Name: dissection and immunostaining of larval salivary glands from anopheles gambiae mosquitoes
Uploaded: 2021-09-30T14:45:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Dissection and Immunostaining of Larval Salivary Glands from Anopheles gambiae Mosquitoes at JoVE.com

Wir danken dem Johns Hopkins Malaria Research Institute für den Zugang zu und die Aufzucht von An. gambiae-Larven.

1. Vorbereitung von Lösungen und Tools
<ol><li>Herstellung der Dissektionslösung<ol>
<li>Zur Herstellung der Sezierlösung werden 2,5 ml 100% iges Ethanol zu 7,5 ml destilliertemH2Oin einem 15-jährigen Kunststoffröhrchen gegeben. Drehen Sie die Tube 3 mal um, um zu mischen. HINWEIS: Diese Lösung kann mehrere Wochen bei Raumtemperatur gelagert werden.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Herstellung von 10x phosphatgepuffertem Kochsalzlösungsmaterial (PBS)<ol>
<li>Zur Herstellung von 10x PBS-Brüh...

<ol>
	<li>World malaria report 2020: 20 years of global progress and challenges. World Health Organization Available from: <a target="_blank" href="https://apps.who.int/iris/handle/10665/337660">https://apps.who.int/iris/handle/10665/337660</a> (2020)</li><li>Feachem, R. G. 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J., Vanden Bovenkamp, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+aspects+of+mosquito+salivation+in+blood+feeding+of+Aedes+aegypti.">Functional aspects of mosquito salivation in blood feeding of Aedes aegypti.</a> Mosquito News. 41 (1), 115 (1981).</li><li>Ribeiro, J. M., Rossignol, P. A., Spielman, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+mosquito+saliva+in+blood+vessel+location.">Role of mosquito saliva in blood vessel location.</a> Journal of Experimental Biology. 108, 1-7 (1984).</li><li>Yamamoto, D. S., Sumitani, M., Kasashima, K., Sezutsu, H., Matsuoka, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+malaria+infection+in+transgenic+Anopheline+mosquitoes+lacking+salivary+gland+cells.">Inhibition of malaria infection in transgenic Anopheline mosquitoes lacking salivary gland cells.</a> PLoS Pathogens. 12 (9), 1005872 (2016).</li><li>Rishikesh, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphology+and+development+of+the+salivary+glands+and+their+chromosomes+in+the+larvae+of+Anopheles+stephensi+sensu+stricto.">Morphology and development of the salivary glands and their chromosomes in the larvae of Anopheles stephensi sensu stricto.</a> Bulletin of the World Health Organization. 20 (1), 47-61 (1959).</li><li>Jensen, D. V., Jones, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+of+the+salivary+glands+in+Anopheles+albimanus+Wiedemann+(Diptera,+Culicidae).">The development of the salivary glands in Anopheles albimanus Wiedemann (Diptera, Culicidae).</a> Annals of the Entomological Society of America. 50 (5), 40824 (1957).</li><li>Chiu, M., Trigg, B., Taracena, M., Wells, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diverse+cellular+morphologies+during+lumen+maturation+in+Anopheles+gambiae+larval+salivary+glands.">Diverse cellular morphologies during lumen maturation in Anopheles gambiae larval salivary glands.</a> Insect Molecular Biology. 30 (2), 210-230 (2021).</li><li>MR4. Methods in Anopheles research. Center for Disease Control Available from: <a target="_blank" href="https://www.beiresources.org/Portals/2/">https://www.beiresources.org/Portals/2/</a> (2015)</li><li>Wells, M. B., Andrew, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Salivary+gland+cellular+architecture+in+the+Asian+malaria+vector+mosquito+Anopheles+stephensi.">Salivary gland cellular architecture in the Asian malaria vector mosquito Anopheles stephensi.</a> Parasites &amp; Vectors. 8, 617 (2015).</li><li>Wells, M. B., Villamor, J., Andrew, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Salivary+gland+maturation+and+duct+formation+in+the+African+malaria+mosquito+Anopheles+gambiae.">Salivary gland maturation and duct formation in the African malaria mosquito Anopheles gambiae.</a> Scientific Reports. 7 (1), 601 (2017).</li><li>Wells, M. B., Andrew, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anopheles+salivary+gland+architecture+shapes+plasmodium+sporozoite+availability+for+transmission.">Anopheles salivary gland architecture shapes plasmodium sporozoite availability for transmission.</a> mBio. 10 (4), 01238 (2019).</li><li>Clements, A. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The physiology of mosquitoes. , (1963).</li><li>Imms, A. 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J., Smith, K. E., Seron, T. J., Neira Oviedo, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Carbonic+anhydrases+and+anion+transport+in+mosquito+midgut+pH+regulation.">Carbonic anhydrases and anion transport in mosquito midgut pH regulation.</a> Journal of Experimental Biology. 212 (11), 1662-1671 (2009).</li><li>Linser, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Slc4-like+anion+transporters+of+the+larval+mosquito+alimentary+canal.">Slc4-like anion transporters of the larval mosquito alimentary canal.</a> Journal of Insect Physiology. 58 (4), 551-562 (2012).</li></ol>

