Name: automated charting of the visual space of housefly compound eyes
Uploaded: 2022-03-31T14:20:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Automated Charting of the Visual Space of Housefly Compound Eyes at JoVE.com

Cette étude a été soutenue financièrement par l’Air Force Office of Scientific Research/European Office of Aerospace Research and Development AFOSR/EOARD (subvention FA9550-15-1-0068, à D.G.S.). Nous remercions le Dr Primož Pirih pour ses nombreuses discussions utiles et Kehan Satu, Hein Leertouwer et Oscar Rincón Cardeño pour leur aide.

Le protocole est conforme aux lignes directrices de l’Université en matière de soins aux insectes.
1. Préparation d’une mouche domestique, Musca domestica
<ol><li>Recueillez la mouche dans la population élevée en laboratoire. Placez la mouche dans le porte-laiton (Figure 1).<ol>
<li>Couper à 6 mm de la partie supérieure du tube de retenue (voir Tableau des matériaux). La nouvelle partie supérieure du tube a...

<ol>
	<li>Land, M. F., Nilsson, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Animal Eyes. , (2012).</li><li>Cronin, T. W., Johnsen, S., Marshall, N. J., Warrant, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Visual Ecology. , (2014).</li><li>Horridge, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+separation+of+visual+axes+in+apposition+compound+eyes.">The separation of visual axes in apposition compound eyes.</a> Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B. 285 (1003), 1-59 (1978).</li><li>Land, M. F., Eckert, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maps+of+the+acute+zones+of+fly+eyes.">Maps of the acute zones of fly eyes.</a> Journal of Comparative Physiology. A. 156, 525-538 (1985).</li><li>Warrant, E. J., Barth, F. G., Schmid, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+design+of+compound+eyes+and+the+illumination+of+natural+habitats.">The design of compound eyes and the illumination of natural habitats.</a> Ecology of Sensing. , 187-213 (2001).</li><li>Warrant, E. J., Kelber, A., Kristensen, N. P., Kristensen, N. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Eyes+and+vision.+In.">Eyes and vision. In.</a> Handbook of Zoology, Vol. IV, Part 36, Lepidoptera, Moths and Butterflies, Vol 2: Morphology, Physiology and Development. , 325-359 (2003).</li><li>Petrowitz, R., Dahmen, H., Egelhaaf, M., Krapp, H. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Arrangement+of+optical+axes+and+spatial+resolution+in+the+compound+eye+of+the+female+blowfly+Calliphora.">Arrangement of optical axes and spatial resolution in the compound eye of the female blowfly Calliphora.</a> Journal of Comparative Physiology. A. 186 (7-8), 737-746 (2000).</li><li>Smolka, J., Hemmi, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Topography+of+vision+and+behaviour.">Topography of vision and behaviour.</a> The Journal of Experimental Biology. 212, 3522-3532 (2009).</li><li>Krapp, H. G., Gabbiani, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatial+distribution+of+inputs+and+local+receptive+field+properties+of+a+wide-field,+looming+sensitive+neuron.">Spatial distribution of inputs and local receptive field properties of a wide-field, looming sensitive neuron.</a> Journal of Neurophysiology. 93 (4), 2240-2253 (2005).</li><li>Strausfeld, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Arthropod Brains: Evolution, Functional Elegance, and Historical Significance. , (2012).</li><li>Jeong, K. H., Kim, J., Lee, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biologically+inspired+artificial+compound+eyes.">Biologically inspired artificial compound eyes.</a> Science. 312 (5773), 557-561 (2006).</li><li>Davis, J., Barrett, S., Wright, C., Wilcox, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+bio-inspired+apposition+compound+eye+machine+vision+sensor+system.">A bio-inspired apposition compound eye machine vision sensor system.</a> Bioinspiration &amp; Biomimetics. 4 (4), 046002 (2009).</li><li>Lee, G. J., Choi, C., Kim, D., Song, Y. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bioinspired+artificial+eyes:+Optic+components,+digital+cameras,+and+visual+prostheses.">Bioinspired artificial eyes: Optic components, digital cameras, and visual prostheses.</a> Advanced Functional Materials. 28 (24), 1870168 (2018).</li><li>Zhang, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Origami+silicon+optoelectronics+for+hemispherical+electronic+eye+systems.">Origami silicon optoelectronics for hemispherical electronic eye systems.