Name: intracranial pressure monitoring in nontraumatic intraventricular hemorrhage rodent model
Uploaded: 2022-02-08T14:45:00
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Ce travail a été financé par la subvention NINDS: K08NS105914

Toutes les méthodes de recherche et les soins et l’entretien des animaux ont été effectués conformément aux directives institutionnelles de l’Université de Californie à Davis. L’Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) de l’Université de Californie à Davis a approuvé tous les protocoles d’utilisation des animaux et les procédures expérimentales (protocole IACUC #21874).
1. Logement des animaux
<ol><li>Procurez-vous des rats Sprague-Dawley âg...

<ol>
	<li>Gates, P. C., Barnett, H. J. M., Vinters, H. V., Simonsen, R. L., Siu, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primary+intraventricular+hemorrhage+in+adults.">Primary intraventricular hemorrhage in adults.</a> Stroke. 17, 872-877 (1986).</li><li>Strajle, J., Garton, H. J. L., Maher, C. O., Muraszko, K., Keep, R. F., Xi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+of+hydrocephalus+after+neonatal+and+adult+intraventricular+hemorrhage.">Mechanisms of hydrocephalus after neonatal and adult intraventricular hemorrhage.</a> Translational Stroke Research. 3, 25-38 (2012).</li><li>Murao, K., Rossi, C., Cordonnier, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracerebral+hemorrhage+and+cognitive+decline.">Intracerebral hemorrhage and cognitive decline.</a> Revue Neurologique. 169, 772-778 (2013).</li><li>Al-Khindi, T., Macdonald, R. L., Schweizer, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cognitive+and+functional+outcome+after+aneurysmal+subarachnoid+hemorrhage.">Cognitive and functional outcome after aneurysmal subarachnoid hemorrhage.</a> Stroke. 41, 519-536 (2010).</li><li>Kreiter, K. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Predictors+of+cognitive+dysfunction+after+subarachnoid+hemorrhage.">Predictors of cognitive dysfunction after subarachnoid hemorrhage.</a> Stroke. 33, 200-208 (2002).</li><li>Zanaty, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intraventricular+extension+of+an+aneurysmal+subarachnoid+hemorrhage+is+an+independent+predictor+of+a+worse+functional+outcome.">Intraventricular extension of an aneurysmal subarachnoid hemorrhage is an independent predictor of a worse functional outcome.</a> Clinical Neurology and Neurosurgery. 170, 67-72 (2018).</li><li>Gabrielian, L., Willshire, L. W., Helps, S. C., vanden Heuvel, C., Mathias, J., Vink, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracranial+pressure+changes+following+traumatic+brain+injury+in+rats:+lack+of+significant+change+in+the+absence+of+mass+lesions+or+hypoxia.">Intracranial pressure changes following traumatic brain injury in rats: lack of significant change in the absence of mass lesions or hypoxia.</a> Journal of Neurotrauma. 28, 2103-2111 (2011).</li><li>Kolar, M., Nohejlova, K., Duska, F., Mares, J., Pachl, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+of+cortical+perfusion+in+the+early+phase+of+subarachnoid+bleeding+in+a+rat+model+and+the+role+of+intracranial+hypertension.">Changes of cortical perfusion in the early phase of subarachnoid bleeding in a rat model and the role of intracranial hypertension.</a> Physiological Research. 66, 545-551 (2017).</li><li>Ariesen, M. J., Claus, S. P., Rinkel, G. J. E., Algra, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Risk+factors+for+intracerebral+hemorrhage+in+the+general+population.+A+systematic+review.">Risk factors for intracerebral hemorrhage in the general population. A systematic review.</a> Stroke. 34, 2060-2066 (2003).</li><li>MacLellan, C. L., Paquette, R., Colbourne, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+critical+appraisal+of+experimental+intracerebral+hemorrhage+research.">A critical appraisal of experimental intracerebral hemorrhage research.</a> Journal of Cerebral Blood Flow &amp; Metabolism. 32, 612-627 (2012).</li><li>Hartman, R., Lekic, T., Rojas, H., Tang, J., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessing+functional+outcomes+following+intracerebral+hemorrhage+in+rats.">Assessing functional outcomes following intracerebral hemorrhage in rats.</a> Brain Research. 1280, 148-157 (2009).</li></ol>

Cette étude a examiné les mécanismes permettant de mesurer les PIC, les PMAP et les CPP dans un modèle animal de rat IVH non traumatique. Les résultats ont été enregistrés dans les groupes suivants : animaux fictifs, VH 200 μL et témoins de véhicules (injection intraventriculaire de liquide céphalorachidien artificiel). Ce plan expérimental a été choisi pour étudier comment les PIC peuvent être surveillés pendant l’injection d’hémorragie intraveineuse, car nous avons émis l’hypothèse que le pic...

