Name: measuring cell-edge protrusion dynamics during spreading using live-cell microscopy
Uploaded: 2021-11-01T13:00:00
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Ce travail a été soutenu par les subventions NIH MH115939, NS112121, NS105640 et R56MH122449-01A1 (à Anthony J. Koleske) et de la Fondation israélienne pour la science (subventions numéros 1462/17 et 2142/21) (à Hava Gil-Henn).

Toutes les méthodes décrites dans ce protocole ont été approuvées par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux (IACUC) de l’Université Bar-Ilan.
Remarque : Une représentation graphique étape par étape de la procédure décrite dans cette section apparaît à la figure 1.
1. Culture cellulaire
REMARQUE: Les cellules utilisées dans le protocole sont des fibrob...

<ol>
	<li>Kurosaka, S., Kashina, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+biology+of+embryonic+migration.">Cell biology of embryonic migration.</a> Birth Defects Research Part C - Embryo Today: Reviews. 84 (2), 102-122 (2008).</li><li>Pollard, T. D., Borisy, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+motility+driven+by+assembly+and+disassembly+of+actin+filaments.">Cellular motility driven by assembly and disassembly of actin filaments.</a> Cell. 112 (4), 453-465 (2003).</li><li>Ponti, A., Machacek, M., Gupton, S. L., Waterman-Storer, C. M., Danuser, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+distinct+actin+networks+drive+the+protrusion+of+migrating+cells.">Two distinct actin networks drive the protrusion of migrating cells.</a> Science. 305 (5691), 1782-1786 (2004).</li><li>Chesarone, M. A., DuPage, A. G., Goode, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Unleashing+formins+to+remodel+the+actin+and+microtubule+cytoskeletons.">Unleashing formins to remodel the actin and microtubule cytoskeletons.</a> Nature Reviews Molecular Cell Biology. 11 (1), 62-74 (2010).</li><li>Chesarone, M. A., Goode, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Actin+nucleation+and+elongation+factors:+mechanisms+and+interplay.">Actin nucleation and elongation factors: mechanisms and interplay.</a> Current Opinion in Cell Biology. 21 (1), 28-37 (2009).</li><li>Lee, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Actin Cytoskeleton and the Regulation of Cell Migration. Colloquium series on building blocks of the cell: cell structure and function. , (2013).</li><li>Giannone, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lamellipodial+actin+mechanically+links+myosin+activity+with+adhesion-site+formation.">Lamellipodial actin mechanically links myosin activity with adhesion-site formation.</a> Cell. 128 (3), 561-575 (2007).</li><li>Tojkander, S., Gateva, G., Lappalainen, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Actin+stress+fibers--assembly,+dynamics+and+biological+roles.">Actin stress fibers--assembly, dynamics and biological roles.</a> Journal of Cell Science. 125, 1855-1864 (2012).</li><li>Wilson, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Myosin+II+contributes+to+cell-scale+actin+network+treadmilling+through+network+disassembly.">Myosin II contributes to cell-scale actin network treadmilling through network disassembly.</a> Nature. 465 (7296), 373-377 (2010).</li><li>Chhabra, E. S., Higgs, H. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+many+faces+of+actin:+matching+assembly+factors+with+cellular+structures.">The many faces of actin: matching assembly factors with cellular structures.</a> Nature Cell Biology. 9 (10), 1110-1121 (2007).</li><li>Hinz, B., Alt, W., Johnen, C., Herzog, V., Kaiser, H. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantifying+lamella+dynamics+of+cultured+cells+by+SACED,+a+new+computer-assisted+motion+analysis.">Quantifying lamella dynamics of cultured cells by SACED, a new computer-assisted motion analysis.</a> Experimental Cell Research. 251 (1), 234-243 (1999).</li><li>Bear, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antagonism+between+Ena/VASP+proteins+and+actin+filament+capping+regulates+fibroblast+motility.">Antagonism between Ena/VASP proteins and actin filament capping regulates fibroblast motility.</a> Cell. 109 (4), 509-521 (2002).</li><li>Doggett, T. M., Breslin, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Study+of+the+actin+cytoskeleton+in+live+endothelial+cells+expressing+GFP-actin.">Study of the actin cytoskeleton in live endothelial cells expressing GFP-actin.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (57), e3187 (2011).</li><li>Miller, A. L., Wang, Y., Mooseker, M. S., Koleske, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Abl-related+gene+(Arg)+requires+its+F-actin-microtubule+cross-linking+activity+to+regulate+lamellipodial+dynamics+during+fibroblast+adhesion.">The Abl-related gene (Arg) requires its F-actin-microtubule cross-linking activity to regulate lamellipodial dynamics during fibroblast adhesion.</a> Journal of Cell Biology. 165 (3), 407-419 (2004).</li><li>Bryce, N. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cortactin+promotes+cell+motility+by+enhancing+lamellipodial+persistence.">Cortactin promotes cell motility by enhancing lamellipodial persistence.</a> Current Biology. 15 (14), 1276-1285 (2005).</li><li>Lapetina, S., Mader, C. C., Machida, K., Mayer, B. J., Koleske, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Arg+interacts+with+cortactin+to+promote+adhesion-dependent+cell+edge+protrusion.">Arg interacts with cortactin to promote adhesion-dependent cell edge protrusion.</a> Journal of Cell Biology. 185 (3), 503-519 (2009).</li><li>Miller, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+of+actin+polymerization+and+adhesion-dependent+cell+edge+protrusion+by+the+Abl-related+gene+(Arg)+tyrosine+kinase+and+N-WASp.">Regulation of actin polymerization and adhesion-dependent cell edge protrusion by the Abl-related gene (Arg) tyrosine kinase and N-WASp.</a> Biochemistry. 49 (10), 2227-2234 (2010).</li><li>Lukic, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pyk2+regulates+cell-edge+protrusion+dynamics+by+interacting+with+Crk.">Pyk2 regulates cell-edge protrusion dynamics by interacting with Crk.</a> Molecular Biology of the Cell. , (2021).</li></ol>

