Name: automated charting of the visual space of housefly compound eyes
Uploaded: 2022-03-31T14:20:00
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Diese Studie wurde vom Air Force Office of Scientific Research/European Office of Aerospace Research and Development AFOSR/EOARD finanziell unterstützt (Zuschuss FA9550-15-1-0068, an D.G.S.). Wir danken Dr. Primož Pirih für viele hilfreiche Gespräche und Kehan Satu, Hein Leertouwer und Oscar Rincón Cardeño für die Unterstützung.

Das Protokoll entspricht den Insektenpflegerichtlinien der Universität.
1. Zubereitung einer Stubenfliege, Musca domestica
<ol><li>Sammle die Fliege von der im Labor aufgezogenen Population. Legen Sie die Fliege in den Messinghalter (Abbildung 1).<ol>
<li>Schneiden Sie 6 mm aus dem oberen Teil des Rückhalterohrs (siehe Materialtabelle). Der neue obere Teil des Rohres hat einen Außendurchmesser von 4 mm und einen Inne...

<ol>
	<li>Land, M. F., Nilsson, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Animal Eyes. , (2012).</li><li>Cronin, T. W., Johnsen, S., Marshall, N. J., Warrant, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Visual Ecology. , (2014).</li><li>Horridge, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+separation+of+visual+axes+in+apposition+compound+eyes.">The separation of visual axes in apposition compound eyes.</a> Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B. 285 (1003), 1-59 (1978).</li><li>Land, M. F., Eckert, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maps+of+the+acute+zones+of+fly+eyes.">Maps of the acute zones of fly eyes.</a> Journal of Comparative Physiology. A. 156, 525-538 (1985).</li><li>Warrant, E. J., Barth, F. G., Schmid, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+design+of+compound+eyes+and+the+illumination+of+natural+habitats.">The design of compound eyes and the illumination of natural habitats.</a> Ecology of Sensing. , 187-213 (2001).</li><li>Warrant, E. J., Kelber, A., Kristensen, N. P., Kristensen, N. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Eyes+and+vision.+In.">Eyes and vision. In.</a> Handbook of Zoology, Vol. IV, Part 36, Lepidoptera, Moths and Butterflies, Vol 2: Morphology, Physiology and Development. , 325-359 (2003).</li><li>Petrowitz, R., Dahmen, H., Egelhaaf, M., Krapp, H. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Arrangement+of+optical+axes+and+spatial+resolution+in+the+compound+eye+of+the+female+blowfly+Calliphora.">Arrangement of optical axes and spatial resolution in the compound eye of the female blowfly Calliphora.</a> Journal of Comparative Physiology. A. 186 (7-8), 737-746 (2000).</li><li>Smolka, J., Hemmi, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Topography+of+vision+and+behaviour.">Topography of vision and behaviour.</a> The Journal of Experimental Biology. 212, 3522-3532 (2009).</li><li>Krapp, H. G., Gabbiani, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatial+distribution+of+inputs+and+local+receptive+field+properties+of+a+wide-field,+looming+sensitive+neuron.">Spatial distribution of inputs and local receptive field properties of a wide-field, looming sensitive neuron.</a> Journal of Neurophysiology. 93 (4), 2240-2253 (2005).</li><li>Strausfeld, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Arthropod Brains: Evolution, Functional Elegance, and Historical Significance. , (2012).</li><li>Jeong, K. H., Kim, J., Lee, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biologically+inspired+artificial+compound+eyes.">Biologically inspired artificial compound eyes.</a> Science. 312 (5773), 557-561 (2006).</li><li>Davis, J., Barrett, S., Wright, C., Wilcox, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+bio-inspired+apposition+compound+eye+machine+vision+sensor+system.">A bio-inspired apposition compound eye machine vision sensor system.</a> Bioinspiration &amp; Biomimetics. 4 (4), 046002 (2009).</li><li>Lee, G. J., Choi, C., Kim, D., Song, Y. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bioinspired+artificial+eyes:+Optic+components,+digital+cameras,+and+visual+prostheses.">Bioinspired artificial eyes: Optic components, digital cameras, and visual prostheses.</a> Advanced Functional Materials. 28 (24), 1870168 (2018).</li><li>Zhang, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Origami+silicon+optoelectronics+for+hemispherical+electronic+eye+systems.">Origami silicon optoelectronics for hemispherical electronic eye systems.