Name: assessment of swim endurance and swim behavior in adult zebrafish
Uploaded: 2021-11-12T13:00:00
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Agradecemos al Recurso Compartido de Pez Cebra de la Universidad de Washington por el cuidado de los animales. Esta investigación fue apoyada por el NIH (R01 NS113915 a M.H.M.).

El pez cebra adulto de las cepas Ekkwill y AB se mantuvo en la instalación central de pez cebra de la Universidad de Washington. Todos los experimentos con animales se realizaron de conformidad con los protocolos institucionales de animales de la IACUC.
NOTA: Un ejemplo de la configuración experimental se muestra en la Figura 1A. La tapa de calibración (personalizada), la tapa de resistencia a la natación (personalizada) y la tapa de comportamiento de natació...

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	<li>Becker, C. G., Becker, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+regeneration+from+ependymo-radial+glial+cells:+cook,+little+pot,+cook.">Neuronal regeneration from ependymo-radial glial cells: cook, little pot, cook.</a> Developmental Cell. 32 (4), 516-527 (2015).</li><li>Mokalled, M. H., Poss, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+regeneration+toolkit.">A regeneration toolkit.</a> Developmental Cell. 47 (3), 267-280 (2018).</li><li>Orger, M. B., de Polavieja, G. 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H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Injury-induced+ctgfa+directs+glial+bridging+and+spinal+cord+regeneration+in+zebrafish.">Injury-induced ctgfa directs glial bridging and spinal cord regeneration in zebrafish.</a> Science. 354 (6312), 630-634 (2016).</li><li>Kizil, C., Kaslin, J., Kroehne, V., Brand, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adult+neurogenesis+and+brain+regeneration+in+zebrafish.">Adult neurogenesis and brain regeneration in zebrafish.</a> Developmental Neurobiology. 72 (3), 429-461 (2012).</li><li>Wolman, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+genome-wide+screen+identifies+PAPP-AA-mediated+IGFR+signaling+as+a+novel+regulator+of+habituation+learning.">A genome-wide screen identifies PAPP-AA-mediated IGFR signaling as a novel regulator of habituation learning.</a> Neuron. 85 (6), 1200-1211 (2015).</li><li>Granato, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genes+controlling+and+mediating+locomotion+behavior+of+the+zebrafish+embryo+and+larva.">Genes controlling and mediating locomotion behavior of the zebrafish embryo and larva.</a> Development. 123, 399-413 (1996).</li><li>Brockerhoff, S. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+behavioral+screen+for+isolating+zebrafish+mutants+with+visual+system+defects.">A behavioral screen for isolating zebrafish mutants with visual system defects.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 92 (23), 10545-10549 (1995).</li><li>Moens, C. B., Yan, Y. L., Appel, B., Force, A. G., Kimmel, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Valentino:+a+zebrafish+gene+required+for+normal+hindbrain+segmentation.">Valentino: a zebrafish gene required for normal hindbrain segmentation.</a> Development. 122 (12), 3981-3990 (1996).</li><li>Cavone, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+unique+macrophage+subpopulation+signals+directly+to+progenitor+cells+to+promote+regenerative+neurogenesis+in+the+zebrafish+spinal+cord.">A unique macrophage subpopulation signals directly to progenitor cells to promote regenerative neurogenesis in the zebrafish spinal cord.</a> Developmental Cell. 56 (11), 1617-1630 (2021).</li><li>Reimer, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+neuron+regeneration+in+adult+zebrafish.">Motor neuron regeneration in adult zebrafish.</a> Journal of Neuroscience. 28 (34), 8510-8516 (2008).</li><li>Klatt Shaw, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Localized+EMT+reprograms+glial+progenitors+to+promote+spinal+cord+repair.">Localized EMT reprograms glial progenitors to promote spinal cord repair.</a> Developmental Cell. 56 (5), 613-626 (2021).</li><li>Ahmed, R. U., Alam, M., Zheng, Y. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+spinal+cord+injury+and+behavioral+tests+in+laboratory+rats.">Experimental spinal cord injury and behavioral tests in laboratory rats.</a> Heliyon. 5 (3), 01324 (2019).</li><li>Pajoohesh-Ganji, A., Byrnes, K. R., Fatemi, G., Faden, A. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+combined+scoring+method+to+assess+behavioral+recovery+after+mouse+spinal+cord+injury.">A combined scoring method to assess behavioral recovery after mouse spinal cord injury.</a> Neuroscience Research. 67 (2), 117-125 (2010).</li><li>Basso, D. M., Beattie, M. S., Bresnahan, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+sensitive+and+reliable+locomotor+rating+scale+for+open+field+testing+in+rats.">A sensitive and reliable locomotor rating scale for open field testing in rats.</a> Journal of Neurotrauma. 12 (1), 1-21 (1995).</li><li>Scheff, S. W., Saucier, D. A., Cain, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+statistical+method+for+analyzing+rating+scale+data:+the+BBB+locomotor+score.">A statistical method for analyzing rating scale data: the BBB locomotor score.</a> Journal of Neurotrauma. 19 (10), 1251-1260 (2002).</li><li>Li, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+behavioral+responses+of+zebrafish+larvae+to+yohimbine+treatment.">Differential behavioral responses of zebrafish larvae to yohimbine treatment.</a> Psychopharmacology (Berl). 232 (1), 197-208 (2015).</li><li>Wakamatsu, Y., Ogino, K., Hirata, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Swimming+capability+of+zebrafish+is+governed+by+water+temperature,+caudal+fin+length+and+genetic+background.">Swimming capability of zebrafish is governed by water temperature, caudal fin length and genetic background.</a> Scientific Reports. 9 (1), 16307 (2019).</li><li>Ahmed, O., Seguin, D., Gerlai, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+automated+predator+avoidance+task+in+zebrafish.">An automated predator avoidance task in zebrafish.</a> Behavioral Brain Research. 216 (1), 166-171 (2011).</li><li>Conradsen, C., McGuigan, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sexually+dimorphic+morphology+and+swimming+performance+relationships+in+wild-type+zebrafish+Danio+rerio.">Sexually dimorphic morphology and swimming performance relationships in wild-type zebrafish Danio rerio.</a> Journal of Fish Biology. 87 (5), 1219-1233 (2015).</li><li>Leris, I., Sfakianakis, D. G., Kentouri, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Are+zebrafish+Danio+rerio+males+better+swimmers+than+females.">Are zebrafish Danio rerio males better swimmers than females.</a> Journal of Fish Biology. 83 (5), 1381-1386 (2013).</li></ol>