La dynamique de la saillie du bord cellulaire, composée de protubérances, de rétractions et de volants, est à la fois une condition préalable et un événement limitant le débit potentiel dans la motilité cellulaire. Nous décrivons ici une méthode rapide et simple pour mesurer la dynamique des protubérances du bord cellulaire pendant l’étalement. Cette méthode permet une imagerie à court terme, génère une quantité importante de données, ne nécessite pas de marquage fluorescent des cellules ou d’équ...

La migration cellulaire est un processus critique qui contrôle le développement et la fonction de tous les organismes vivants. La migration cellulaire se produit à la fois dans des conditions physiologiques, telles que l’embryogenèse, la cicatrisation des plaies et la réponse immunitaire, et dans des conditions pathologiques, telles que les métastases cancéreuses et les maladies auto-immunes. Malgré les différences dans les types de cellules qui participent à différents événements migratoires, tous les événements de motilité cellulaire partagent des mécanismes moléculaires similaires, qui ont été conservés dans l’évolution des protozoaires aux mammifères, et impliquent des mécanismes de contrôle cytosquelettiques communs qui peuvent détecter l’environnement, répondre aux signaux et moduler le comportement cellulaire en réponse1.
Une première étape de la migration cellulaire peut être la formation de protubérances très dynamiques au bord d’attaque de la cellule. Derrière le lamellipodium, on peut trouver la lamelle, qui couple l’actine à la contractilité médiée par la myosine II et médie l’adhésion au substrat sous-jacent. Les lamellipodies sont induites par des stimuli extracellulaires tels que les facteurs de croissance, les cytokines et les récepteurs d’adhésion cellulaire et sont entraînées par la polymérisation de l’actine, qui fournit la force physique qui pousse la membrane plasmique vers l’avant2,3. De nombreuses protéines de signalisation et structurelles ont été impliquées dans cela; parmi eux se trouvent les RHO GTPases, qui agissent en coordination avec d’autres signaux pour activer les protéines régulatrices de l’actine telles que le complexe Arp 2/3, les protéines de la famille WASP et les membres des familles Formin et Spire dans les lamellipodies2,4,5.
En plus de la polymérisation de l’actine, l’activité de la myosine II est nécessaire pour générer des forces contractiles au niveau du lamellipodium et de la lamelle antérieure. Ces contractions, également définies comme des rétractions du bord cellulaire, peuvent également résulter de la dépolymérisation de l’actine dendritique à la périphérie de la cellule et sont essentielles pour développer le bord d’attaque lamellipodial et permettre à la saillie de sentir la flexibilité de la matrice extracellulaire et d’autres cellules et de déterminer la direction de la migration6,7,8 . Les protubérances de bord cellulaire qui ne peuvent pas s’attacher au substrat formeront des volants de membrane périphérique, des structures en forme de feuille qui apparaissent sur la surface ventrale de la lamellipodie et de la lamelle et se déplacent vers l’arrière par rapport à la direction de la migration. Comme le lamellipodium ne parvient pas à se fixer au substrat, un lamellipodium postérieur se forme en dessous et pousse mécaniquement le premier lamellipodium vers la surface ventrale supérieure. Les filaments d’actine dans le volant qui étaient autrefois parallèles au substrat deviennent maintenant perpendiculaires à celui-ci, et le volant est maintenant positionné au-dessus du lamellipodium en progression. Le volant qui recule retombe dans le cytosol et représente un mécanisme cellulaire de recyclage de l’actine lamellipodiale9,10.