</a> Nature Communications. 8, 1782 (2017).</li><li>Wang, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subtle+control+on+hierarchic+reflow+for+the+simple+and+massive+fabrication+of+biomimetic+compound+eye+arrays+in+polymers+for+imaging+at+a+large+field+of+view.">Subtle control on hierarchic reflow for the simple and massive fabrication of biomimetic compound eye arrays in polymers for imaging at a large field of view.</a> Journal of Materials Chemistry. C. 4, 108-112 (2016).</li><li>Floreano, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Miniature+curved+artificial+compound+eyes.">Miniature curved artificial compound eyes.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110, 9267-9272 (2013).</li><li>Song, Y. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Digital+cameras+with+designs+inspired+by+the+arthropod+eye.">Digital cameras with designs inspired by the arthropod eye.</a> Nature. 497 (7447), 95-99 (2013).</li><li>Douglass, J. K., Wehling, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+mapping+of+compound+eye+visual+sampling+parameters+with+FACETS,+a+highly+automated+wide-field+goniometer.">Rapid mapping of compound eye visual sampling parameters with FACETS, a highly automated wide-field goniometer.</a> Journal of Comparative Physiology A. 202 (12), 839-851 (2016).</li><li>Franceschini, N., Snyder, A. W., Menzel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sampling+of+the+visual+environment+by+the+compound+eye+of+the+fly:+fundamentals+and+applications.">Sampling of the visual environment by the compound eye of the fly: fundamentals and applications.</a> Photoreceptor Optics. , 98-125 (1975).</li><li>Franceschini, N., Kirschfeld, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+automatic+control+of+the+light+flux+in+the+compound+eye+of+Diptera.+Spectral,+statistical,+and+dynamical+properties+of+the+mechanism.">The automatic control of the light flux in the compound eye of Diptera. Spectral, statistical, and dynamical properties of the mechanism.</a> Biological Cybernetics. 21, 181-203 (1976).</li><li>Stavenga, D. G., Autrum, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pseudopupils+of+compound+eyes.">Pseudopupils of compound eyes.</a> Handbook of Sensory Physiology, Vol VII/6A. , 357-439 (1979).</li><li>Stavenga, D. G., Kruizinga, R., Leertouwer, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dioptrics+of+the+facet+lenses+of+male+blowflies+Calliphora+and+Chrysomia.">Dioptrics of the facet lenses of male blowflies Calliphora and Chrysomia.</a> Journal of Comparative Physiology A. 166, 365-371 (1990).</li><li>Straw, A. D., Warrant, E. J., O'Carroll, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+&amp;#34;bright+zone&amp;#34;+in+male+hoverfly+(Eristalis+tenax)+eyes+and+associated+faster+motion+detection+and+increased+contrast+sensitivity.">A &amp;#34;bright zone&amp;#34; in male hoverfly (Eristalis tenax) eyes and associated faster motion detection and increased contrast sensitivity.</a> The Journal of Experimental Biology. 209, 4339-4354 (2006).</li><li>Stavenga, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reflections+on+colourful+ommatidia+of+butterfly+eyes.">Reflections on colourful ommatidia of butterfly eyes.</a> The Journal of Experimental Biology. 205, 1077-1085 (2002).</li><li>Beersma, D. G. M., Stavenga, D. G., Kuiper, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organization+of+visual+axes+in+the+compound+eye+of+the+fly+Musca+domestica+L.+and+behavioural+consequences.">Organization of visual axes in the compound eye of the fly Musca domestica L. and behavioural consequences.</a> Journal of Comparative Physiology. 102, 305-320 (1975).</li><li>Taylor, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bumblebee+visual+allometry+results+in+locally+improved+resolution+and+globally+improved+sensitivity.">Bumblebee visual allometry results in locally improved resolution and globally improved sensitivity.</a> eLife. 8, 40613 (2019).</li><li>Rigosi, E., Warrant, E. J., O'Carroll, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new,+fluorescence-based+method+for+visualizing+the+pseudopupil+and+assessing+optical+acuity+in+the+dark+compound+eyes+of+honeybees+and+other+insects.">A new, fluorescence-based method for visualizing the pseudopupil and assessing optical acuity in the dark compound eyes of honeybees and other insects.</a> Scientific Reports. 11, 21267 (2021).</li></ol>