El pez cebra adulto es un sistema popular de vertebrados para modelar enfermedades humanas y estudiar mecanismos de regeneración de tejidos. La edición del genoma CRISPR/Cas9 ha revolucionado los estudios genéticos inversos para modelar enfermedades en peces cebra; sin embargo, la genética a gran escala en peces cebra adultos se ha visto obstaculizada por desafíos biológicos y técnicos, incluida la falta de disponibilidad de tejidos adultos de pez cebra para fenotipos de alto rendimiento. Dada la compleja anatomí...

El pez cebra adulto se utiliza eminentemente para investigar mecanismos de desarrollo neuromuscular y musculoesquelético y modelado de enfermedades1,2,3. El pez cebra es capaz de reparar de manera eficiente y espontánea múltiples tejidos, incluidos el cerebro, la médula espinal y el músculo esquelético4,5,6,7. La notable capacidad para regenerar tejidos neuromusculares y enfermedades modelo está atrayendo a una creciente comunidad científica a la investigación del pez cebra adulto1,2,3. Sin embargo, si bien los ensayos de locomoción y comportamiento de natación están disponibles y estandarizados para el pez cebra larval, existe una creciente necesidad de desarrollar protocolos análogos en peces adultos8,9,10,11. El objetivo de este estudio es describir protocolos para cuantificar la resistencia a la natación y el comportamiento de natación en peces cebra adultos. Presentamos estos protocolos en el contexto de la investigación de la regeneración de la médula espinal. Sin embargo, los protocolos conductuales descritos aquí son igualmente aplicables a los estudios de regeneración neuronal y muscular, desarrollo neuromuscular y musculoesquelético, así como al modelado de enfermedades neuromusculares y musculoesqueléticas.
El pez cebra revierte la parálisis dentro de las 8 semanas posteriores a la transección completa de la médula espinal. A diferencia de los mamíferos poco regenerativos, el pez cebra muestra respuestas pro-regenerativas de lesiones inmunes, neuronales y gliales que se requieren para la reparación funcional de la médula espinal12,13,14. Una lectura definitiva de la reparación funcional de la médula espinal es la capacidad del tejido lesionado para recuperar su función después de la lesión. Un conjunto de métodos estandarizados para evaluar la regeneración funcional en roedores incluye pruebas locomotoras, motoras, sensoriales y sensoriomotoras15,16,17. Las pruebas ampliamente utilizadas en la lesión de la médula espinal de ratón de ratón incluyen la escala locomotora Basso Mouse (BMS), las pruebas motoras de extremidades anteriores, las pruebas sensoriales táctiles y las pruebas sensoriomotoras de marcha en rejilla15,17. En contraste con los sistemas de peces cebra de mamíferos o larvas, las pruebas de comportamiento en peces cebra adultos están menos desarrolladas, pero son muy necesarias para adaptarse a las crecientes necesidades de las comunidades de regeneración de tejidos y modelado de enfermedades.
Las transecciones completas de la médula espinal resultan en parálisis caudal completa al sitio de la lesión. Poco después de la lesión, los animales paralizados son menos activos y evitan nadar tanto como sea posible. Para compensar la pérdida de capacidad de natación, los animales paralizados muestran ráfagas cortas y frecuentes al abusar de sus aletas pectorales, que se encuentran rostrales de la lesión. Esta estrategia de natación compensatoria da como resultado un agotamiento rápido y una menor capacidad de natación. A medida que la médula espinal del pez cebra se regenera, los animales recuperan una función de natación oscilatoria suave caudal a la lesión, lo que permite una mayor resistencia a la natación y mejores parámetros de comportamiento de natación. Aquí, describimos métodos para cuantificar la resistencia a nadar del pez cebra a velocidades de corriente de agua crecientes y el comportamiento de natación a bajas velocidades de corriente.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>AutoSwim software</td>
			<td>Loligo Systems</td>
			<td>MI10000</td>
			<td>Optional - for Automatic control of current velocity</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Customized lid</td>
			<td>Loligo Systems</td>
			<td>MI10001</td>
			<td>This customized lid is used for swim endurance</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAQ-BT</td>
			<td>Loligo Systems</td>
			<td>SW10600</td>
			<td>Optional - for Automatic control of current velocity</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eheim pump</td>
			<td>Loligo Systems</td>
			<td>PU10160</td>
			<td>20 L/min. This pump is placed in theflow-through tank.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiji</td>
			<td>Fiji</td>
			<td>Freely available through Image J (Fiji)</td>
			<td>Specific script available at https://github.com/MokalledLab/SwimBehavior</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flowtherm</td>
			<td>Loligo Systems</td>
			<td>AC10000</td>
			<td>Handheld digital flow meter - for calibration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High Speed Camera</td>
			<td>Loligo Systems</td>
			<td>VE10380</td>
			<td>USB 3.0 color video camera (4MP)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IR light panel</td>
			<td>Loligo Systems</td>
			<td>VE10775</td>
			<td>450 x 210 mm, placed under the swim tunnel&#160; chamber</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monofocal lens</td>
			<td>Loligo Systems</td>
			<td>VE10388</td>
			<td>25mm manual lens</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PVC Tubing</td>
			<td>VWR</td>
			<td>60985-534</td>
			<td>5/16 x 7/16&#34;&#160; Wall thickness: 1/16&#34;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>R Studio</td>
			<td>R Studio</td>
			<td>Freely available. Version 3.6 with extra packages.</td>
			<td>Specific script available at https://github.com/MokalledLab/SwimBehavior</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Swim tunnel respirometer</td>
			<td>Loligo Systems</td>
			<td>SW10060</td>
			<td>5L (120V/60Hz). The system includes the swim chamber, motor, manual control of water current velocity, 1 pump placed inside the chamber, standard swim tunnel lid for swim behavior, and modified swim tunnel lid for calibration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>uEye Cockpit</td>
			<td>IDS</td>
			<td>Freely available software to control camera parameters</td>
			<td>Alternative cameras and accompanying softwares could be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vane wheel flow probe</td>
			<td>Loligo Systems</td>
			<td>AC10002</td>
			<td>Digital flow probe - for calibration</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