</a> Nature Communications. 8, 1782 (2017).</li><li>Wang, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subtle+control+on+hierarchic+reflow+for+the+simple+and+massive+fabrication+of+biomimetic+compound+eye+arrays+in+polymers+for+imaging+at+a+large+field+of+view.">Subtle control on hierarchic reflow for the simple and massive fabrication of biomimetic compound eye arrays in polymers for imaging at a large field of view.</a> Journal of Materials Chemistry. C. 4, 108-112 (2016).</li><li>Floreano, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Miniature+curved+artificial+compound+eyes.">Miniature curved artificial compound eyes.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110, 9267-9272 (2013).</li><li>Song, Y. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Digital+cameras+with+designs+inspired+by+the+arthropod+eye.">Digital cameras with designs inspired by the arthropod eye.</a> Nature. 497 (7447), 95-99 (2013).</li><li>Douglass, J. K., Wehling, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+mapping+of+compound+eye+visual+sampling+parameters+with+FACETS,+a+highly+automated+wide-field+goniometer.">Rapid mapping of compound eye visual sampling parameters with FACETS, a highly automated wide-field goniometer.</a> Journal of Comparative Physiology A. 202 (12), 839-851 (2016).</li><li>Franceschini, N., Snyder, A. W., Menzel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sampling+of+the+visual+environment+by+the+compound+eye+of+the+fly:+fundamentals+and+applications.">Sampling of the visual environment by the compound eye of the fly: fundamentals and applications.</a> Photoreceptor Optics. , 98-125 (1975).</li><li>Franceschini, N., Kirschfeld, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+automatic+control+of+the+light+flux+in+the+compound+eye+of+Diptera.+Spectral,+statistical,+and+dynamical+properties+of+the+mechanism.">The automatic control of the light flux in the compound eye of Diptera. Spectral, statistical, and dynamical properties of the mechanism.</a> Biological Cybernetics. 21, 181-203 (1976).</li><li>Stavenga, D. G., Autrum, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pseudopupils+of+compound+eyes.">Pseudopupils of compound eyes.</a> Handbook of Sensory Physiology, Vol VII/6A. , 357-439 (1979).</li><li>Stavenga, D. G., Kruizinga, R., Leertouwer, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dioptrics+of+the+facet+lenses+of+male+blowflies+Calliphora+and+Chrysomia.">Dioptrics of the facet lenses of male blowflies Calliphora and Chrysomia.</a> Journal of Comparative Physiology A. 166, 365-371 (1990).</li><li>Straw, A. D., Warrant, E. J., O'Carroll, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+&amp;#34;bright+zone&amp;#34;+in+male+hoverfly+(Eristalis+tenax)+eyes+and+associated+faster+motion+detection+and+increased+contrast+sensitivity.">A &amp;#34;bright zone&amp;#34; in male hoverfly (Eristalis tenax) eyes and associated faster motion detection and increased contrast sensitivity.</a> The Journal of Experimental Biology. 209, 4339-4354 (2006).</li><li>Stavenga, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reflections+on+colourful+ommatidia+of+butterfly+eyes.">Reflections on colourful ommatidia of butterfly eyes.</a> The Journal of Experimental Biology. 205, 1077-1085 (2002).</li><li>Beersma, D. G. M., Stavenga, D. G., Kuiper, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organization+of+visual+axes+in+the+compound+eye+of+the+fly+Musca+domestica+L.+and+behavioural+consequences.">Organization of visual axes in the compound eye of the fly Musca domestica L. and behavioural consequences.</a> Journal of Comparative Physiology. 102, 305-320 (1975).</li><li>Taylor, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bumblebee+visual+allometry+results+in+locally+improved+resolution+and+globally+improved+sensitivity.">Bumblebee visual allometry results in locally improved resolution and globally improved sensitivity.</a> eLife. 8, 40613 (2019).</li><li>Rigosi, E., Warrant, E. J., O'Carroll, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new,+fluorescence-based+method+for+visualizing+the+pseudopupil+and+assessing+optical+acuity+in+the+dark+compound+eyes+of+honeybees+and+other+insects.">A new, fluorescence-based method for visualizing the pseudopupil and assessing optical acuity in the dark compound eyes of honeybees and other insects.</a> Scientific Reports. 11, 21267 (2021).</li></ol>