Ici, nous décrivons un test pour la mesure de la dynamique de la saillie des bords cellulaires. Le test de saillie utilise la microscopie vidéo time-lapse pour mesurer la dynamique de la protrusion d’une seule cellule pendant 10 minutes pendant la phase d’étalement de la cellule. La dynamique de la saillie est analysée en générant des kymographes à partir de ces films. En principe, un kymographe fournit des données quantitatives détaillées sur les particules en mouvement dans un diagramme spatio-temporel pour donner une compréhension qualitative de la dynamique des bords cellulaires. L’intensité de la particule en mouvement est tracée pour toutes les piles d’images dans un diagramme temporel par rapport à l’espace, où l’axe X et l’axe Y représentent respectivement le temps et la distance11. Cette méthode utilise une analyse kymographique manuelle avec ImageJ pour obtenir des données quantitatives détaillées, permettant de récupérer des informations à partir de films et d’images en cas de faible rapport signal/bruit et/ou de densité de caractéristiques élevée, et l’analyse d’images acquises en microscopie optique à contraste de phase ou en mauvaise qualité d’image.
Le test de dynamique de la saillie du bord cellulaire décrit ici est une méthode rapide, simple et rentable. En tant que tel, et parce qu’il a été démontré qu’il est directement corrélé avec la migration cellulaire11,12, il peut être utilisé comme méthode préliminaire pour tester la dynamique du cytosquelette impliquée dans la motilité cellulaire avant de décider d’effectuer des méthodes plus exigeantes en ressources. En outre, il permet également de mesurer quantitativement l’impact des manipulations génétiques (knockout, knockdown ou rescue) des protéines cytosquelettiques sur la dynamique du cytosquelette à l’aide d’une plate-forme simple. Le test est un modèle instructif pour explorer la dynamique du cytosquelette dans le contexte de la migration cellulaire et pourrait être utilisé pour élucider les mécanismes et les molécules sous-jacents à la motilité cellulaire.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>10 cm cell culture plates</td>
			<td>Greiner</td>
			<td>P7612-360EA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bovine serum albumin (BSA)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A7906</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dulbecco&#8217;s modified Eagle medium (DMEM)</td>
			<td>Biological Industries, Israel</td>
			<td>01-055-1A</td>
			<td>Medium contains high glucose (4.5 g/L D-glucose)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dulbecco&#8217;s phosphate buffered saline (1xDPBS)</td>
			<td>Biological Industries, Israel</td>
			<td>02-023-1A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal bovine serum (FBS)</td>
			<td>Biological Industries, Israel</td>
			<td>04-001-1A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fibronectin from human plasma, liquid, 0.1%, suitable for cell culture</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>F0895</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass bottom dishes</td>
			<td>Cellvis</td>
			<td>D35-20-1.5-N</td>
			<td>35mm glass bottom dish, dish size 35 mm, well size 20mm, #1.5 cover glass (0.16-0.19 mm).</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImageJ software</td>
			<td>NIH</td>
			<td></td>
			<td>Feely available at: https://imagej.nih.gov/ij/download.html</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LAS-AF Leica Application Suite 3.2</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Microscope acquisition software equipped with an ORCA-Flash 4.0 V2 digital CMOS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leica AF6000</td>
			<td>Leica</td>
			<td></td>
			<td>Inverted bright field microscope (40x, NA 1.3 ) equipped with phase-contrast optics, an incubator, and CO2 unit with LAS AF acquisition software equipped with an ORCA-Flash 4.0 V2 digital CMOS camera .</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-glutamine solution</td>
			<td>Biological Industries, Israel</td>
			<td>03-020-1B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ORCA-Flash 4.0 V2 digital CMOS camera</td>
			<td>Hamamatsu Photonics</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin-streptomycin solution</td>
			<td>Biological Industries, Israel</td>
			<td>03-031-1B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin-EDTA solution B (0.25%), EDTA (0.05%)</td>
			<td>Biological Industries, Israel</td>
			<td>03-052-1A</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