Das hierin beschriebene Protokoll wurde aus einem Drosophila SG-Dissektionsprotokoll und einem adulten Mückendissektionsprotokoll14,15,16angepasst. Die meisten Marker drangen jedoch nicht in die Basalmembran ein (Daten nicht gezeigt), wenn die Adult-Dissektions- und SG-Färbemethoden verwendet wurden. Zu den Anpassungen des Erwachsenenprotokolls gehörten das Sezieren der Drüsen in einer 25% igen EtOH-Lösung, das Waschen der ...

Malaria ist eine große Bedrohung für die öffentliche Gesundheit, die im Jahr 2019 fast 230 Millionen Infektionen und schätzungsweise 409.000 Todesfälle verursacht1. Die meisten Todesfälle sind in Subsahara-Afrika und werden durch den Parasiten Plasmodium falciparumverursacht, dessen Insektenvektor Anopheles gambiaeist, der Gegenstand dieser Videodemonstration ist. Obwohl die Zahlen auf einen signifikanten Rückgang der jährlichen Sterberate seit der Jahrhundertwende hindeuten (>300.000 weniger jährliche Todesfälle), nehmen die vielversprechenden Rückgänge der Krankheitsraten, die von 2000 bis 2015 beobachtet wurden, ab, was auf die Notwendigkeit neuer Ansätze zur Begrenzung der Krankheitsübertragung hindeutet2. Zu den vielversprechenden zusätzlichen Strategien zur Kontrolle und möglichen Eliminierung von Malaria gehört das Targeting der Mückenvektorkapazität mittels CRISPR/Cas9-basierter Gen-Editing und Gene-Drive3,4,5. Tatsächlich ist es das Targeting des Mückenvektors (durch den erweiterten Einsatz von langlebigen, mit Insektiziden behandelten Moskitonetzen), das den größten Einfluss auf die Verringerung der Krankheitsübertragung hatte6.
Weibliche Moskitos erwerben Plasmodium-Gametozyten von einem infizierten Menschen während einer Blutmahlzeit. Nach Befruchtung, Reifung, Mitteldarmepithel-Traversal, Populationsexpansion und Hämocoel-Navigation in ihren obligaten Mückenwirten dringen Hunderte bis Zehntausende von Plasmodium-Sporozoiten in die Mücken-SGs ein und füllen die sekretorischen Hohlräume der konstituierenden sekretorischen Zellen. In den sekretorischen Hohlräumen angekommen, haben die Parasiten direkten Zugang zum Speichelgang und sind somit bereit für die Übertragung auf einen neuen Wirbeltierwirt bei der nächsten Blutmahlzeit. Da SGs für die Übertragung von Malaria verursachenden Sporozoiten auf ihre menschlichen Wirte von entscheidender Bedeutung sind und Laborstudien darauf hindeuten, dass SGs für die Bluternährung, das Überleben von Moskitos oder die Fruchtbarkeit nicht wesentlich sind7,8,9, stellen sie ein ideales Ziel für übertragungsblockierende Maßnahmen dar. Adulte Mücken-SGs bilden sich als Eine Ausarbeitung von "Gangknospen" -Überresten in den Larven-SGs, die über die frühe pupale SG-Histolyse10hinaus bestehen bleiben, was die Larven-SG zu einem idealen Ziel für Interventionen zur Begrenzung der Krankheitsübertragung im Erwachsenenstadium macht.
Die Charakterisierung des Larvenstadiums der SG-Entwicklung kann nicht nur dazu beitragen, ein besseres Verständnis seiner Morphologie und funktionellen Anpassungen zu entwickeln, sondern auch bei der Bewertung neuer Interventionen helfen, die auf dieses Organ abzielen, durch Gen-Editing von wichtigen SG-Regulatoren. Da alle früheren Studien zur Larven-Speicheldrüsenarchitektur älter sind als Immunfärbung und moderne bildgebende Verfahren10,11, haben wir ein Protokoll zur Isolierung und Färbung von Speicheldrüsen mit einer Vielzahl von Antikörpern und Zellmarkern entwickelt12. Dieses Video demonstriert diesen Ansatz zur Extraktion, Fixierung und Färbung von Larven-SGs aus Anopheles gambiae L4-Larven für die konfokale Bildgebung.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>&#160;KH2PO4</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>P9791</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;Na2HPO4 &#8226; 2H2O</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>71643</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;NaCl</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>S7653</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acetone</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>179124</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brush with soft bristles</td>
			<td>Amazon (SN NJDF) Detail Paint Brush Set</td>