La distribution spatiale des axes visuels des yeux de mouche domestique peut être cartographiée à l’aide du phénomène pseudopieux des yeux composés et des changements de réflexion causés par le mécanisme de pupille dépendant de la lumière. Par conséquent, une mouche étudiée est montée dans un système goniométrique, ce qui permet d’inspecter le motif de facettes locales avec une configuration de microscope équipée d’un appareil photo numérique, le tout sous contrôle informatique. L’analyse d?...

La compacité des systèmes visuels d’insectes et l’agilité de leurs propriétaires, démontrant un traitement de l’information visuelle très développé, ont intrigué des personnes de milieux scientifiques et non scientifiques. Les yeux composés d’insectes ont été reconnus comme de puissants dispositifs optiques permettant des capacités visuelles aiguës et polyvalentes 1,2. Les mouches, par exemple, sont bien connues pour leurs réponses rapides aux objets en mouvement, et les abeilles sont célèbres pour posséder une vision des couleurs et une vision de polarisation2.
Les yeux composés des arthropodes se composent de nombreuses unités anatomiquement similaires, les ommatidies, dont chacune est coiffée d’une lentille à facettes. Chez les diptères (mouches), l’assemblage de lentilles à facettes, connues collectivement sous le nom de cornée, se rapproche souvent d’un hémisphère. Chaque ommatidium échantillonne la lumière incidente à partir d’un petit angle solide avec une demi-largeur de l’ordre de 1°. Les ommatidies des deux yeux ensemble échantillonnent approximativement l’angle solide complet, mais les axes visuels des ommatidies ne sont pas répartis uniformément. Certaines zones oculaires ont une forte densité d’axes visuels, ce qui crée une région de haute acuité spatiale, familièrement appelée fovéa. La partie restante de l’œil a alors une résolution spatiale plus grossière 3,4,5,6,7,8,9.
Une analyse quantitative de l’organisation optique des yeux composés est cruciale pour des études détaillées du traitement neuronal de l’information visuelle. L’étude des réseaux neuronaux du cerveau d’un insecte10 nécessite souvent une connaissance de la distribution spatiale des axes ommatidiens. De plus, les yeux composés ont inspiré plusieurs innovations techniques. De nombreuses initiatives visant à produire des yeux artificiels bio-inspirés ont été construites sur des études quantitatives existantes d’yeux composés réels 11,12,13. Par exemple, un capteur à base de semi-conducteurs avec une résolution spatiale élevée a été conçu sur la base du modèle d’yeux composés d’insectes 11,14,15,16,17. Cependant, les dispositifs développés jusqu’à présent n’ont pas mis en œuvre les caractéristiques réelles des yeux d’insectes existants. Des représentations précises des yeux composés d’insectes et de leur organisation spatiale nécessiteront des données détaillées et fiables provenant des yeux naturels, qui ne sont pas largement disponibles.
La principale raison de la rareté des données est l’extrême pénibilité des procédures disponibles pour cartographier les caractéristiques spatiales des yeux. Cela a motivé les tentatives d’établir une procédure de cartographie oculaire plus automatisée. Lors d’une première tentative d’analyse automatisée des yeux composés d’insectes, Douglass et Wehling18 ont mis au point une procédure de balayage pour cartographier la taille des facettes dans la cornée et ont démontré sa faisabilité pour quelques espèces de mouches. Ici, nous étendons leur approche en développant des méthodes non seulement pour scanner les facettes de la cornée, mais aussi pour évaluer les axes visuels des ommatidies auxquelles appartiennent les facettes. Nous présentons le cas des yeux de mouche domestique pour illustrer les procédures impliquées.
La configuration expérimentale pour scanner les yeux des insectes est: partiellement optique, c’est-à-dire un microscope avec caméra et optique d’éclairage; partiellement mécanique, c’est-à-dire un système de goniomètre pour faire tourner l’insecte étudié; et partiellement informatique, c’est-à-dire l’utilisation de pilotes logiciels pour les instruments et les programmes d’exécution des mesures et des analyses. Les méthodes développées englobent une gamme de procédures de calcul, allant de la capture d’images, au choix des canaux de caméra et à la définition de seuils de traitement d’image à la reconnaissance des emplacements de facettes individuelles via des points lumineux de lumière réfléchis par leurs surfaces convexes. Les méthodes de transformation de Fourier étaient cruciales dans l’analyse d’images, à la fois pour détecter des facettes individuelles et pour analyser les modèles de facettes.
