCV) sont reconnues comme la principale cause de décès dans le monde, entraînant un fardeau financier important et une réduction de la qualité de vie des patients1. La coronaropathie (CAD) est un sous-type de MCV et joue un rôle essentiel dans le développement de l’infarctus du myocarde (IM), qui est l’un des principaux contributeurs à la mortalité. Par définition, l’IM résulte d’une lésion irréversible du tissu myocardique due à des conditions prolongées d’ischémie et d’hypoxie. Le tissu myocardique manque de capacité de régénération, de sorte que les blessures sont permanentes et entraînent le remplacement du muscle cardiaque par une cicatrice fibrotique qui peut être initialement protectrice, mais qui contribue finalement à un remodelage cardiaque indésirable et à une éventuelle insuffisance cardiaque2.
Bien que la prise en charge des patients atteints de coronaropathie se soit considérablement améliorée au cours des dernières décennies, l’insuffisance cardiaque chronique (ICC) secondaire à l’ischémie affecte de nombreux patients dans le monde. Pour prévenir et gérer cette épidémie, il est nécessaire de mieux comprendre les mécanismes sous-jacents et de développer de nouvelles approches thérapeutiques. De plus, les résultats antérieurs soulignent les limites de la thérapie systémique et la nécessité de développer des alternatives précises. Étant donné que l’étude des séquelles moléculaires de l’IM chez l’homme est affectée par la capacité d’accéder aux tissus infarctus, des modèles animaux qui récapitulent les caractéristiques et le développement de l’IM humain et de l’ICC liés aux MCV sont indispensables.
Comme les modèles animaux idéaux ressemblent beaucoup à un trouble humain pour leurs caractéristiques structurelles et fonctionnelles, l’étiologie de la maladie devrait guider leur conception. Dans la coronaropathie, il s’agit de la sténose athéroscléreuse chronique des artères coronaires ou de l’occlusion thrombotique aiguë. Différentes méthodes ont été développées et appliquées chez diverses espèces d’animaux de laboratoire pour induire le rétrécissement ou l’occlusion des artères coronaires. De telles stratégies peuvent être classées en deux groupes: (1) manipulation mécanique d’une artère coronaire pour induire un IM et (2) accélération de l’athérosclérose pour faciliter le rétrécissement coronaire conduisant à un IM. La première stratégie implique généralement soit la ligature d’une artère coronaire, soit la mise en place d’un stent dans l’artère. La deuxième approche tend à s’appuyer sur la modification du régime alimentaire de l’animal pour inclure des aliments riches en graisses / cholestérol. Certaines des limites de cette dernière approche comprennent le manque de contrôle sur le moment et le site des occlusions coronaires.
En revanche, l’induction chirurgicale de l’IM ou de l’ischémie dans un modèle animal présente plusieurs avantages, tels que l’emplacement, le moment précis et l’étendue de l’événement coronarien, conduisant à des résultats plus reproductibles. La méthode la plus largement utilisée est la ligature chirurgicale de l’artère coronaire descendante antérieure gauche (DAL). Ces modèles récapitulent les réponses humaines aux lésions ischémiques aiguës, ainsi que la progression versCHF 3. Initialement développée chez les grands animaux, la chirurgie LAD sur de petits animaux tels que les rongeurs est devenue plus réalisable avec les progrès de la technologie4. Dans l’établissement de tels modèles, les souris ont été favorisées pour diverses raisons, notamment leur disponibilité relative, leur faible coût en logement et leur capacité de manipulation génétique.
Les modèles chirurgicaux contemporains de cardiopathie ischémique utilisant l’occlusion LAD nécessitent que le chercheur ouvre le péricarde pour ligaturer temporairement ou définitivement l’artère5. De telles stratégies entraînent la perturbation de l’espace péricardique, qui joue une fonction essentiellement mécanique et lubrifiante pour assurer une fonction cardiaque adéquate. Un autre inconvénient de l’ouverture du péricarde est de perdre le liquide péricardique natif de l’animal avec ses divers composants cellulaires et protéiques 6,7. En réponse, une méthode pour induire l’IM tout en gardant le péricarde intact a été développée par nous. En plus de minimiser la perturbation de cet environnement homéostatique, cette approche permet de marquer et de tracer des cellules spécifiques après avoir causé un IM. De plus, cette approche représente mieux les lésions ischémiques myocardiques en milieu humain.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Steri-350 Bead Sterilizer</td>
			<td>Inotech</td>