assessment of swim endurance and swim behavior in adult zebrafish

Debido a su reconocida capacidad regenerativa, el pez cebra adulto es un modelo de vertebrado de primer nivel para interrogar los mecanismos de regeneración innata de la médula espinal. Después de la transección completa de su médula espinal, el pez cebra extiende los puentes gliales y axonales a través del tejido cortado, regenera las neuronas proximales a la lesión y recupera sus capacidades de natación dentro de las 8 semanas posteriores a la lesión. La recuperación de la función de natación es, por lo tanto, una lectura central para la reparación funcional de la médula espinal. Aquí, describimos un conjunto de ensayos de comportamiento para cuantificar la capacidad motora del pez cebra dentro de un túnel de natación cerrado. El objetivo de estos métodos es proporcionar mediciones cuantificables de la resistencia a la natación y el comportamiento de natación en peces cebra adultos. Para la resistencia a la natación, el pez cebra está sujeto a una velocidad de corriente de agua en constante aumento hasta el agotamiento, y se informa el tiempo de agotamiento. Para la evaluación del comportamiento de natación, los peces cebra se someten a bajas velocidades de corriente y los videos de natación se capturan con una vista dorsal de los peces. El porcentaje de actividad, la frecuencia de ráfaga y el tiempo pasado contra la corriente de agua proporcionan lecturas cuantificables del comportamiento de la natación. Cuantificamos la resistencia a la natación y el comportamiento de natación en peces cebra de tipo salvaje antes de la lesión y después de la transección de la médula espinal. Encontramos que el pez cebra pierde la función de natación después de la transección de la médula espinal y recupera gradualmente esa capacidad entre 2 y 6 semanas después de la lesión. Los métodos descritos en este estudio podrían aplicarse a estudios neuroconductuales, musculoesqueléticos, de regeneración muscular esquelética y de regeneración neuronal en peces cebra adultos.

Configuramos el túnel de natación como se describe en la sección 1 de este protocolo (Figura 1). Se evaluó la resistencia a la natación (sección 2 de este protocolo), así como el comportamiento de natación (secciones 3 y 4 de este protocolo) del pez cebra adulto al inicio y después de la lesión de la médula espinal (Figura 2).
Para establecer la función motora de referencia, examinamos la resistencia a la natación del pez...

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Assessment of Swim Endurance and Swim Behavior in Adult Zebrafish

Capaz de recuperarse funcionalmente después de una lesión de la médula espinal, el pez cebra adulto es un sistema modelo de primer nivel para dilucidar los mecanismos innatos de regeneración neuronal. Aquí, describimos la resistencia a la natación y los ensayos de comportamiento de natación como lecturas funcionales de la regeneración de la médula espinal.

Evaluación de la resistencia a la natación y el comportamiento de natación en peces cebra adultos

Due to their renowned regenerative capacity, adult zebrafish are a premier vertebrate model to interrogate mechanisms of innate spinal cord regeneration. ...