Le document est structuré comme suit. Nous introduisons d’abord la configuration expérimentale et le phénomène des pseudopieux - le marqueur optique utilisé pour identifier les axes visuels des photorécepteurs dans les yeux vivants 19,20,21. Par la suite, les algorithmes utilisés dans la procédure de numérisation et l’analyse d’images sont décrits.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Digital Camera</td>
			<td>PointGrey</td>
			<td>BFLY-U3-23S6C-C</td>
			<td>Acquision of amplified images and digital communication with PC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High power star LED</td>
			<td>Velleman</td>
			<td>LH3WW</td>
			<td>Light source for observation and imaging the compound eye</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Holder for the investigated fly</td>
			<td>University of Groningen</td>
			<td></td>
			<td>Different designs were manufactured by the university workshop</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Linear motor</td>
			<td>ELERO</td>
			<td>ELERO Junior 1, version C</td>
			<td>Actuates the upper microscope up and down. (Load 300N, Stroke speed 15mm/s, nominal current 1.2A)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low temperature melting wax</td>
			<td>various</td>
			<td></td>
			<td>The low-temperature melting point wax serves to immobilize the fly and fix it to the holder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td></td>
			<td>Any alternative microscope brand will do; the preferred objective is a 5x</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Motor and LED Controller</td>
			<td>University of Groningen</td>
			<td>Z-o1</td>
			<td>Designed and built by the University of Groningen and based on Arduino and Adafruit technologies.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Motorized Stage</td>
			<td>Standa (Vilnius, Lithuania)</td>
			<td>8MT175-50XYZ-8MR191-28</td>
			<td>A 6 axis motorized stage modified to have 5 degrees of freedom.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Optical components</td>
			<td>LINUS</td>
			<td></td>
			<td>Several diagrams and lenses forming an epi-illumination system (see Stavenga, Journal of Experimental Biology 205, 1077-1085, 2002)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PC running MATLAB</td>
			<td>University of Groningen</td>
			<td></td>
			<td>The PC is able to process the images of the PointGrey camera, control the LED intensity, and send control commants to the motor cotrollers of the system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Power Supply (36V, 3.34A)</td>
			<td>Standa (Vilnius, Lithuania)</td>
			<td>PUP120-17</td>
			<td>Dedicated power supply for the STANDA motor controllers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Soldering iron</td>
			<td>various</td>
			<td></td>
			<td>Used for melting the wax</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stepper and DC Motor Controller</td>
			<td>Standa (Vilnius, Lithuania)</td>
			<td>8SMC4-USB-B9-B9</td>
			<td>Dedicated controllers for the STANDA motorized stage capable of communicating with MATLAB</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Finntip-61</td>
			<td>Finnpipette Ky, Helsinki</td>
			<td>FINNTIP-61, 200-1000&#956;L</td>
			<td>PIPETTE TIPS FOR FINNPIPETTES, 400/BOX. It is used to restrain the fly</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carving Pen Shaping/Thread Burning Tool</td>
			<td>Max Wax</td>
			<td></td>
			<td>The tip of the carving pen is designed to transfer wax to the head of fly</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MATLAB</td>
			<td>Mathworks, Natick, MA, USA</td>
			<td>main program plus Image Acquisition, Image Analysis, and Instrument Control toolboxes.</td>
			<td>Programming language used to implement the algorithms</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