			<td>NC9449759</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10% Formalin</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>HT501128-4L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>40 &#181;m Cell strainer</td>
			<td>VWR</td>
			<td>CA21008-949</td>
			<td>Falcon, 352340</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70 &#181;m Cell strainer</td>
			<td>VWR</td>
			<td>CA21008-952</td>
			<td>Falcon, 352350</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ACK Lysis Buffer</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>A1049201</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD Insyte-W Catheter Needle 24 G X 3/4&#34;</td>
			<td>CDMV Inc</td>
			<td>108778</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine (10% povidone-iodine topical solution)</td>
			<td>CDMV Inc</td>
			<td>104826</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blunt Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>FST 11000-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BNP Ophthalmic Ointment</td>
			<td>CDMV Inc</td>
			<td>17909</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Castroviejo Needle Driver</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>FST 12061-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge 5810R</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>22625101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collagenase I</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>SCR103</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collagenase XI</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>C7657</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Covidien 5-0 Polysorb Suture - CV-11 taper needle</td>
			<td>Medtronic Canada</td>
			<td>GL-890</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Covidien 5-0 Polysorb Suture - PC-13 cutting needle</td>
			<td>Medtronic Canada</td>
			<td>SL-1659</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved Blunt Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>FST 11009-13</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dako Mounting Medium</td>
			<td>Agilen</td>
			<td>CS70330-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DNase I</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>11284932001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol, 100%</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>MFCD00003568</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethicon 8-0 Ethilon Suture - BV-130-4 taper needle</td>
			<td>Johnson &#38; Johnson Inc.</td>
			<td>2815G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiber-Optic Light</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>2208502</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>FST 11150-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluoresbrite&#174; YG Carboxylate Microspheres 1.00 &#181;m</td>
			<td>Polysciences, Inc.</td>
			<td>15702</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Geiger Thermal Cautery Unit</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>501293</td>
			<td>Model 150-ST</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hyaluronidase</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>H4272</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isofluorane Vaporizer</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>75-0951</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane USP, 250 mL</td>
			<td>CDMV Inc</td>
			<td>108737</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnetic Fixator Retraction System</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18200-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MX550D- 40 MHz probe</td>
			<td>Fujifilm- Visual Sonics</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle Driver</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>FST 12002-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE-10 Tubing</td>
			<td>Braintree Scienctific, Inc.</td>
			<td>PE10 50 FT</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>FST 14184-09</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SMZ-1B Stereo Microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>SMZ1-PS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VentElite Small Animal Ventilator</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>55-7040</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vetergesic (10 mL, 0.3mg/mL buprenorphine))</td>
			<td>CDMV Inc</td>
			<td>124918</td>
			<td>controlled drug</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vevo 2100 Software</td>
			<td>Fujifilm-Visual Sonics</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