			<td>B08LH63D89</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cover slips (22 x 50 mm)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>48393-195</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAPI (DNA)</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>D1306</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethyl alcohol 200 proof</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>EX0276</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gilson Pipetman P200 Pipette</td>
			<td>Gilson</td>
			<td>P200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glacial Acetic Acid</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>695092</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jewelers forceps, Dumont No. 5</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>F6521</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>58221</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methanol</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>1414209</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nail polish</td>
			<td>Amazon (Sally Hansen)</td>
			<td>B08148YH9M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nile Red (lipid)</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>N1142</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paper towels/wipes</td>
			<td>ULINE</td>
			<td>S-7128</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri plate (to make putty plate)</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>FB0875712</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipette Tips</td>
			<td>Gilson</td>
			<td>Tips E200ST</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic Transfer Pipette</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>S304671</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Primary antibodies (e.g., Crb, Rab11)</td>
			<td>Developmental Studies Hybridoma Bank (DSHB); Andrew Lab</td>
			<td>Mouse anti-Crb (Cq4) or Rabbit anti-Rab11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Secondary antibodies with fluorescent tags (e.g., Alexa Fluor 488 Goat-anti Rabbit)</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>A11008</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicone resin and curing agent for putty plate</td>
			<td>Dow Chemicals - Ximeter Silicone</td>
			<td>PMX-200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Slides, frosted on one end for labelling</td>
			<td>VWR&#160; 20 X 50 mm</td>
			<td>48393-195</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wheat Germ Agglutinin</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>W834</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

dissection and immunostaining of larval salivary glands from anopheles gambiae mosquitoes

Mückenspeicheldrüsen (SGs) sind ein notwendiges Einstiegsorgan für die Übertragung von durch Insekten übertragenen Krankheitserregern. Krankheitserreger, einschließlich Viren und die Plasmodium-Parasiten, die Malaria verursachen, sammeln sich in den sekretorischen Hohlräumen von SG-Zellen an. Hier sind sie bereit für die Übertragung auf ihre Wirbeltierwirte während einer anschließenden Blutmahlzeit. Da sich erwachsene Drüsen als Eine Ausarbeitung von Larven-SG-Gang-Knospenresten bilden, die über die frühe pupale SG-Histolyse hinaus bestehen bleiben, ist die Larven-SG ein ideales Ziel für Interventionen, die die Krankheitsübertragung begrenzen. Das Verständnis der Larven-SG-Entwicklung kann dazu beitragen, ein besseres Verständnis ihrer Morphologie und funktionellen Anpassungen zu entwickeln und bei der Bewertung neuer Interventionen zu helfen, die auf dieses Organ abzielen. Dieses Videoprotokoll demonstriert eine effiziente Technik zur Isolierung, Fixierung und Färbung von Larven-SGs von Anopheles gambiae-Mücken. Drüsen, die von Larven in einer 25% igen Ethanollösung seziert werden, werden in einem Methanol-Eisessig-Gemisch fixiert, gefolgt von einer kalten Acetonwäsche. Nach einigen Spülungen in phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) können SGs mit einer breiten Palette von Markerfarbstoffen und/oder Antiseren gegen SG-exprimierte Proteine gefärbt werden. Diese Methode zur Larven-SG-Isolierung könnte auch verwendet werden, um Gewebe für die In-situ-Hybridisierungsanalyse, andere transkriptomische Anwendungen und Proteomstudien zu sammeln.