El pez cebra ofrece un valioso modelo de regeneración neuronal debido a su capacidad para recuperarse de una lesión de la médula espinal. Este método describe la resistencia a la natación y el comportamiento de natación como lecturas de la reparación funcional de la médula espinal. Esta técnica proporciona una evaluación confiable y cuantificable de la resistencia a la natación y el comportamiento de natación en peces cebra adultos.Estos métodos son igualmente aplicables a los estudios del desarrollo neuromuscular y musculoesquelético, la enfermedad y la regeneración. Para evaluar la resistencia a la natación, abra el software de control de velocidad de flujo. Haga clic en la casilla etiquetada Experimento y desmarque Uswim y Uwater.Luego cambie la velocidad del flujo en la caja Uwater en la parte inferior izquierda para ajustar las velocidades de la corriente de agua. Para comenzar un protocolo automatizado, haga clic en el cuadro Iniciar registro. En la ventana de diálogo que se abre, elija Automatizado en la lista desplegable.Para abrir un archivo de protocolo guardado anteriormente, haga clic en el icono de archivo junto al archivo de protocolo. A continuación, configure el archivo de salida haciendo clic en el icono de archivo junto al archivo de registro. En la ventana del explorador de archivos que se abre, asigne un nombre al archivo de salida y guárdelo en la ubicación deseada.Luego, configure una ventana de temporizador de vuelta dividida para garantizar el acceso simultáneo al software de control de velocidad de flujo y las ventanas del temporizador en la pantalla de la computadora. A continuación, configure un tanque de recolección de peces para albergar a los peces agotados después de su eliminación del túnel de natación. Llene el tanque de recolección y un tubo largo de cloruro de polivinilo con agua del sistema de pez cebra.Coloque un extremo del tubo precargado en el tanque de recolección y otro en el tanque de amortiguación, asegurando que el agua pueda fluir libremente desde el tanque de amortiguación hacia el tanque de recolección. Sujete el extremo superior del tubo con un clip aglutinante para evitar el flujo de agua y use el clip aglutinante para controlar la salida de agua según sea necesario. Cierre el túnel de natación con la tapa de resistencia a la natación antes de colocar un grupo de peces dentro del túnel de natación.Para aclimatar a los peces al túnel de natación y la dirección del flujo, inicie el temporizador de vuelta dividida y ajuste la velocidad actual a cero centímetros por segundo durante los primeros cinco minutos, nueve centímetros por segundo durante los próximos cinco minutos y 10 centímetros por segundo durante los siguientes cinco minutos. Después de la aclimatación, abra el protocolo e inicie el programa automatizado de control de velocidad de flujo, que aumentará la velocidad de la corriente de agua en dos centímetros por segundo cada minuto. Controle el agotamiento de los peces.Los peces agotados serán empujados hacia el extremo posterior del túnel de natación. Para asegurarse de que un pez esté agotado, toque suavemente el extremo posterior del túnel o cree una sombra sobre esa área para estimular a los peces a nadar. Los peces exhaustos no respondieron al estímulo de sobresalto y se acostaron en la parte posterior del túnel.Cuando un pez se agote, desenganche el tubo de recolección de pescado. Abra la ventana del túnel de natación y recoja los peces en el tanque de recolección. Registre el tiempo de agotamiento utilizando el temporizador de vuelta dividida.Después de que todos los peces se agoten y se recojan en el tanque de recolección, haga clic en el botón Parada de emergencia en el software de control de velocidad de flujo y detenga el temporizador. Para capturar películas para el ensayo de comportamiento de natación, coloque un grupo de peces en el túnel de natación y cierre el túnel con una tapa estándar completamente cerrada. Luego, abra una nueva ventana de grabación y asigne un nombre al archivo.No haga clic en Grabar todavía. Antes de comenzar un nuevo experimento, coloque una toalla de papel o un trozo de tela en el costado del túnel de natación para asegurarse de que todos los comportamientos se deban a la natación de los peces, y no a una respuesta de sobresalto causada por el movimiento en el medio ambiente. Después de asegurarse de que el agua esté en calma y que no se muevan ondulaciones a través del marco, haga clic en Grabar en la ventana del software de la cámara para comenzar a grabar el