Die räumliche Verteilung der Sehachsen von Stubenfliegenaugen kann mit Hilfe des Pseudopupillenphänomens der Facettenaugen und der Reflexionsänderungen, die durch den lichtabhängigen Pupillenmechanismus verursacht werden, kartiert werden. Daher ist eine untersuchte Fliege in einem goniometrischen System montiert, das die Inspektion des lokalen Facettenmusters mit einem Mikroskop-Setup ermöglicht, das mit einer Digitalkamera ausgestattet ist, alles unter Computersteuerung. Die Bildanalyse liefert Eyemaps. Eine wesent...

Die Kompaktheit visueller Insektensysteme und die Agilität ihrer Besitzer, die eine hochentwickelte visuelle Informationsverarbeitung demonstrieren, haben Menschen mit wissenschaftlichem und nicht-wissenschaftlichem Hintergrund fasziniert. Insektenfacettenaugen wurden als leistungsstarke optische Geräte anerkannt, die akute und vielseitige Sehfähigkeitenermöglichen 1,2. Fliegen zum Beispiel sind bekannt für ihre schnellen Reaktionen auf sich bewegende Objekte, und Bienen sind berühmt für ihre Farb- und Polarisationsvision2.
Die Facettenaugen von Arthropoden bestehen aus zahlreichen anatomisch ähnlichen Einheiten, den Ommatidien, von denen jede von einer Facettenlinse bedeckt ist. Bei Diptera (Fliegen) nähert sich die Anordnung von Facettenlinsen, die zusammen als Hornhaut bekannt sind, oft einer Hemisphäre an. Jedes Ommatidium tastet einfallendes Licht aus einem kleinen Raumwinkel mit halber Breite in der Größenordnung von 1° ab. Die Ommatidien der beiden Augen zusammen tasten ungefähr den vollen Raumwinkel ab, aber die visuellen Achsen der Ommatidien sind nicht gleichmäßig verteilt. Bestimmte Augenpartien haben eine hohe Dichte an Sehachsen, wodurch eine Region von hoher räumlicher Schärfe entsteht, die umgangssprachlich als Fovea bezeichnet wird. Der verbleibende Teil des Auges hat dann eine gröbere räumliche Auflösungvon 3,4,5,6,7,8,9.
Eine quantitative Analyse der optischen Organisation der Facettenaugen ist entscheidend für detaillierte Untersuchungen der neuronalen Verarbeitung visueller Informationen. Untersuchungen der neuronalen Netzwerke des Gehirns eines Insekts10 erfordern oft Kenntnisse über die räumliche Verteilung der ommatidialen Achsen. Darüber hinaus haben Facettenaugen mehrere technische Innovationen inspiriert. Viele Initiativen zur Herstellung von bio-inspirierten künstlichen Augen wurden auf bestehenden quantitativen Studien von echten Facettenaugenaufgebaut 11,12,13. Zum Beispiel wurde ein halbleiterbasierter Sensor mit hoher räumlicher Auflösung basierend auf dem Modell der Insektenfacettenaugen 11,14,15,16,17 entwickelt. Die bisher entwickelten Geräte haben jedoch nicht die tatsächlichen Eigenschaften bestehender Insektenaugen umgesetzt. Genaue Darstellungen von Insektenfacettenaugen und ihrer räumlichen Organisation erfordern detaillierte und zuverlässige Daten von natürlichen Augen, die nicht umfassend verfügbar sind.
Der Hauptgrund für den Mangel an Daten ist die extreme Langeweile der verfügbaren Verfahren zur Darstellung der räumlichen Eigenschaften der Augen. Dies hat zu Versuchen geführt, ein stärker automatisiertes Eye-Mapping-Verfahren zu etablieren. In einem ersten Versuch automatisierter Analysen von Insektenfacettenaugen entwickelten Douglass undWehling 18 ein Scanverfahren zur Abbildung von Facettengrößen in der Hornhaut und demonstrierten dessen Machbarkeit für einige wenige Fliegenarten. Hier erweitern wir ihren Ansatz, indem wir Methoden entwickeln, um nicht nur die Facetten der Hornhaut zu scannen, sondern auch die visuellen Achsen der Ommatidien zu beurteilen, zu denen die Facetten gehören. Wir stellen den Fall der Stubenfliegenaugen vor, um die damit verbundenen Verfahren zu veranschaulichen.
Der Versuchsaufbau für scannende Insektenaugen ist: teilweise optisch, d.h. ein Mikroskop mit Kamera und Beleuchtungsoptik; teilweise mechanisch, d.h. ein Goniometersystem zum Drehen des untersuchten Insekts; und teilweise rechnerisch, d.h. die Verwendung von Softwaretreibern für die Instrumente und Programme zur Durchführung von Messungen und Analysen. Die entwickelten Methoden umfassen eine Reihe von Rechenverfahren, von der Aufnahme von Bildern, der Auswahl von Kamerakanälen und der Festlegung von Bildverarbeitungsschwellenwerten bis hin zur Erkennung einzelner Facettenpositionen über helle Lichtflecken, die von ihren konvexen Oberflächen reflektiert werden. Fourier-Transformationsmethoden waren in der Bildanalyse entscheidend, sowohl für die Erkennung einzelner Facetten als auch für die Analyse der Facettenmuster.