measuring cell-edge protrusion dynamics during spreading using live-cell microscopy

Le développement et l’homéostasie des organismes multicellulaires reposent sur une régulation coordonnée de la migration cellulaire. La migration cellulaire est un événement essentiel dans la construction et la régénération des tissus, et est essentielle au développement embryonnaire, aux réponses immunologiques et à la cicatrisation des plaies. La dérégulation de la motilité cellulaire contribue à des troubles pathologiques, tels que l’inflammation chronique et les métastases cancéreuses. La migration cellulaire, l’invasion tissulaire, l’excroissance de l’axone et de la dendrite commencent toutes par des protubérances de bord cellulaire médiées par la polymérisation de l’actine. Nous décrivons ici une méthode simple, efficace et rapide pour l’imagerie et l’analyse quantitative de la dynamique de la saillie des bords cellulaires pendant l’épandage. Cette méthode mesure les caractéristiques discrètes de la dynamique de la membrane du bord cellulaire, telles que les protubérances, les rétractions et les volants, et peut être utilisée pour évaluer l’impact des manipulations des principaux régulateurs d’actine sur les protubérances du bord cellulaire dans divers contextes.

Dans l’expérience décrite à la figure 2, des MEF immortalisés ont été plaqués sur des boîtes à fond de verre pré-enduites de fibronectine pour activer la signalisation médiée par l’intégrine, bloquée par la BSA dénaturée, afin de bloquer les sites potentiels libres pour l’adhésion cellulaire qui ne dépend pas de l’activation de l’intégrine. Pour atteindre la phase de croissance logarithmique à une confluence de cellules de 70% à 80% le jour de l’expérience, ...

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Measuring Cell-Edge Protrusion Dynamics during Spreading using Live-Cell Microscopy

Ce protocole vise à mesurer les paramètres dynamiques (protubérances, rétractions, volants) des protubérances au bord des cellules étalées.

Mesure de la dynamique de la saillie du bord cellulaire pendant la propagation à l’aide de la microscopie à cellules vivantes

The development and homeostasis of multicellular organisms rely on coordinated regulation of cell migration. Cell migration is an essential event in the ...