L’hémorragie intraventriculaire (hémorragie intraventriculaire), un type d’hémorragie intracrânienne (ICH), est une maladie dévastatrice qui entraîne une mortalité et une morbidité importantes. L’HVN est caractérisée par l’accumulation de produits sanguins à l’intérieur des ventricules intracrâniens. L’hémorragie intraveineuse isolée est peu fréquente et survient généralement chez les adultes1. Elle peut être associée à une hémorragie hypertensive, une rupture d’anévrisme intracrânien ou une autre malformation vasculaire, des tumeurs ou un traumatisme1. L’hépatie intraveineuse entraîne une lésion cérébrale secondaire ainsi que le développement de l’hydrocéphalie2. Les survivants de l’hémorragie intraveineuse se retrouvent souvent avec des troubles fonctionnels, cognitifs et de mémoire importants à la suite de leur blessure. Ces déficits cognitifs et de mémoire à long terme sont signalés chez 44 % des survivants de l’ICH3. Dans l’hémorragie sous-arachnoïdienne (HSA), un autre type d’HTP, il est bien connu qu’environ la moitié des survivants auront des déficits de mémoire, et pour ceux qui ont une hémorragie intraveineuse en plus de l’HSA, les résultats ont tendance à être significativement pires 4,5,6.
Les mécanismes sous-jacents du dysfonctionnement de la mémoire après l’hémorragie intraveineuse restent à élucider. La recherche in vivo utilisant des modèles animaux non traumatiques d’hémorragie intraveineuse présentant un dysfonctionnement fonctionnel et de la mémoire est essentielle afin de découvrir des cibles thérapeutiques potentielles pour ces patients. Les modèles animaux avec une mémoire plus sévère et un dysfonctionnement fonctionnel après l’hémorragie intraveineuse seraient les meilleurs pour étudier ces changements. Le laboratoire de l’auteur principal a également étudié spécifiquement le rôle de la pression intracrânienne élevée (PIC) dans le développement de déficits de mémoire dans les modèles de rats IVH. Par conséquent, il était important d’étudier les méthodes permettant de mesurer avec précision les PIC pendant l’hémorragie intraveineuse. Nous rendons compte ici des méthodes de mesure précise des PIC dans un modèle de rat IVH. Bien que la surveillance de la PIC ait déjà été utilisée dans des modèles animaux d’ICH traumatique et d’hémorragie sous-arachnoïdienne, la surveillance de la PIC dans des modèles spontanés de rongeurs IVH n’est pas aussi couramment rapportée dans la littérature 7,8. Par conséquent, la conception expérimentale présentée ici comprenait trois groupes de rats Sprague Dawley : simulacre, hémorragie intraventriculaire standard de 200 μl et contrôle du véhicule. Pour le groupe de l’hémorragie intraventriculaire, un modèle d’injection intraventriculaire autologue a été utilisé. Pour les animaux témoins du véhicule, l’injection intraventriculaire de solution stérile de Lactated Ringer a été utilisée. Les PIC, les pressions artérielles moyennes (MAP) et les pressions de perfusion cérébrale (CPP) ont été enregistrées en peropératoire et les résultats sont présentés ici.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.25% bupivacaine</td>
			<td>Hospira, Inc.</td>
			<td>409115901</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mL syringe</td>
			<td>Covetrus</td>
			<td>60734</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10% providine iodine solution</td>
			<td>Aplicare</td>
			<td>MSD093947</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20 mL syringe</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>8881520657</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>22 G needles</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>305155</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>28 G intraventricular needles</td>
			<td>P technologies</td>
			<td>8IC313ISPCXC</td>
			<td>C313I/SPC 28-Gneedles to fit 22-G guide cannula with 6 mm projection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-0 silk suture</td>
			<td>Henry Schein, Inc.</td>
			<td>SP116</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-way-stopcock</td>
			<td>Merti Medical Systems</td>
			<td>M3SNC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4% paraformaldehyde</td>
			<td>Fisher Chemical</td>
			<td>30525-89-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AnyMaze software</td>
			<td>Any-Maze behavioral tracking software</td>
			<td></td>
			<td>Stoelting CO, USA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Artificial ointment</td>
			<td>Covetrus</td>
			<td>48272</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blood collection vials with EDTA</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>367856</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bone wax</td>
			<td>CP Medical, Inc.</td>
			<td>CPB31A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carprofen</td>
			<td>Zoetis, Inc.</td>
			<td>54771-8507-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge</td>
			<td>Beckman</td>
			<td>BE-GS6R</td>
			<td>Model GS-6R</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton tip applicators</td>
			<td>Covetrus</td>
			<td>71214</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drill</td>
			<td>Dremel</td>
			<td>1600A011JA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiberoptic pressure sensors with readout units</td>
			<td>Opsens Medical</td>
			<td>OPP-M200-X-80SC- 2.0PTFE-XN-100PIT-P1 and LIS-P1-N-62SC</td>
			<td>Opp-M200 packaged pressure sensors with LifeSens system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td></td>
			<td>11923-13, 11064-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze</td>
			<td>Covetrus</td>
			<td>71043</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Guillotine</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>51330</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating pad with rectal thermometer</td>
			<td>CWE, Inc.</td>
			<td>08-13000 ,08-13014</td>
			<td>TC1000 Temperature controller</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemostats</td>
			<td></td>
			<td>&#160;13013-14,&#160; 13008-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Covetrus</td>
			<td>29405</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lactated ringers</td>
			<td>Baxter Healthcare Corp.</td>
			<td>Y345583</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laryngoscope</td>
			<td>American Diagnostic Corporation</td>
			<td>4080</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metal clip</td>
			<td>Fine Scientic Tools</td>
			<td>18056-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro scissors</td>
			<td>Fine Scientic Tools</td>
			<td>15007-08</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>model L2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle driver</td>
			<td></td>
			<td>12003-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyethylene tubing</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>14-170-12B</td>
			<td>PE-50 tubing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rats</td>
			<td>Envigo</td>
			<td></td>
			<td>Sprague Dawley rats 8&#8211;10 months old</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel</td>
			<td></td>
			<td>&#160;10010-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td></td>
			<td>14090-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereotaxic instrument</td>
			<td>Kopf instruments</td>
			<td></td>
			<td>Model 940 with ear bars</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe pump</td>
			<td>KD Scientific</td>
			<td>780100</td>
			<td>Model 100 series</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Touhy Borst</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>23242</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ventilator</td>
			<td>Harvard rodent ventilator</td>
			<td>55-0000</td>
			<td>Model 683</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