Das Papier ist wie folgt aufgebaut. Wir stellen zunächst den Versuchsaufbau und das Pseudopupillenphänomen vor - den optischen Marker, der verwendet wird, um die visuellen Achsen der Photorezeptoren in lebenden Augen zu identifizieren 19,20,21. Anschließend werden die Algorithmen skizziert, die im Scanvorgang und in der Bildanalyse verwendet werden.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Digital Camera</td>
			<td>PointGrey</td>
			<td>BFLY-U3-23S6C-C</td>
			<td>Acquision of amplified images and digital communication with PC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High power star LED</td>
			<td>Velleman</td>
			<td>LH3WW</td>
			<td>Light source for observation and imaging the compound eye</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Holder for the investigated fly</td>
			<td>University of Groningen</td>
			<td></td>
			<td>Different designs were manufactured by the university workshop</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Linear motor</td>
			<td>ELERO</td>
			<td>ELERO Junior 1, version C</td>
			<td>Actuates the upper microscope up and down. (Load 300N, Stroke speed 15mm/s, nominal current 1.2A)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low temperature melting wax</td>
			<td>various</td>
			<td></td>
			<td>The low-temperature melting point wax serves to immobilize the fly and fix it to the holder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td></td>
			<td>Any alternative microscope brand will do; the preferred objective is a 5x</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Motor and LED Controller</td>
			<td>University of Groningen</td>
			<td>Z-o1</td>
			<td>Designed and built by the University of Groningen and based on Arduino and Adafruit technologies.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Motorized Stage</td>
			<td>Standa (Vilnius, Lithuania)</td>
			<td>8MT175-50XYZ-8MR191-28</td>
			<td>A 6 axis motorized stage modified to have 5 degrees of freedom.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Optical components</td>
			<td>LINUS</td>
			<td></td>
			<td>Several diagrams and lenses forming an epi-illumination system (see Stavenga, Journal of Experimental Biology 205, 1077-1085, 2002)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PC running MATLAB</td>
			<td>University of Groningen</td>
			<td></td>
			<td>The PC is able to process the images of the PointGrey camera, control the LED intensity, and send control commants to the motor cotrollers of the system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Power Supply (36V, 3.34A)</td>
			<td>Standa (Vilnius, Lithuania)</td>
			<td>PUP120-17</td>
			<td>Dedicated power supply for the STANDA motor controllers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Soldering iron</td>
			<td>various</td>
			<td></td>
			<td>Used for melting the wax</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stepper and DC Motor Controller</td>
			<td>Standa (Vilnius, Lithuania)</td>
			<td>8SMC4-USB-B9-B9</td>
			<td>Dedicated controllers for the STANDA motorized stage capable of communicating with MATLAB</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Finntip-61</td>
			<td>Finnpipette Ky, Helsinki</td>
			<td>FINNTIP-61, 200-1000&#956;L</td>
			<td>PIPETTE TIPS FOR FINNPIPETTES, 400/BOX. It is used to restrain the fly</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carving Pen Shaping/Thread Burning Tool</td>
			<td>Max Wax</td>
			<td></td>
			<td>The tip of the carving pen is designed to transfer wax to the head of fly</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MATLAB</td>
			<td>Mathworks, Natick, MA, USA</td>
			<td>main program plus Image Acquisition, Image Analysis, and Instrument Control toolboxes.</td>
			<td>Programming language used to implement the algorithms</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