an intact pericardium ischemic rodent model

Ce protocole a montré que le péricarde et son contenu jouent un rôle anti-fibrotique essentiel dans le modèle de rongeur ischémique (ligature coronaire pour induire une lésion myocardique). La majorité des modèles précliniques d’infarctus du myocarde nécessitent la perturbation de l’intégrité péricardique avec perte du milieu cellulaire homéostatique. Cependant, récemment, une méthodologie a été développée par nous pour induire l’infarctus du myocarde, ce qui minimise les dommages péricardiques et conserve la population de cellules immunitaires résidentes du cœur. Une amélioration de la récupération fonctionnelle cardiaque chez les souris ayant un espace péricardique intact après une ligature coronarienne a été observée. Cette méthode permet d’étudier les réponses inflammatoires dans l’espace péricardique à la suite d’un infarctus du myocarde. Le développement ultérieur des techniques de marquage peut être combiné avec ce modèle pour comprendre le devenir et la fonction des cellules immunitaires péricardiques dans la régulation des mécanismes inflammatoires qui entraînent le remodelage dans le cœur, y compris la fibrose.

Ce modèle modifié de ligature coronaire a été optimisé pour atteindre la reproductibilité et la survie des animaux. Cependant, en raison de la blessure importante induite dans le cœur, une certaine mortalité peropératoire et postopératoire attendue est associée à la procédure. La mortalité standard est généralement plus élevée chez les hommes (~25-35%) que chez les femmes (~ 10-15%).
L’induction réussie d’un IM avec la ligature coronaire modifiée devrait être évidente...

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An Intact Pericardium Ischemic Rodent Model

Ce protocole décrit les étapes pour induire un infarctus du myocarde chez la souris tout en préservant le péricarde et son contenu.

Un modèle intact de rongeur ischémique péricardique

This protocol has shown that the pericardium and its contents play an essential anti-fibrotic role in the ischemic rodent model (coronary ligation to ...