intracranial pressure monitoring in nontraumatic intraventricular hemorrhage rodent model

Les survivants d’une hémorragie intraventriculaire se retrouvent souvent avec des troubles importants de la mémoire à long terme; Ainsi, la recherche utilisant des modèles animaux d’hémorragie intraventriculaire est essentielle. Dans cette étude, nous avons cherché des moyens de mesurer la pression intracrânienne, la pression artérielle moyenne et la pression de perfusion cérébrale lors d’une hémorragie intraventriculaire non traumatique chez le rat. La conception expérimentale comprenait trois groupes de Sprague Dawley : simulacre, hémorragie intraventriculaire standard de 200 μl et groupe témoin du véhicule. En introduisant un capteur de pression intraparenchymateuse à fibre optique, des mesures précises de la pression intracrânienne ont été obtenues dans tous les groupes. Les pressions de perfusion cérébrale ont été calculées en connaissant les valeurs de pression intracrânienne et de pression artérielle moyenne. Comme prévu, les groupes d’hémorragie intraventriculaire et de contrôle du véhicule ont tous deux connu une augmentation de la pression intracrânienne et une baisse subséquente de la pression de perfusion cérébrale lors de l’injection intraventriculaire de sang autologue et de liquide céphalorachidien artificiel, respectivement. L’ajout d’un capteur de pression intraparenchymateux à fibre optique est bénéfique pour surveiller les changements précis de pression intracrânienne.

Pressions de perfusion intracrânienne, artérielle moyenne et cérébrale Les PIC et les PAM ont fait l’objet d’une surveillance peropératoire chez tous les animaux (figure 1). Les rats étaient âgés de 8 à 10 mois avec un poids moyen de 495 ± 17 g. Des graphiques du PCI en temps réel ont également été recueillis (figure 2). À l’exclusion du groupe fictif, les PIC ont augmenté de manière significative lors de l’i...