automated charting of the visual space of housefly compound eyes

Dieses Papier beschreibt die automatische Messung der räumlichen Organisation der Sehachsen von Insektenfacettenaugen, die aus mehreren tausend visuellen Einheiten bestehen, die Ommatidien genannt werden. Jedes Ommatidium tastet die optische Information aus einem kleinen Raumwinkel ab, mit einer ungefähren Gauß-verteilten Empfindlichkeit (halbe Breite in der Größenordnung von 1°), zentriert um eine visuelle Achse. Zusammen sammeln die Ommatidien die visuellen Informationen aus einem fast panoramischen Sichtfeld. Die räumliche Verteilung der Sehachsen bestimmt somit die räumliche Auflösung des Auges. Die Kenntnis der optischen Organisation eines Facettenauges und seiner Sehschärfe ist entscheidend für quantitative Untersuchungen der neuronalen Verarbeitung der visuellen Information. Hier stellen wir ein automatisiertes Verfahren zur Abbildung der visuellen Achsen eines Facettenauges vor, wobei ein intrinsisches, in vivo optisches Phänomen, die Pseudopupille und der Pupillenmechanismus der Photorezeptorzellen verwendet werden. Wir skizzieren den optomechanischen Aufbau zum Scannen von Insektenaugen und verwenden experimentelle Ergebnisse einer Stubenfliege, Musca domestica, um die Schritte im Messverfahren zu veranschaulichen.

Tiere und optische Stimulation Die Experimente werden an Stubenfliegen (Musca domestica) durchgeführt, die aus einer Kultur stammen, die von der Abteilung für Evolutionäre Genetik der Universität Groningen unterhalten wird. Vor den Messungen wird eine Fliege immobilisiert, indem sie mit einem Low-Melting-Point-Wachs in ein gut passendes Rohr geklebt wird. Die Fliege wird anschließend auf der Bühne eines motorisierten Goniometers montiert. Die Mitte der beiden Drehtische fällt mit dem B...

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Automated Charting of the Visual Space of Housefly Compound Eyes

Das Protokoll beschreibt hier die Messung der räumlichen Organisation der visuellen Achsen von Stubenfliegenaugen, abgebildet durch ein automatisches Gerät, unter Verwendung des Pseudopupillenphänomens und des Pupillenmechanismus der Photorezeptorzellen.

Automatisiertes Charting des visuellen Raums von Stubenfliegen-Facettenaugen

This paper describes the automatic measurement of the spatial organization of the visual axes of insect compound eyes, which consist of several thousands ...