archivo de película.Luego haga clic en Inicio en el software de control de velocidad de flujo para comenzar el protocolo, que continuará sin interrupciones. Mire la película para asegurarse de que no se caigan fotogramas, no haya burbujas en el campo de visión y se registren todos los peces. Una vez completada la grabación de la película, haga clic en Parada de emergencia para finalizar el protocolo de control de velocidad de flujo y verifique que el archivo de salida de datos se guarde automáticamente.Luego, cierre la ventana de grabación para guardar el archivo de película. Después de la grabación, retire la tapa. Recupere cuidadosamente los peces y devuélvalos a su tanque.Para analizar las películas capturadas, abra el tracking_v2. ijm script en Fiji y haga clic en Ejecutar para comenzar el programa. En la ventana emergente, elija la carpeta que contiene las películas de comportamiento de natación para rastrear y haga clic en Abrir.Busque el fotograma de una de las primeras películas, un cuadro de diálogo y la región de interés, o administrador de ROI, que aparecerá. Siga las instrucciones dadas en el cuadro de diálogo y cree un ROI en la parte inferior de la cámara del túnel de natación. Luego haga clic en Aceptar y asegúrese de que no se vean esquinas negras.La ventana de umbral se abrirá junto con un marco de umbral editado. Cambie el esquema de color de blanco y negro a rojo y ajuste el valor máximo hasta que el fotograma uno solo muestre el pez en rojo y nada más. Registre el umbral y haga clic en Aceptar en el cuadro de diálogo.Para alinear, ensamblar y adquirir estadísticas descriptivas, abra el SwimBehavior_v7-3. R script en RStudio y haga clic en Fuente en la esquina superior derecha de la sección de script. En una nueva ventana que se abre, elija la carpeta que contiene el _raw.csv generados por Fiji y haga clic en Abrir. El programa se ejecutará automáticamente. En el cuadro de diálogo emergente, confirme el número de peces en cada película.Haga clic en Sí si los números dados son correctos o no si los números son incorrectos. Una vez que los archivos estén alineados, compruebe si hay un _aligned recién generado. archivo csv.Después de asegurarse de que el programa combina los datos, ejecuta estadísticas y traza gráficos de salida, compruebe si hay archivos de análisis generados en una nueva carpeta con la etiqueta Resultados dentro de la carpeta principal que contiene el _raw. csv y _aligned. archivos csv.La resistencia a la natación evaluada a las dos, cuatro y seis semanas después de la lesión mostró una pérdida del 60% de la capacidad de resistencia a la natación a las dos semanas. Los peces regeneradores recuperaron gradualmente la resistencia a la natación a las cuatro y seis semanas después de la lesión. En el ensayo de comportamiento de natación, los controles nadaron constantemente en la parte delantera de la cámara del túnel de natación correspondiente a una posición Y elevada.En contraste, a las dos semanas después de la lesión, los peces lesionados no pudieron mantener una capacidad de natación constante contra la corriente. En consecuencia, sus pistas de natación son más irregulares, con una disminución general en la posición Y. La posición Y aumentó a las cuatro y seis semanas después de la lesión, lo que indica que los animales regeneradores recuperaron gradualmente su capacidad de nadar.Además, en relación con los controles no lesionados, los animales lesionados a las dos semanas posteriores a la lesión fueron marcadamente menos activos, se estancaron en el cuadrante posterior del túnel de natación y perdieron su capacidad de nadar contra velocidades de baja corriente. De acuerdo con su capacidad innata para lograr la recuperación funcional, los animales lesionados normalizaron gradualmente los parámetros de comportamiento de natación a las cuatro y seis semanas posteriores a la lesión. El uso del software de control de velocidad de flujo en este protocolo es opcional.La alternativa es controlar manualmente el motor de corriente de agua. Los ensayos descritos en este estudio se pueden utilizar para detectar fenotipos neurales, musculares o esqueléticos. El tejido de interés puede ser cosechado para un examen histológico o molecular.Nuestro laboratorio y otros han utilizado este protocolo para identificar genes que son necesarios para la reparación neuronal innata y factores que son suficientes para mejorar la regeneración neuronal.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Studying the Integration of Adult-born Neurons