automated charting of the visual space of housefly compound eyes

Cet article décrit la mesure automatique de l’organisation spatiale des axes visuels des yeux composés d’insectes, qui se composent de plusieurs milliers d’unités visuelles appelées ommatidies. Chaque ommatidium échantillonne l’information optique à partir d’un petit angle solide, avec une sensibilité approximative distribuée par Gauss (demi-largeur de l’ordre de 1°) centrée autour d’un axe visuel. Ensemble, les ommatidies recueillent les informations visuelles à partir d’un champ de vision presque panoramique. La distribution spatiale des axes visuels détermine ainsi la résolution spatiale de l’œil. La connaissance de l’organisation optique d’un œil composé et de son acuité visuelle est cruciale pour les études quantitatives du traitement neuronal de l’information visuelle. Nous présentons ici une procédure automatisée pour cartographier les axes visuels d’un œil composé, en utilisant un phénomène optique intrinsèque in vivo , le pseudopôle, et le mécanisme pupillaire des cellules photoréceptrices. Nous décrivons la configuration optomécanique pour scanner les yeux des insectes et utilisons les résultats expérimentaux obtenus à partir d’une mouche domestique, Musca domestica, pour illustrer les étapes de la procédure de mesure.

Animaux et stimulation optique Les expériences sont réalisées sur des mouches domestiques (Musca domestica) obtenues à partir d’une culture maintenue par le Département de génétique évolutive de l’Université de Groningue. Avant les mesures, une mouche est immobilisée en la collant avec une cire à faible point de fusion dans un tube bien ajusté. La mouche est ensuite montée sur la scène d’un goniomètre motorisé. Le centre des deux étages rotatifs coïncide avec le point ...

Watch this Scientific Journal Video about Automated Charting of the Visual Space of Housefly Compound Eyes at JoVE.com

Automated Charting of the Visual Space of Housefly Compound Eyes

Le protocole décrit ici la mesure de l’organisation spatiale des axes visuels des yeux des mouches domestiques, cartographiés par un dispositif automatique, en utilisant le phénomène pseudopieux et le mécanisme pupillaire des cellules photoréceptrices.

Cartographie automatisée de l’espace visuel des yeux composés de mouches domestiques

This paper describes the automatic measurement of the spatial organization of the visual axes of insect compound eyes, which consist of several thousands ...