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Intracranial Pressure Monitoring In Nontraumatic Intraventricular Hemorrhage Rodent Model

La surveillance de la pression intracrânienne chez les rongeurs dans des modèles d’hémorragie intraventriculaire non traumatique n’est pas courante dans la littérature actuelle. Ici, nous démontrons une technique pour mesurer la pression intracrânienne, la pression artérielle moyenne et la pression de perfusion cérébrale pendant l’hémorragie intraventriculaire dans un modèle animal de rat.

Surveillance de la pression intracrânienne dans un modèle de rongeur hémorragique intraventriculaire non traumatique

Survivors of intraventricular hemorrhage are often left with significant long-term memory impairment; thus, research utilizing intraventricular hemorrhage ...

Ce protocole décrit une méthode pour mesurer la pression intracrânienne, la pression artérielle moyenne et la pression de perfusion cérébrale à la suite d’une hémorragie intraventriculaire non traumatique chez les rongeurs. Les pressions artérielles intracrâniennes et moyennes peuvent être mesurées avec précision et fiabilité avec un capteur à fibre optique inséré respectivement dans le cortex et l’artère fémorale du rat. Les techniques décrites ici sont traduites en milieu clinique lorsque les patients atteints d’hémorragie intraventriculaire nécessitent une surveillance invasive de la pression intracrânienne.Les objectifs de cette étude étaient d’établir un modèle animal IVH avec une surveillance objective des PIC, MAP et CCP après IVH intraventriculaire, afin que les auteurs puissent l’appliquer davantage dans de futures expériences qui se concentreront sur les effets des ICP induits par IVH sur le dysfonctionnement ultérieur de la mémoire. Les principales difficultés peuvent inclure la précision, car les capteurs à fibre optique sont petits. La dissection de l’artère fémorale pourrait également poser un défi pour certains, en particulier ceux qui ne sont pas utilisés dans les compétences microchirurgicales.Après avoir anesthésié le rat, insérez un thermomètre rectal pour surveiller la température en continu. Coupez les cheveux sur la tête et la région fémorale, et préparez la peau avec trois gommages alternés de bétadine et d’alcool à 70% avant la chirurgie. Aspirez toutes les sécrétions respiratoires accumulées en retirant temporairement le rat du ventilateur et en aspirant les sécrétions avec un tube PE-50 relié à une seringue de 10 millilitres.Protégez les yeux avec une pommade stérile pour les yeux aux larmes artificielles. Avant l’incision du cuir chevelu, injectez de la bupivacaïne locale dans la peau et les tissus sous-cutanés. Placez le rat en position couchée sur un cadre stéréotaxique et barrez-le à l’oreille.Faites une incision du cuir chevelu de 1,5 centimètre le long de la ligne médiane avec un scalpel à 15 lames. Appliquez une légère pression avec de la gaze pour l’hémostase. À l’aide d’un applicateur de pointe de coton stérile, séparez le périoste du crâne jusqu’à ce que le point de repère du bregma soit visible.Localisez et marquez le bregma à l’aide de stéréotaxies, et marquez l’emplacement de deux trous bilatéraux de 1,4 millimètre latéral et négatif de 0,9 millimètre en arrière du bregma. À l’aide d’une perceuse portative, créez ces deux petits trous crâniens dans les hémisphères droit et gauche. Irriguer tout excès de copeaux osseux avec une solution de Ringer stérile et lactate.Dans l’hémisphère droit, placez une canule de guidage de calibre 22 au niveau du trou de bavure pour insérer l’aiguille de calibre 28 à travers la canule jusqu’à la profondeur du ventricule latéral droit pour créer une hémorragie intraventriculaire. Connectez le capteur de pression à fibre optique à l’unité de lecture. Allumez l’unité de lecture et assurez-vous que les unités sélectionnées sont en millimètres de mercure.Amorcez ensuite le capteur en immergeant son embout dans un petit bécher avec la solution de Ringer lactated jusqu’à ce que l’unité de lecture indique zéro et soit prête à l’emploi. Dans l’hémisphère gauche, insérez doucement le capteur de pression à deux ou trois millimètres de profondeur dans le cortex pour une surveillance en temps réel de l’ICP. Après l’insertion du moniteur ICP, tournez le tronc inférieur du rat pour un accès facile à la cuisse gauche et à l’aine.Après une préparation stérile et l’administration locale de bupivacaïne, faites une incision cutanée de 1,5 centimètre sur le membre postérieur avec un scalpel à 15 lames. Disséquer superficiellement l’artère fémorale gauche avec un hémostatique, puis des couches plus profondes à l’aide d’une pince à pointe fine au