Speicheldrüsen sind relativ einfach von allen Larven des Stadiums 4 zu sezieren. Männliche und weibliche Larven können im späten L4-Larvenstadium durch einen roten Streifen entlang des dorsalen Thorax von Weibchen, nicht aber von Männchen unterschieden werden (Abbildung 2). Wir beobachten auch, dass die Antennenmorphologie bei männlichen L4-Larven viel ausgefeilter ist als bei weiblichen L4-Larven (Abbildung 2), ähnlich den Unterschieden, die in dieser St...

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Dissection and Immunostaining of Larval Salivary Glands from Anopheles gambiae Mosquitoes

Die ausgewachsene Mückenspeicheldrüse (SG) ist für die Übertragung aller durch Mücken übertragenen Krankheitserreger auf ihre menschlichen Wirte, einschließlich Viren und Parasiten, erforderlich. Dieses Video zeigt die effiziente Isolierung der SGs von den Larven (L4) Anopheles gambiae-Mücken und die Vorbereitung der L4-SGs für die weitere Analyse.

Dissektion und Immunfärbung von Larven-Speicheldrüsen von Anopheles gambiae Mücken

Mosquito salivary glands (SGs) are a requisite gateway organ for the transmission of insect-borne pathogens. Disease-causing agents, including viruses and ...