Le système et le protocole sont conçus pour analyser le système physio des mouches en cartographiant avec une intervention humaine minimale. Avec le système et le protocole, nous pouvons savoir précisément comment l’espace visuel d’une taille de mouche est organisé. Les avantages du système sont la reproductibilité et la rapidité de la cartographie.L’étude des yeux composés est une partie importante de la recherche sur la vision animale et a inspiré plusieurs innovations techniques qui ont produit des yeux artificiels. Nous avons donné l’exemple sur la façon de construire et de tester un dispositif automatique pour scanner les yeux composés. Les détails du développement d’algorithmes qui rassemblent les parties nécessitent une attention particulière.Commencez par collecter une mouche dans la population élevée en laboratoire. Préparez un tube de retenue en coupant six millimètres de la partie supérieure afin que le tube ait un diamètre externe de quatre millimètres et un diamètre interne de 2,5 millimètres dans la partie supérieure. Placez la mouche à l’intérieur du tube coupé et scellez le tube avec du coton pour éviter d’endommager la mouche.Ensuite, poussez la mouche de telle sorte que la tête dépasse du tube et que le corps soit retenu dans le tube. Utilisez de la cire d’abeille pour immobiliser la tête pendant que les yeux restent à découvert. Une fois cela fait, coupez le tube pour atteindre une longueur de 10 millimètres.Placez ensuite le tube en plastique contenant la mouche dans le support en laiton avec un œil de la mouche pointant vers le haut et le support reposant sur une table. Ajustez l’orientation du tube sur le microscope comme décrit dans le manuscrit pour scanner l’œil entier dans la plage de l’azimut et de l’élévation permise par la configuration. Configurez le microscope en montant une broche d’alignement sur l’étage de rotation azimutal afin que la position X-Y de la pointe puisse être ajustée pour coïncider avec l’axe azimutal sur l’étage motorisé.Lors de la visualisation avec le microscope équipé d’un objectif 5X, utilisez le joystick de l’axe Z pour faire la mise au point sur la pointe. Ensuite, alignez le réglage X-Y de l’axe azimutal avec l’axe optique du microscope et utilisez les joysticks des axes X et Y pour vous assurer que les axes rotatifs d’élévation et d’azimut sont pré-alignés avec la broche centrée. Manipulez les joysticks d’azimut et d’élévation pour vérifier si la broche est centrée par rapport aux deux degrés de liberté.Lorsqu’elle est bien centrée, la pointe de la broche reste dans la même position pendant les rotations d’azimut et d’élévation. Alignez et montez la mouche avec l’étage d’élévation à zéro degré et maintenez-la sur l’étage azimutal. Observez ensuite l’œil de la mouche au microscope.Après avoir allumé la LED d’éclairage, ajustez la position horizontale de la mouche pour aligner le centre du pseudopêle. Modifiez ensuite la position verticale du pseudopieu à l’aide de la vis rotative du support afin que le pseudopieux profond soit mis au point au niveau de l’axe d’élévation. Ensuite, alignez le pseudoppile profond par rapport aux axes d’azimut et d’élévation en le centrant dans le champ de vision.Lorsque la configuration est prête, basculez la vue sur l’appareil photo numérique monté au microscope et exécutez l’initialisation logicielle du système grace, qui comprend l’initialisation des contrôleurs de moteur et du contrôleur LED Arduino. Pour ce faire, ouvrez MATLAB version 2020a ou supérieure et exécutez le script MATLAB. Sur l’écran de l’ordinateur, confirmez que le pseudopoche de la mouche est au centre de l’image projetée.Utilisez le joystick de l’axe Z pour amener la mise au point au niveau du pseudopoche cornéen. Une fois la mise au point alignée, exécutez l’algorithme de mise au point automatique pour obtenir une image nette au niveau de la cornée. Remettez ensuite la mise au point au niveau du pseudopieux profond en ajustant l’étage motorisé de l’axe Z.Stockez la distance entre le pseudopieu profond et le pseudopêle cornéen. Ensuite, affinez le centrage du pseudoppile avec l’algorithme de centrage automatique, puis ramenez le focus au niveau du pseudoppile cornéen. Réexécutez l’algorithme de mise au point automatique et mettez à zéro les étages motorisés à leur position actuelle.Lors de la numérisation de l’œil, exécutez l’algorithme de numérisation pour échantillonner les images oculaires le long des trajectoires par étapes de cinq degrés tout en effectuant les algorithmes de centrage automatique et de mise au point automatique. Après l’échantillonnage, éteignez les contrôleurs led et moteur. Plus tard, traitez les images en appliquant les algorithmes de traitement d’image.Dans l’étude de l’optique de l’œil de mouche, l’image au niveau de la surface de l’œil montre les reflets des facettes et la réflexion des granules pigmentaires à l’état activé. L’image prise au niveau du centre de courbure de l’œil a illustré la réflexion de la disposition des cellules photoréceptrices dans un motif trapézoïdal avec leurs extrémités distales positionnées à peu près au plan focal des lentilles à facettes. Deux images successives ont été corrélées pour déterminer un changement dans la traduction du motif de facettes.Une image prise lors d’un scan à travers l’œil est montrée avec les centroïdes à facettes. Après une rotation azimutale de cinq degrés, l’image suivante est illustrée ici. La procédure centroïde n’a pas pu identifier toutes les facettes.Une faible réflectance locale causée par des irrégularités de surface mineures, ou des spécifications de poussière, a entraîné des centroïdes erronés. L’erreur a été résolue en calculant une transformée de Fourier rapide. Le premier anneau d’harmoniques définit trois orientations indiquées par les lignes bleues, rouges et vertes.La transformation inverse des harmoniques le long des trois orientations a donné les bandes grises. L’œil droit d’une mouche domestique a été scanné du côté frontal au côté latéral en 24 étapes. L’image montre l’assemblage des facettes sous la forme d’un diagramme de Voronoi.Au début de la numérisation, une attention particulière doit être accordée à l’ajustement du pseudopieux profond de l’œil de mouche au centre de rotation du système goniométrique. Ici, nous appliquons la microscopie épi-illumination. Cette méthode peut être directement étendue à la microscopie à fluorescence pour étudier les insectes qui n’ont pas de pseudopôle réfléchissant.La connaissance quantitative de la distribution des axes visuels d’un œil permettra de comprendre comment les systèmes de physiothérapie sont optimisés pour certaines tâches telles que la chasse, l’accouplement ou la détection de prédateurs.