Das System und das Protokoll wurden entwickelt, um das Physiosystem der Fliegen durch Kartierung mit minimalem menschlichem Eingriff zu analysieren. Mit dem System und dem Protokoll können wir genau wissen, wie der Sehraum einer Fliegengröße organisiert ist. Die Vorteile des Systems sind die Reproduzierbarkeit und die Geschwindigkeit des Mappings.Das Studium der Facettenaugen ist ein wichtiger Teil der Tiersehforschung und hat mehrere technische Innovationen inspiriert, die künstliche Augen hervorgebracht haben. Wir haben ein Beispiel dafür gegeben, wie man ein automatisches Gerät zum Scannen von Facettenaugen baut und testet. Details der Algorithmenentwicklung, die die Teile zusammenbringen, müssen besonders beachtet werden.Beginnen Sie mit dem Sammeln einer Fliege aus der im Labor aufgezogenen Population. Bereiten Sie ein Rückhalterohr vor, indem Sie sechs Millimeter aus dem oberen Teil schneiden, so dass das Rohr einen Außendurchmesser von vier Millimetern und einen Innendurchmesser von 2,5 Millimetern im oberen Teil hat. Legen Sie die Fliege in das geschnittene Rohr und versiegeln Sie das Rohr mit Baumwolle, um eine Beschädigung der Fliege zu vermeiden.Drücken Sie dann die Fliege so, dass der Kopf aus dem Rohr herausragt und der Körper in der Röhre fixiert wird. Verwenden Sie Bienenwachs, um den Kopf zu immobilisieren, während die Augen unbedeckt bleiben. Sobald Sie fertig sind, schneiden Sie das Rohr ab, um eine Länge von 10 Millimetern zu erreichen.Legen Sie dann das Kunststoffrohr mit der Fliege in den Messinghalter, wobei ein Auge der Fliege nach oben zeigt und der Halter auf einer Tischplatte ruht. Passen Sie die Ausrichtung der Röhre auf dem Mikroskop an, wie im Manuskript beschrieben, um das ganze Auge innerhalb des Bereichs des Azimuts und der Höhe zu scannen, die das Setup zulässt. Richten Sie das Mikroskop ein, indem Sie einen Ausrichtungsstift auf dem Azimut-Rotationstisch montieren, so dass die X-Y-Position der Spitze so eingestellt werden kann, dass sie mit der Azimutachse auf dem motorisierten Tisch übereinstimmt.Verwenden Sie während der Betrachtung mit dem Mikroskop, das mit einem 5X-Objektiv ausgestattet ist, den Z-Achsen-Joystick, um auf die Spitze zu fokussieren. Als nächstes richten Sie die X-Y-Einstellung der Azimutachse mit der optischen Achse des Mikroskops aus und verwenden Sie die X- und Y-Achsen-Joysticks, um sicherzustellen, dass die Elevations- und Azimut-Drehachsen mit dem zentrierten Stift vorausgerichtet sind. Manipulieren Sie die Azimut- und Höhen-Joysticks, um zu überprüfen, ob der Pin in Bezug auf beide Freiheitsgrade zentriert ist.Wenn sie gut zentriert ist, bleibt die Stiftspitze während der Azimut- und Höhenrotationen in der gleichen Position. Richten Sie die Fliege mit der Höhenstufe bei null Grad aus und montieren Sie sie und halten Sie sie auf der Azimutstufe auf. Beobachten Sie dann das Auge der Fliege mit dem Mikroskop.Nachdem Sie die Beleuchtungs-LED eingeschaltet haben, passen Sie die horizontale Position der Fliege an, um die Mitte der Pseudopupille auszurichten. Ändern Sie dann die vertikale Position der Pseudopupille mit der rotierenden Schraube des Halters, so dass die tiefe Pseudopupille auf Höhe der Höhenachse in den Fokus gebracht wird. Als nächstes kleiden Sie die tiefe Pseudopupille in Bezug auf die Azimut- und Höhenachse aus, indem Sie sie im Sichtfeld zentrieren.Wenn das Setup fertig ist, wechseln Sie die Ansicht zu der am Mikroskop montierten Digitalkamera und führen Sie die Softwareinitialisierung des Grace Systems aus, einschließlich der Initialisierung der Motorsteuerungen und des Arduino LED-Controllers. Öffnen Sie dazu MATLAB Version 2020a oder höher und führen Sie das MATLAB-Skript aus. Bestätigen Sie auf dem Computerbildschirm, dass sich die Pseudopupille der Fliege in der Mitte des projizierten Bildes befindet.Verwenden Sie den Joystick der Z-Achse, um den Fokus auf das Niveau der Hornhaut-Pseudopupille zu bringen. Sobald der Fokus ausgerichtet ist, führen Sie den Autofokusalgorithmus aus, um ein scharfes Bild auf Hornhautebene zu erhalten. Stellen Sie dann den Fokus auf die tiefe Pseudopupillenebene zurück, indem Sie den motorisierten Z-Achsentisch einstellen.Speichern Sie den Abstand zwischen der tiefen Pseudopupille und der Hornhautpseudopupille. Als nächstes verfeinern Sie die Pseudopupillenzentrierung mit dem automatischen Zentrieralgorithmus, gefolgt von der Wiederherstellung des Fokus auf die Pseudopupillenebene der Hornhaut. Führen Sie den Autofokussierungsalgorithmus erneut aus, und schalten Sie die motorisierten Stufen an ihren aktuellen Positionen auf Null.Führen Sie beim Scannen des Auges den Scanalgorithmus aus, um die Augenbilder entlang der Flugbahnen in Fünf-Grad-Schritten abzutasten, während Sie die Algorithmen für die automatische Zentrierung und Autofokussierung ausführen. Schalten Sie nach der Probenahme die LED und die Motorsteuerung aus. Verarbeiten Sie die Bilder später, indem Sie die Bildverarbeitungsalgorithmen anwenden.Bei der Untersuchung der Optik des Fliegenauges zeigt das Bild auf Augenoberfläche die Facettenreflexionen und die Pigmentgranulatreflexion im aktivierten Zustand. Das auf der Ebene des Zentrums der Augenkrümmung aufgenommene Bild veranschaulichte die Reflexion der Anordnung der Photorezeptorzellen in einem trapezförmigen Muster mit ihren distalen Enden, die etwa auf der Brennebene der Facettenlinsen positioniert waren. Zwei aufeinanderfolgende Bilder wurden korreliert, um eine Verschiebung in der Übersetzung des Facettenmusters zu bestimmen.Ein Bild, das während eines Scans über das Auge aufgenommen wurde, wird mit den Facettenschwerpunkten gezeigt. Nach einer azimutalen Drehung von fünf Grad ist hier das nachfolgende Bild abgebildet. Das Schwerpunktverfahren konnte nicht alle Facetten identifizieren.Ein geringer lokaler Reflexionsgrad, der durch geringfügige Oberflächenunregelmäßigkeiten oder Staubspezifikationen verursacht wurde, führte zu fehlerhaften Schwerpunkten. Der Fehler wurde durch die Berechnung einer schnellen Fourier-Transformation behoben. Der erste Ring von Harmonischen definiert drei Orientierungen, die durch die blaue, rote und grüne Linie gekennzeichnet sind.Die inverse Transformation der Oberschwingungen entlang der drei Orientierungen ergab die grauen Bänder. Das rechte Auge einer Stubenfliege wurde in 24 Schritten von der Stirnseite zur Seitenseite gescannt. Das Bild zeigt den Zusammenbau der Facetten als Voronoi-Diagramm.Zu Beginn des Scannens sollte besonderes Augenmerk auf die Einstellung der tiefen Pseudopupille des Fliegenauges im Rotationszentrum des goniometrischen Systems gelegt werden. Hier wenden wir die Epi-Beleuchtungsmikroskopie an. Diese Methode kann direkt auf die Fluoreszenzmikroskopie ausgedehnt werden, um Insekten zu untersuchen, die keine reflektierende Pseudopupille haben.Quantitatives Wissen über die Verteilung der visuellen Achsen eines Auges ermöglicht es zu verstehen, wie Physiosysteme für bestimmte Aufgaben wie Jagd, Paarung oder Erkennung von Raubtieren optimiert sind.