Cette méthode nous permettra d’évaluer le rôle de la cavité péricardique qui entoure le cœur et son contenu dans la réparation cardiaque à la suite d’un infarctus du myocarde. Par rapport aux méthodes conventionnelles de ligature coronaire pour la modélisation de l’infarctus du myocarde, notre méthode maintient une cavité péricardique intacte, permettant de déterminer le contenu et de suivre leurs rôles à la suite d’une lésion ischémique cardiaque. Comprendre la contribution de la cavité péricardique et la réponse aux blessures cardiaques fournira des informations importantes sur les stratégies thérapeutiques qui ciblent le péricarde pour améliorer la guérison cardiaque.Pour commencer par la post-anesthésie, retenez les pattes de la souris et positionnez-la sur la table chirurgicale. Après avoir préparé la souris pour la chirurgie comme décrit dans le manuscrit, ventiler la souris avec 2% d’isoflurane et 100% d’oxygène comme gaz porteur à l’aide d’un ventilateur commercial. Ensuite, définissez un taux de 110 respirations par minute, un volume courant de 250 microlitres et une pression expiratoire positive de quatre millimètres de mercure.Faites rouler la souris de 30% sur son côté droit pour positionner le côté gauche de la poitrine pour la chirurgie. Ensuite, faites une incision latérale de deux à trois centimètres dans la peau de la poitrine pour visualiser les muscles pectoraux du côté gauche. Faites une incision d’un centimètre de la ligne médiane vers l’extérieur pour couper le grand et le mineur pectoral.Évitez les saignements excessifs tout au long de la cautérisation des vaisseaux saignants. Visualisez les muscles intercostaux entre la troisième et la quatrième côte. Faites une incision de deux centimètres dans le muscle intercostal gauche pour introduire de l’air dans la cavité thoracique et permettre au cœur et aux poumons de tomber loin de l’incision.Pour inciser l’intercostal sans saignement, arrêtez temporairement le ventilateur et élargissez l’ouverture à l’aide d’un dispositif de cautérisation. À l’aide de rétracteurs, rétractez les côtes pour exposer le cœur. Ensuite, observez le péricarde et le cœur sous-jacent au microscope stéréoscopique.Placez doucement la pince sur la surface du péricarde pour réduire le péricarde et les mouvements cardiaques sous-jacents. Repère visuellement l’artère coronaire LAD en traçant son émergence sous l’appendice gauche. À l’aide du pilote de micro-aiguille, guider une suture appropriée à travers le péricarde sous le DAL.Observez la suture émergeant de l’autre côté du DAL et du péricarde. Représentant le modèle de ligature permanente, attachez la suture pour restreindre le flux sanguin dans l’artère coronaire, rendant visible le blanchiment de la partie antérieure du ventricule gauche. Ensuite, coupez l’excès de suture à l’aide de ciseaux.Fournir des injections d’entretien d’analgésique sous-cutanée toutes les 12 heures pendant 72 heures après la chirurgie. Après avoir réduit l’isoflurane à 1%, éteignez l’isoflurane tout en maintenant la ventilation avec de l’oxygène. Une fois que l’animal montre des signes de respiration, retirez le tube trachéal de calibre 23 de la bouche et placez la souris dans une cage de récupération pour surveiller la reprise respiratoire.Laissez la souris récupérer dans la cage avec une partie de la cage placée sur un coussin chauffant pour fournir une source de chaleur externe. Surveillez quotidiennement l’état de santé de la souris pendant sept jours en évaluant les incisions et l’inconfort des animaux. Si nécessaire, administrer des antibiotiques pour une récupération réussie après la chirurgie invasive.Après avoir maintenu la souris sous anesthésie générale avec de l’oxygène, placez la souris en décubitus dorsal sur une plate-forme de scène chauffée et attachez les pattes aux fils ECG. Puis frotter la poitrine. Acquérir des images ECG à l’aide d’une sonde transductrice et d’un gel de contact et les analyser avec le logiciel approprié.Après une évaluation ECG non invasive, éteignez l’isoflurane et remettez la souris dans la cage. Fixez le cœur dans 10% de formol pendant au moins 24 heures. Coupez l’échantillon à l’aide d’une lame de rasoir droite à travers le ventricule droit, le septum interventriculaire et le ventricule gauche, en veillant à ce que l’incision passe par le centre de la zone de l’infarctus.Et puis la paraffine incorpore les échantillons de tissus. Les sections coupées sont ensuite placées dans une cassette de montage pour un enrobage ultérieur de la paraffine et une section ultérieure en sections de cinq micromètres d’épaisseur. Après la mise en place des sections de tissu sur les lames, déparaffiner à l’aide de toluène et de lavages à l’alcool gradués avec de l’eau désionisée.Puis réhydratez-vous. Ensuite, colorez la section avec 0,1% de rouge sirius dans de l’acide picrique pendant deux heures à température ambiante. Laver la section avec de l’acide acétique à 0,5 % pendant trois minutes, puis rincer avec de l’éthanol à 70 % pendant une minute.Déshydrater la section en utilisant l’ordre inverse des lavages avec des concentrations d’éthanol croissantes et graduées avant de monter pour une évaluation microscopique. L’induction réussie de l’infarctus du myocarde avec la ligature coronaire modifiée a été évaluée en examinant les paramètres fonctionnels et les caractéristiques structurelles du cœur. Pour la fonction, la diminution de la fraction d’éjection du ventricule gauche a été évaluée par échocardiographie dans les trois à quatre semaines suivant l’infarctus du myocarde.La coloration histologique a démontré que les changements fonctionnels s’accompagnaient d’une fibrose significative de la paroi du ventricule gauche, qui a été confirmée par la quantification de la fibrose colorée en rouge picrosirius dans les coupes transversales du cœur quatre semaines après l’infarctus avec les modèles de ligature coronaire péricardique perturbés ou intacts. La combinaison de la méthode de marquage des billes fluorescentes avec l’analyse par cytométrie en flux a fourni une approche pour suivre les macrophages péricardiques Gata6 positifs résidents. Fait important, peu ou pas d’étiquetage a été détecté dans le cœur ou le sang.Après un infarctus du myocarde, la relocalisation des cellules peut être suivie par cytométrie de flux et imagerie. La quantification des cellules myéloïdes péricardiques marquées par des billes fluorescentes avec ou sans infarctus du myocarde est présentée. Des précautions sont nécessaires pour éviter de perturber ou de déchirer par inadvertance le péricarde mince pendant la procédure.Cette méthode peut être combinée avec le traçage de la lignée cellulaire ou le blocage des effecteurs, ce qui permettra de suivre et de déterminer l’impact de la composante péricardique sur la réponse de guérison dans le cœur infarctus. Nous avons identifié que la cavité péricardique protège le cœur après une blessure, qui est en partie médiée par les macrophages péricardiques résidents. Cette approche ouvre un nouveau domaine de recherche pour les maladies cardiovasculaires.

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