Die Speicheldrüsen von Insekten sind für die Übertragung vieler menschlicher Krankheiten erforderlich. Ein besseres Verständnis der Gehaltsdrüsenbiologie sollte uns also helfen, bestehende Strategien zur Krankheitsprävention zu ergänzen. Diese Technik wird es uns ermöglichen, schnell zu fragen, ob Mutationen in den Kandidatenregulatoren die Morphologie der Speicheldrüsen der Mückenlarven beeinflussen und möglicherweise die Übertragung von Malariaparasiten beeinflussen.Die ersten Male, wenn Sie mit den Mückenlarven arbeiten, sind sie schwer zu greifen, da sie sich schnell bewegen. Je mehr du übst, desto besser wirst du. Beginnend mit dem Verfahren wird Marisol Luchetti, eine studentische wissenschaftliche Mitarbeiterin für mein Labor, sein.Um das Experiment zu starten, legen Sie eine Töpfchenplatte auf die Bühne eines Seziermikroskops und übertragen Sie 10 Mücken-L4-Larven auf die Töpfchenplatte. Dann legen Sie einen Tropfen der Dissektionslösung auf die Töpfchenplatte getrennt von den Larven. Verwenden Sie eine Pinzette, um eine L4-Larve in den Dissektionslösungstropfen von 25% Ethanol zu legen.Indem Sie eine Nummer fünf Pinzette in jeder Hand halten, greifen Sie die Larven mit einer Pinzette direkt unter dem Kopf mit der dominanten Hand und greifen Sie den Kopf der Larve mit der nicht dominanten Hand, dann ziehen Sie den Kopf vorsichtig mit minimaler konstanter Kraft, um sich vom Rest des Körpers zu lösen, während die Drüsen am Kopf befestigt bleiben. Nachdem Sie den Körperteil des Larvenkadavers verworfen haben, sammeln Sie die Kopf- oder Speicheldrüsen in einem Milliliter PBS in einem 1,5 Milliliter Mikrozentrifugenröhrchen und warten Sie, bis die Speicheldrüsen auf den Boden des Puffers sinken. Am nächsten Tag die Lösung abtropfen lassen, um das Gewebe zu fixieren, mit einem Milliliter kaltem 100% Aceton für 90 Sekunden.Nachdem Sie das Aceton entfernt haben, spülen Sie das Gewebe dreimal vorsichtig mit einem Milliliter PBS ab. Zur Immunfärbung wird ein primärer Antikörper wie Rab 11 in der entsprechenden Verdünnung in 200 Mikrolitern des Gesamtvolumens von PBS hinzugefügt. Den Röhrcheninhalt vorsichtig mit einer Pipettenspitze schwenken.Inkubieren Sie die primären Antikörper über Nacht bei vier Grad, gefolgt von dreimaligem Waschen in einem Milliliter PBS. Dann fügen Sie den sekundären Antikörper, Alexa Fluor 488 Goat Anti-Rabbit, in der entsprechenden Verdünnung in 200 Mikroliter Gesamtvolumen hinzu. Nachdem Sie den Inhalt mit einer Pipettenspitze gemischt haben, inkubieren Sie die Gewebe mit Farbstoffen wie Nilrot und Hoechst in 200 Mikroliter PBS bei Raumtemperatur für 60 Minuten, gefolgt von dreimaligem Waschen mit PBS.Bereiten Sie einen Objektträger vor, indem Sie 200 Mikroliter 100% Glycerin mit einer Pipette hinzufügen und bis zu 20 gefärbte Köpfe mit den angebrachten Drüsen und inneren Strukturen pro Objektträger mit einem weichen Pinsel übertragen. Verteilen Sie die Kopfproben, um sie gleichmäßig entlang des Glasobjektträgers zu verteilen. Wenn Sie unter einem Seziermikroskop den Larvenkopf mit zwei Pinzettenpaaren von den Drüsen trennen, indem Sie die beiden Gewebe vorsichtig in entgegengesetzte Richtungen ziehen.Wenn alle Proben fertig sind, legen Sie vorsichtig einen 1,5 Millimeter dicken Deckschlicker auf den Objektträger, vermeiden Sie die Bildung von Luftblasen, und versiegeln Sie den Objektträger dann mit klarem Nagellack. Die Speicheldrüsen sind relativ leicht zu sezieren, von Larven im vierten Stadium. Männliche und weibliche Larven können im späten L4-Larvenstadium durch einen roten Streifen entlang des dorsalen Thorax der Weibchen unterschieden werden.Die Antennenmorphologie ist auch ausgefeilter, bei Männchen als bei weiblichen L4-Larven, wie man sehen kann, mit den weißen Pfeilen, die darauf zeigen, den weiblichen Antennen auf dem linken Bild und den männlichen Antennen auf der rechten Seite. Die Speicheldrüsen, die aus Larven im frühen L4-Stadium isoliert und mit Hoechst gefärbt sind, zeigen die proximalen und distalen Lappen, die durch eine enge Verengung getrennt sind. Das sich bildende Lumen wurde in der immungefärbten distalen Speicheldrüse einer mittleren bis späten L4-Larve untersucht.Die apikalen Domänen der sekretorischen Zellen, die das sich bildende Lumen umgeben, wiesen eine intensive Nilrotfärbung auf, die auf mikrovilliartige Strukturen hindeutet. Die Rab-11-Färbung wurde in der Nähe der apikalen Oberfläche beobachtet. Es gibt nur einen Schritt mit der Zeit, und das ist die 90-sekunden-Inkubation, der Gewebe in kaltem Aceton.Dieses Protokoll wurde erst kürzlich entwickelt, aber wir erwarten, dass es für jeden, der an der Mückenspeicheldrüse arbeitet, hilfreich sein wird. Wir gehen davon aus, dass wir es oft verwenden werden.

Research

JoVE Journal

Biology

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Forschung

Biologie

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Protocol for RNAi Assays in Adult Mosquitoes (A. gambiae)

Protocol for RNAi Assays in Adult Mosquitoes A. gambiae

Protokoll für die RNAi-Assays in Adult Moskitos (A. gambiae)

Reverse genetic approaches have proven extremely useful for determining  which genes underly resistance to vector pathogens in mosquitoes.  This video ...

Building a Better Mosquito: Identifying the Genes Enabling Malaria and Dengue Fever Resistance in A. gambiae and A. aegypti Mosquitoes

Ein besseres Mosquito: Identifizierung der Gene aktivieren Malaria und Dengue-Fieber Widerstand in A. gambiae und A. aegypti Moskitos

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