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Investigación

Neurociencias

The Mouse Forced Swim Test

El ratón de prueba de natación forzada

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Retrograde Labeling of Retinal Ganglion Cells in Adult Zebrafish with Fluorescent Dyes

Etiquetado retrógrada de células ganglionares retinianas en adultos de pez cebra con tintes fluorescentes

As retrograde labeling retinal ganglion cells (RGCs) can isolate RGCs somata from dying sites, it has become the gold standard for counting RGCs in RGCs ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Registro electrofisiológico en el cerebro del pez cebra adultos Intacto

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Automated Analysis of C. elegans Swim Behavior Using CeleST Software

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El análisis automatizado de<em&gt; C. elegans</em&gt; Comportamiento de la nadada El uso de software Célest

Dissecting the neuronal and neuromuscular circuits that regulate behavior remains a major challenge in biology. The nematode Caenorhabditis elegans has ...

Modeling Amyloid-&#946;42 Toxicity and Neurodegeneration in Adult Zebrafish Brain

Toxicidad del amiloide β42 de modelado y la neurodegeneración en cerebro de pez cebra adulto

Alzheimer's disease (AD) is a debilitating neurodegenerative disease in which accumulation of toxic amyloid-&#946;42 (A&#946;42) peptides leads to ...

Assessment of Long-term Depression Induction in Adult Cerebellar Slices

Evaluación de la inducción a largo plazo de la depresión en rodajas de cerebelosores adultos

Synaptic plasticity provides a mechanism for learning and memory. For cerebellar motor learning, long-term depression (LTD) of synaptic transmissions from ...

A Scalable Model to Study the Effects of Blunt-Force Injury in Adult Zebrafish

Un modelo escalable para estudiar los efectos de la lesión por fuerza contundente en peces cebra adultos

Blunt-force traumatic brain injuries (TBI) are the most common form of head trauma, which spans a range of severities and results in complex and ...

Shuttle Box Assay as an Associative Learning Tool for Cognitive Assessment in Learning and Memory Studies using Adult Zebrafish

Shuttle Box Assay como herramienta de aprendizaje asociativo para la evaluación cognitiva en estudios de aprendizaje y memoria utilizando pez cebra adulto

Cognitive deficits, including impaired learning and memory, are a primary symptom of various developmental and age-related neurodegenerative diseases and ...

Deep-Tissue Three-Photon Fluorescence Microscopy in Intact Mouse and Zebrafish Brain

Microscopía de fluorescencia de tres fotones de tejido profundo en cerebro intacto de ratón y pez cebra

Multiphoton microscopy techniques, such as two-photon microscopy (2PM) and three-photon microscopy (3PM), are powerful tools for deep-tissue in vivo ...