Il a été démontré que le test de saillie du bord cellulaire est directement corrélé à la migration cellulaire. Par conséquent, il peut être utilisé comme méthode préliminaire pour identifier les protéines critiques et les mécanismes de signalisation impliqués dans la motilité cellulaire. La méthode est rapide, simple, rentable et ne nécessite pas de marquage fluorescent ou d’utilisation d’un microscope fluorescent coûteux.Michal Gendler, un étudiant de mon laboratoire, fera la démonstration de la procédure. Ajouter deux millilitres d’une solution normale d’acide chlorhydrique au centre d’un plat à fond de verre et incuber pendant 20 minutes à température ambiante. Lavez le plat trois fois avec deux millilitres de PBS.Diluer la fibronectine à une concentration de 10 microgrammes par millilitre dans le PBS et ajouter 200 microlitres de la solution diluée à la boîte centrale en verre. Incuber pendant une heure à 37 degrés Celsius. Préparez une solution 1% BSA et PBS et passez-la à travers un filtre de 0,2 micromètre.Dénaturez la solution en incubant à 70 degrés Celsius pendant 30 minutes dans un bain-marie préchauffé. Lavez le plat de fond en verre enduit avec deux millilitres de PBS trois fois. Ajouter deux millilitres de solution de BSA dénaturée et incuber le plat à 37 degrés Celsius pendant une heure.Lavez le plat en verre avec deux millilitres de PBS trois fois. Avant 16 à 18 heures d’expérimentation à 0,7 million de cellules par plaque de culture tissulaire de 10 centimètres de diamètre pour atteindre une confluence de 70 à 80%. Le lendemain, ajoutez deux millilitres de solution de trypsine à la plaque de culture tissulaire et incubez pendant deux à trois minutes jusqu’à ce que les cellules se détachent.Ajouter cinq millilitres du milieu pour inactiver la trypsine. À l’aide d’un hémacytomètre, comptez les cellules et plaquez 20 000 cellules dans deux millilitres du milieu complet dans un plat inférieur. Ensuite, incubez le plat avec des cellules plaquées dans un incubateur pendant 15 minutes.Allumez l’unité de chauffage et réglez-la à 37 degrés Celsius une heure avant l’imagerie. Allumez également l’unité de dioxyde de carbone et réglez-la à 5%10 minutes avant l’imagerie. Allumez le microscope et l’appareil photo.Allumez l’ordinateur et ouvrez le logiciel d’acquisition de microscope. Réglez le grossissement sur un contraste de phase de lentille sèche 40X. Définissez la durée totale du film sur 10 minutes avec un intervalle de temps de cinq secondes.Après 15 minutes d’incubation, placez le plat à fond de verre avec les cellules adhérentes dans un adaptateur et fixez-le. Insérez l’adaptateur avec la parabole dans les fentes de l’étage du microscope. Retirez le couvercle de la vaisselle, placez le couvercle de dioxyde de carbone et ouvrez la valve de dioxyde de carbone.Localisez une cellule appropriée pour l’imagerie. Commencez l’acquisition du film après vous être concentré sur la cellule. Pour effectuer l’analyse d’image, sélectionnez l’outil droit dans le logiciel d’analyse d’image et faites huit lignes de 20 unités arbitraires perpendiculaires aux protubérances dans un arrangement radial à tous les 45 degrés, y compris la lamelle et le bord de la cellule.Dans la barre d’outils principale, allez à l’image, sélectionnez Piles, puis cliquez sur Retrancher pour générer une image kymographique décrivant le mouvement de points uniques dans la membrane cellulaire. À l’aide des images du kymographe, extrayez et comptez manuellement le nombre de protubérances, de rétractions et de volants dans chacune des huit régions de la cellule marquées par les lignes de la grille. Ces chiffres représentent la fréquence des protubérances, des rétractions et des volants par 10 minutes.Déterminer la persistance de la saillie, la distance et la vitesse par analyse par kymographie. Pour déterminer la distance de saillie, tracez une ligne perpendiculaire de la base de la saillie jusqu’au sommet le plus élevé de la saillie. Appuyez sur M pour mesurer la longueur de la ligne en pixels et vous assurer que le rapport pixel/micromètre est connu pour convertir la longueur en micromètres.La quantification des protubérances, des réactions et des volants a été effectuée manuellement toutes les 10 minutes et la fréquence moyenne obtenue pour les protubérances et les rétractions était de 5,1 et 2,1 pour les volants. Le kymographe représentatif avait une distance de saillie d’environ 4,8 micromètres et un temps de saillie d’environ 0,6 minute. Un exemple de cellule qui doit être exclue de l’analyse est représenté.L’analyse par kymographie a révélé que la cellule n’était pas présente dans sa phase d’étalement et ne présentait aucune saillie membranaire claire. Le plus important est de choisir les bonnes cellules pour l’imagerie. Une cellule appropriée doit être dans sa phase de propagation et ne doit pas toucher d’autres cellules pour éviter la communication et la signalisation cellule-cellule.La méthode peut être utilisée comme outil préliminaire pour tester la dynamique du cytosquelette impliquant la motilité cellulaire avant de décider d’effectuer plus de résultats exigeant des tests de migration cellulaire.

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