Research

JoVE Journal

Biology

Testing Visual Sensitivity to the Speed and Direction of Motion in Lizards

Testen visueller Sensibilität für die Geschwindigkeit und Richtung der Bewegung in Lizards

Testing visual sensitivity in any species provides basic information regarding behaviour, evolution, and ecology. However, testing specific features of ...

Forschung

Biologie

Dissecting the Non-human Primate Brain in Stereotaxic Space

Grundlagen zur nicht-menschlichen Primaten Brain in stereotaktischen Raum

The use of non-human primates provides an excellent translational model for our understanding of developmental and aging processes in humans1-6. In ...

Semi-automated Optical Heartbeat Analysis of Small Hearts

Semi-automatische optische Heartbeat-Analyse von kleinen Herzen

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Using the optokinetic response to study visual function of zebrafish

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Design und Analyse des Temperaturpräferenzverhaltens und seines circadianen Rhythmus in Drosophila

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Capture Compound Mass Spectrometry - A Powerful Tool to Identify Novel c-di-GMP Effector Proteins

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Laser capture microdissection (LCM) has allowed gene expression analysis of single cells and enriched cell populations in tissue sections. LCM is a great ...

Measuring the Confluence of iPSCs Using an Automated Imaging System

Messung des Zusammenflusses von iPSCs mit einem automatisierten Bildgebungssystem.

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