microscope. Identifiez la veine fémorale bleu foncé pour aider à localiser l’artère adjacente.Attachez l’artère fémorale distale à l’aide d’une suture de soie 3-0 et placez une pince métallique temporaire sur la partie proximale de l’artère fémorale. Avoir un deuxième capteur de pression à fibre optique connecté à l’unité de lecture déjà amorcé. Insérez le capteur de pression dans le tube PE-50, qui est inséré dans un Tuohy Borst qui est ensuite fermé.Connectez le Tuohy Borst à un robinet d’arrêt à trois voies relié à une seringue d’un millimètre à une extrémité et à une aiguille de calibre 22 avec un tube PE-50 à l’autre extrémité. Sous le microscope, faites une artériotomie fémorale de deux millimètres avec des micro-ciseaux et canulez-la avec un tube PE-50 connecté au reste de l’installation. Aspirez 500 microlitres de sang à l’aide d’une seringue d’un millimètre et tournez le robinet d’arrêt à trois voies pour que le capteur de pression lise MAP.Amorcez l’aiguille intraventriculaire de calibre 28 reliée à la tubulure PE-50 avec le sang aspiré pour les animaux en hémorragie intraveineuse et les sonneurs lactataires pour les animaux témoins du véhicule. Insérez ensuite cette aiguille dans la canule guide jusqu’à la profondeur du ventricule latéral droit. En utilisant un taux de 100 microlitres par minute, injectez le sang ou 200 microlitres de solution stérile de Ringer lactée dans le ventricule latéral droit en pompant la seringue d’un millimètre avec le pouce.Surveillez et enregistrez la PIC, la pression artérielle et la température rectale. Surveiller et enregistrer les valeurs ICP et MAP post-injection. Après avoir terminé l’injection intraventriculaire, retirez le tube PE-50 contenant le capteur de pression inséré dans l’artère fémorale et appliquez le clip temporaire sur l’artère fémorale pour prévenir les saignements.Attachez la partie proximale de l’artère fémorale à l’aide de la suture de soie 3-0 et fermez l’incision fémorale de manière interrompue en utilisant de la soie 3-0. Retirez la canule de guidage à l’aide de l’aiguille intraventriculaire dans le moniteur ICP. Scellez les trous de bavure avec de la cire d’os.Et fermez l’incision crânienne avec 3-0 suture de soie interrompuement. Appliquez de la bupivacaïne topique sur l’incision et injectez 0,5 milligramme par kilogramme de carprofène. Ne laissez pas les animaux sans surveillance jusqu’à ce qu’ils aient repris suffisamment conscience pour maintenir une position couchée sternale.Permettez aux rats de se rétablir complètement après la chirurgie sous supervision et retournez-les dans leurs cages domestiques avec un accès gratuit à la nourriture et à l’eau après la récupération. À l’exclusion du groupe fictif, les PIC ont augmenté de manière significative pendant l’injection intraventriculaire dans les groupes témoins IVH et véhicules. Les PIC étaient plus élevés dans le groupe IVH que dans le groupe de contrôle du véhicule.Les PIC ont ensuite rapidement diminué et se sont normalisés dans les cinq minutes suivant l’injection intraventriculaire dans ces groupes d’animaux. Il a été observé que les MAP sont restés similaires tout au long de la procédure, tandis que les CPP ont diminué lors de l’injection intraventriculaire de sang ou de la solution de Ringer en lactation. Les étapes vitales de la chirurgie comprennent l’emplacement correct et le forage des trous de bavure et l’artériotomie fémorale.Les étapes mentionnées ci-dessus doivent être suivies de près pour s’assurer que les capteurs effectuent leur travail en lisant les changements de pression avec précision.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Autologous Blood Injection to Model Spontaneous Intracerebral Hemorrhage in Mice

Injection de sang autologue au modèle spontané Hémorragie intracérébrale chez la souris

Investigation of the pathophysiology of injury after intracerebral
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accounts for 10-15% ...

Recherche

Neurosciences

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Long-term Continuous EEG Monitoring in Small Rodent Models of Human Disease Using the Epoch Wireless Transmitter System

Suivi à long terme de l&#39;EEG continu dans les modèles petit rongeur de la maladie humaine à l&#39;aide du système de communication sans fil Epoch

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Évacuation de l’hémorragie intracérébrale endoscopique mini-invasive

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Analysis of Cerebral Vasospasm in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage with High Frequency Transcranial Duplex Ultrasound

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