Research

JoVE Journal

Biology

Testing Visual Sensitivity to the Speed and Direction of Motion in Lizards

Test sensibilité visuelle à la vitesse et la direction du mouvement chez les lézards

Testing visual sensitivity in any species provides basic information regarding behaviour, evolution, and ecology. However, testing specific features of ...

Recherche

Biologie

Dissecting the Non-human Primate Brain in Stereotaxic Space

Disséquer le cerveau des primates non humains dans l&#39;espace stéréotaxique

The use of non-human primates provides an excellent translational model for our understanding of developmental and aging processes in humans1-6. In ...

Semi-automated Optical Heartbeat Analysis of Small Hearts

Analyse semi-automatisée Heartbeat optique de petits coeurs

We have developed a method for analyzing high speed optical recordings from Drosophila, zebrafish and embryonic mouse hearts (Fink, et. al., 2009). Our ...

Using the optokinetic response to study visual function of zebrafish

En utilisant la réponse optocinétique pour étudier la fonction visuelle du poisson zèbre

Optokinetic response (OKR) is a behavior that an animal vibrates its eyes to follow a rotating grating around it. It has been widely used to assess the ...

Preparation of Adult Drosophila Eyes for Thin Sectioning and Microscopic Analysis

Preparation of Adult Drosophila Eyes for Thin Sectioning and Microscopic Analysis

Préparation des adultes Drosophile Yeux pour la coupe mince et analyse microscopique

Drosophila has long been used as model system to study development, mainly due to the ease with which it is genetically tractable. Over the years, a ...

Trajectory Data Analyses for Pedestrian Space-time Activity Study

Les analyses des données de trajectoire pour étudier l&#39;activité piétonne l&#39;espace-temps

It is well recognized that human movement in the  spatial and temporal dimensions has direct influence on disease transmission1-3.  An infectious disease ...

Design and Analysis of Temperature Preference Behavior and its Circadian Rhythm in Drosophila

Design and Analysis of Temperature Preference Behavior and its Circadian Rhythm in Drosophila

Conception et analyse du comportement de préférence de température et de son rythme circadien chez la drosophile

The circadian clock regulates many aspects of life, including sleep, locomotor activity, and body temperature (BTR) rhythms1,2. We recently identified a ...

Capture Compound Mass Spectrometry - A Powerful Tool to Identify Novel c-di-GMP Effector Proteins

Captation composé spectrométrie de masse - un outil puissant pour identifier de nouveaux c-di-GMP protéines effectrices

Considerable progress has been made during the last decade towards the identification and characterization of enzymes involved in the synthesis ...

Laser Capture Microdissection of Highly Pure Trabecular Meshwork from Mouse Eyes for Gene Expression Analysis

Saisie Microdissection de trabéculum très Pure de souris yeux de laser pour l’analyse de l’Expression génique

Laser capture microdissection (LCM) has allowed gene expression analysis of single cells and enriched cell populations in tissue sections. LCM is a great ...

Measuring the Confluence of iPSCs Using an Automated Imaging System

Mesure de la confluence des CSPi à l’aide d’un système d’imagerie automatisé.

This study focuses on understanding how growing iPSCs on different ECM coating substrates can affect cell confluence. A protocol to assess iPSC confluence ...